Summary

рерио<em> В Ситу</em> Спинной мозг Подготовка к Электрофизиологическим записям из спинномозговых сенсорных и двигательных нейронов

Published: April 18, 2017
doi:

Summary

Эта рукопись описывает методы электрофизиологических записей из спинномозговых нейронов полосатого данио эмбрионов и личинок. Препарат содержит нейроны на месте и часто включает в себя минимальное рассечение. Эти методы позволяют электрофизиологическому исследование различных нейронов спинного мозга, от первоначального приобретения электрической возбудимости через ранние личиночные стадии.

Abstract

Рерио, впервые представлена ​​в качестве модели развития, завоевал популярность во многих других областях. Легкость выращивания большого количества быстро развивающиеся организмы, в сочетании с эмбриональной оптической прозрачностью, служила в качестве исходных убедительных признаков этой модели. За последние два десятилетия, успех этой модели дальнейшего движения его аменабельностью крупномасштабных мутагенеза экранов и легкостью трансгеноза. Совсем недавно, генные редактирования подходы расширили мощность модели.

Для нейроразвития исследований, данио эмбриона и личинки представляют собой модель, в которой может быть применено несколько методов. Здесь мы сосредоточимся на методах, которые позволяют исследование существенного свойства нейронов, электрической возбудимость. Наша подготовка к электрофизиологическому исследованию данио нейронов спинного мозга предполагает использование ветеринара шовного клея, чтобы обеспечить подготовку к записи камере. Альтернативные способы записииз эмбрионов данио и личинок включают прикрепление препарата к камере с помощью тонкой вольфрамовой штифт 1, 2, 3, 4, 5. Вольфрамовый контактный наиболее часто используется для монтажа препарат в боковой ориентации, хотя она была использована для установки личинки спинной стороной вверх 4. Шовный клей используется для установки эмбрионов и личинок в обоих направлениях. Используя клей, минимальная диссекция может быть выполнена, обеспечивая доступ к нейронам спинного мозгу без использования ферментативной обработки, тем самого избегая любое полученное повреждение. Однако, для личинок, необходимо применять краткую ферментативную обработку для удаления мышечной ткани, окружающей спинной мозг. Методы, описанные здесь, были использованы для изучения внутренних электрических свойств моторных нейронов, интернейронов и сенсорных нейронов в несколько девелопментел ступеней 6, 7, 8, 9.

Introduction

Джордж Стрейзингер вел использование Danio rerio, широко известное как данио, в качестве модельной системы для генетического анализа развития позвоночных 10. Модель предлагает несколько преимуществ, включая: (1) относительно простое и недорогое животноводство; (2) внешнее оплодотворение, обеспечивает легкий доступ к эмбрионам из самых ранних стадий развития; и (3) прозрачный эмбриона, что позволяет прямые и повторные наблюдения клеток, тканей и органов, как они образуют.

В течение последующих десятилетий несколько достижений дальнейшего увеличения мощности данио модели. В частности, передние генетические экраны и усилия секвенирования целого генома играет ключевую роль в идентификации мутаций и генов , имеющих решающее значение для многих процессов развития 11, 12, 13, 14,«> 15, способов клонирования 16. Шлюз позволили рутинное применение трансгенных подходов 17, 18. Последние достижения в области редактирования генома, на примере активатора транскрипции типа (Таленс) и кластерные регулярно interspaced короткие палиндромные повторы (CRISPR) -Cas9 нуклеазы, позволяют целевой введение мутаций, а также выбивания и забивные подходы 19, 20, 21, 22. в совокупности эти методы делают данио мощной моделью для изучения генетических механизмов , лежащих в основе конкретных форм поведения и нескольких заболеваний человека 23, 24, 25, 26, 27.

Эта работа сосредоточена на разработкепсихическая регуляция и роль электрической активности нейронов развития. Основное внимание на спинной мозг, для которых данио модель обеспечивает ряд преимуществ. Во-первых, это относительно легко получить доступ к данио на эмбриональных и личиночных стадий; Таким образом, можно изучать функции спинного мозга во время стадий развития , которые имеют меньше нейронов и более простой схемы 28, 29. Кроме того, данио спинной мозг имеет разнообразный набор нейронов, похожими на других позвоночных, как продемонстрировано характерных и отличительных форм транскрипционных факторов 30, 31, 32, 33, 34, 35.

Большинство исследований в данио, которые направлены, чтобы раскрыть механизмы, лежащие в основе функции спинного мозга цепей, особенноте , которые поддерживают двигательную, по понятным причинам сосредоточены на личиночной стадии 36, 37, 38, 39, 40, 41, 42, 43. Тем не менее, многие из нейронов , которые образуют спинномозговые локомотивных сети инициировать их дифференциации на ранних эмбриональных стадиях, ~ 9-10 ч после оплодотворения (HPF) 44, 45, 46, 47, 48, 49, 50, 51. В связи с этим, пониманием того, как морфологические и электрические свойства нейронов спинного мозга возникают и изменения между эмбриональными и личиночными стадиями важно для OveraLL понимание формирования опорно-двигательного аппарата и схемы функции.

Методы рассечение, описанные здесь, позволяют патч зажим записи из нейронов спинного мозга и были успешно применены на эмбриональной стадии (~ 17-48 HPF) и личиночной стадии (~ 3-7 дней после оплодотворения [денье]). Такой подход ограничивает количество рассечения, необходимое для обеспечения доступа к нейронам интереса. Протокол отличается от большинства других опубликованных методов для записи с данио нейронов спинного мозга в этом ветеринаром шовного клея используется, а не тонкой вольфрамовой штифта, чтобы прикрепить эмбрион или личинку к записи камеры. Наличие двух различных подходов (например, шовный клей по сравнению с вольфрамовым штырем) для крепления данио эмбрионов или личинок для электрофизиологического анализа обеспечивает исследователь с альтернативными вариантами для достижения своих конкретных экспериментальных целей.

Во-первых, процедуры доступа и записи из поп-музыки авляет первичных сенсорных нейронов, Rohon-Beard клетки, описаны. Клеточные тела этих нейронов лежат в спинном спинном мозге. Rohon-Борода клетка существует в многочисленных видах позвоночных, дифференцируется на ранних стадии развития, и лежит в основе эмбрионального ответа сенсорного 6, 44, 47, 48.

Во-вторых, процедуры доступа и записи с спинальных мотонейронов детализированы. Рыбок данио спинальные двигательные нейроны возникают в течение двух волн нейрогенеза. В ранее рожденных первичных моторных нейронах возникают в конце гаструляции (~ 9-16 HPF), только с 3-4 первичными двигательными нейронами , присутствующими в hemisegment 45, 46, 49. В противоположность этому, позже родилась популяция вторичных двигательных нейронов является более многочисленны и возникает в течение длительного периода времени, начиная с ~ 14 HPFэф "> 45, 50. Вторичный двигательный нейрон генез в сегментах среднего ствола в основном завершен на 51 HPF 50. Вторичные моторные нейроны считаются аналогом моторных нейронов в амниотых 46. Интересно, что супраспинальные нейроны, с помощью допамина, регулируют передвижение в личинке и вторичные двигательный нейрон генезе у зародыша и молодой личинка 50, 51. первичные и вторичные моторные нейроны каждый из которых содержит несколько различных подтипов. Каждые первичных двигательные нейроны подтипов проекты периферийных аксонов , которые иннервируют характерную группа мышц, что приводят к стереотипному, идентификации аксонов траектории. Как правило, вторичные моторные нейроны следовать аксонального пути, ранее установленных первичных двигательных нейронов. Таким образом, по отношению к аксонов траекторий, первичные и вторичные моторные нейроны сходны, за исключением того, что толщина и аксонов somata размер Aснова больше для первичных двигательных нейронов 45.

В-третьих, методы записи из нескольких типов интернейронов обсуждаются. Тем не менее, в этих случаях, ограниченное количество удаления других клеток спинного мозга требуется, и, следовательно, спинной мозг менее нетронутый, чем для записей из клеток Rohon-Beard или моторных нейронов.

Protocol

Все процедуры на животных были утверждены уход и использование комитетом Институциональных животных путем (IACUC, Бюро лабораторных животных ресурсов, Университет Колорадо Anschutz Medical Campus). 1. рерио Husbandry Повысить и поддерживать взрослые данио (Danio rerio) на 28,5 ° С на / …

Representative Results

Мы успешно записаны с Rohon-Beard нейронов в 17 HPF эмбрионов через 7 денье личинок (рис 5А и 5В). Когда клетки Rohon-Beard были записаны, препарат был установлен спинной стороной вверх. Такое крепление обеспечивает возможность однозначной идентификации клеток Rohon-B…

Discussion

Методы, описанные здесь, позволяют электрической и морфологической характеристике сенсорных и моторных нейронов эмбрионов данио после минимального рассечения спинного мозга. Нейроны оставались здоровыми в течение не менее 1 ч, срок наложенного на этих записях. Нейроны были записаны ?…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Эта работа была поддержана грантами NIH (F32 NS059120 к RLM и R01NS25217 и P30NS048154 к ABR).

Materials

Vacuum filter/Storage bottle, 0.22 mm pore Corning 431096
Syringe filter 0.2 mm Whatman 6780-2502
Tricaine Sigma A-5040 Ethyl 3-aminobenzoate methanesulfonate salt 
a-bugarotoxin Tocris 11032-79-4
Tetrodotoxin Tocris 4368-28-9
Alexa-549 hydrazine salt Molecular Probes A-10438 fluorescent dye
Spin-X centrifuge tube filter Corning 8161
Glass microscope slide Fisher 12-550C
Sylgard silicone elastomer kit Dow Corning 184 silicone elastomer
Petri dishes Falcon 351029
Borosilicate glass capillaries Harvard Apparatus 30-0038 inner and outer diameters of 0.78 and 1.0 mm (thin walled glass capillaries)
Borosilicate glass capillaries Drummond Scientific 1-000-1000-100 inner and outer diameters of 1.13 and 1.55 mm (thick walled glass capillaries)
Miniature barbed polypropylene fitting  Cole-Palmer 6365-90
Vetbond tissue adhesive  3M 1469SB
Collagenase XI Sigma C7657
Microelectrode puller Sutter Instruments  Model P-97 
Amplifier Molecular Devices Axopatch 200B
Head stage Molecular Devices CV203BU
Motorized micromanipulator   Sutter Instruments MP-285
Tygon tubing Fisher 14-169-1B ID 1/16 IN, OD 1/8 IN and WALL 1/32 IN (flexible laboratory tubing)
Electrode holder Molecular Devices 1-HC-U
Pharmaseal Three-Way Stopcocks  Baxter K75
Digitizer Axon Instruments Digidata 1440A
Inverted microscope  Zeiss Axioskop2 FS plus
40x/0.80w Achroplan objective Zeiss
Data acquisition and analysis software  Axon Instruments PClamp 10 – Clampex and Clampfit 
Micropipette puller Sutter Instruments Model P-97
Name Company Catalog Number Comments
Dissection and Recording Solutions(in mM)
All solutions, except the intracellular, are stable for ~ 2 – 3 months when filtered (0.22 mm filter cups) and stored at room temperature (RT).
The intracellular solution is filtered (0.2 mm syringe filters) and stored frozen (-20°C) in small aliquots that are individually thawed on the day of use. 
Dissection/Ringer’s solution 145 NaCl, 3 KCl, 1.8 CaCl2.2H2O, 10 HEPES; pH 7.4 (with NaOH)
Pipette (intracellular) recording solution 135 KCl, 10 EGTA-acid, 10 HEPES; pH 7.4 (with KOH).
Bath (extracellular) recording solution/voltage and current-clamp 125 NaCl, 2 KCl, 10 CaCl2.2H2O, 5 HEPES; pH 7.4 (with NaOH).
Alexa-594 hydrazine salt stock solution.  Prepare a 13.2 mM stock in ddH2O, aliquot (~ 100 µl) and store at -20°C. For use, dilute the stock solutiond 132 fold with pipette solution to a final concentration of 100 mM. After dilution, filter the Alexa-594 containing pipette solution  with a centrifuge tube filter.
Name Company Catalog Number Comments
Immobilizing agents
0.4 % ethyl 3-aminobenzoate methanesulfonate salt (Tricaine) Prepare a 0.4% stock solution in 0.2M Tris, pH9 (0.4 g Tricaine/100 ml 0.2 M Tris
Adjust pH to 7 with NaOH and store at -20°C.
For use, dilute the stock solution ~ 25 fold in embryo media
250 μM α-bungarotoxin Prepare a 250 μM stock in ddH2O (1 mg/500 μl), prepare 100 µl aliquots, and sotre at -20°C.
For use, dilute 2,500-fold with extracellular solution to a final concentration of 100 nM.
1 mM Tetrodotoxin Prepare a 1 mM stock in ddH2O (1 mg/3 ml), prepare 100 µl aliquots, and sotre at -20°C.
For use, dilute 2,000-fold with extracellular solution to a final concentration of 500 nM.

Referências

  1. Drapeau, P., Ali, D. W., Buss, R. R., Saint-Amant, L. In vivo recording from identifiable neurons of the locomotor network in the developing zebrafish. J Neurosci Methods. 88 (1), 1-13 (1999).
  2. Drapeau, P., Saint-Amant, L., Buss, R. R., Chong, M., McDearmid, J. R., Brustein, E. Development of the locomotor network in zebrafish. Prog Neurobiol. 68 (2), 85-111 (2002).
  3. Saint-Amant, L., Drapeau, P. Whole cell patch-clamp recordings from identified spinal neurons in the zebrafish embryo. Methods Cell Sci. 25, 59-64 (2003).
  4. Masino, M. A., Fetcho, J. R. Fictive Swimming Motor Patterns in Wild Type and Mutant Larval Zebrafish. J Neurophysiol. 93 (6), 3177-3188 (2005).
  5. Wen, H., Brehm, P. Paired motor neuron-muscle recordings in zebrafish test the receptor blockade model for shaping synaptic current. J Neurosci. 25 (35), 8104-8111 (2005).
  6. Ribera, A. B., Nüsslein-Volhard, C. Zebrafish Touch-Insensitive Mutants Reveal an Essential Role for the Developmental Regulation of Sodium Current. J Neurosci. 18, 9181-9191 (1998).
  7. Pineda, R. H., Heiser, R. A., Ribera, A. B. Developmental, molecular, and genetic dissection of INa in vivo in embryonic zebrafish sensory neurons. J Neurophysiol. 93, 3582-3593 (2005).
  8. Moreno, R. L., Ribera, A. B. Zebrafish motor neuron subtypes differ electrically prior to axonal outgrowth. J Neurophysiol. 102, 2477-2484 (2009).
  9. Moreno, R. L., Ribera, A. B. Spinal neurons require Islet1 for subtype-specific differentiation of electrical excitability. Neural Dev. 9 (1), 19 (2014).
  10. Streisinger, G., Walker, C., Dower, N., Knauber, D., Singer, F. Production of clones of homozygous diploid zebra fish (Brachydanio rerio). Nature. 291 (5813), 293-296 (1981).
  11. Driever, W., et al. A genetic screen for mutations affecting embryogenesis in zebrafish. Development. 123, 37-46 (1996).
  12. Haffter, P., et al. The identification of genes with unique and essential functions in the development of the zebrafish, Danio rerio. Development. 123, 1-36 (1996).
  13. Vogel, G. Genomics: Sanger will sequence zebrafish genome. Science. 290 (5497), 1671 (2000).
  14. Patton, E. E., Zon, L. I. The art and design of genetic screens: zebrafish. Nature Reviews Genetics. 2 (12), 956-966 (2001).
  15. Lawson, N. D., Wolfe, S. A. Forward and reverse genetic approaches for the analysis of vertebrate development in the zebrafish. Dev Cell. 21 (1), 48-64 (2011).
  16. Yates, A., et al. Ensembl. Nucleic Acids Res. 44 (D1), D710-D716 (2016).
  17. Kawakami, K. Transgenesis and gene trap methods in zebrafish by using the Tol2 transposable element. Methods Cell Biol. 77, 201-222 (2004).
  18. Kwan, K. M., et al. The Tol2kit: a multisite gateway-based construction kit for Tol2 transposon transgenesis constructs. Dev Dyn. 236 (11), 3088-3099 (2007).
  19. Huang, P., Xiao, A., Zhou, M., Zhu, Z., Lin, S., Zhang, B. Heritable gene targeting in zebrafish using customized TALENs. Nat Biotechnol. 29, 699-700 (2011).
  20. Sander, J. D., et al. Targeted gene disruption in somatic zebrafish cells using engineered TALENs. Nat Biotechnol. 29 (8), 697-698 (2011).
  21. Chang, N., et al. Genome editing with RNA-guided Cas9 nuclease in zebrafish embryos. Cell Res. 23 (4), 465-472 (2013).
  22. Hwang, W. Y., et al. Efficient genome editing in zebrafish using a CRISPR-Cas system. Nat Biotechnol. 31 (3), 227-229 (2013).
  23. Lieschke, G. J., Currie, P. D. Animal models of human disease: zebrafish swim into view. Nature Rev Genet. 8 (5), 353-367 (2007).
  24. Levin, E. D., Cerutti, D. T., Buccafusco, J. J. Behavioral neuroscience of zebrafish. Methods of behavior analysis in neuroscience. , (2009).
  25. Stewart, A., Gaikwad, S., Kyzar, E., Green, J., Roth, A., Kalueff, A. Modeling anxiety using adult zebrafish: A conceptual review. Neuropharmacology. 62, 135-143 (2012).
  26. Mushtaq, M. Y., Verpoorte, R., Kim, H. K. Zebrafish as a model for systems biology. Biotechnol Genet Eng Rev. 29 (2), 187-205 (2013).
  27. Phillips, J. B., Westerfield, M. Zebrafish models in translational research: tipping the scales toward advancements in human health. Dis Model Mech. 7 (7), 739-743 (2014).
  28. Weis, J. S. Analysis of the development of nervous system of the zebrafish, Brachydanio rerio. I. The normal morphology and development of the spinal cord and ganglia of the zebrafish. J Embryol Exp Morphol. 19 (2), 109-119 (1968).
  29. Bernhardt, R. R., Chitnis, A. B., Lindamer, L., Kuwada, J. Y. Identification of spinal neurons in the embryonic and larval zebrafish. J Comp Neurol. 302 (3), 603-616 (1990).
  30. Tsuchida, T., et al. Topographic organization of embryonic motor neurons defined by expression of LIM homeobox genes. Cell. 79 (6), 957-970 (1994).
  31. Guillemot, F. Spatial and temporal specification of neural fates by transcription factor codes. Development. 134, 3771-3780 (2007).
  32. Goulding, M. Circuits controlling vertebrate locomotion: Moving in a new direction. Nat Rev Neurosci. 10, 507-518 (2009).
  33. Fetcho, J. R., McLean, D. L. Some principles of organization of spinal neurons underlying locomotion in zebrafish and their implications. Ann N Y Acad Sci. 1198, 94-104 (2010).
  34. Del Barrio, M. G., et al. A transcription factor code defines nine sensory interneuron subtypes in the mechanosensory area of the spinal cord. PLoS One. 8 (11), (2013).
  35. Satou, C., Kimura, Y., Hirata, H., Suster, M. L., Kawakami, K., Higashijima, S. Transgenic tools to characterize neuronal properties of discrete populations of zebrafish neurons. Development. 140 (18), 3927-3931 (2013).
  36. McLean, D. L., Fan, J., Higashijima, S., Hale, M. E., Fetcho, J. R. A topographic map of recruitment in spinal cord. Nature. 446, 71-75 (2007).
  37. McLean, D. L., Masino, M. A., Koh, I. Y., Lindquist, W. B., Fetcho, J. R. Continuous shifts in the active set of spinal interneurons during changes in locomotor speed. Nat. Neurosci. 11, 1419-1429 (2008).
  38. McLean, D. L., Fetcho, J. R. Spinal interneurons differentiate sequentially from those driving the fastest swimming movements in larval zebrafish to those driving the slowest ones. J. Neurosci. 29, 13566-13577 (2009).
  39. Ampatzis, K., Song, J., Ausborn, J., El Manira, A. Separate microcircuit modules of distinct V2a interneurons and motoneurons control the speed of locomotion. Neuron. 83, 934-943 (2014).
  40. Ljunggren, E. E., Haupt, S., Ausborn, J., Ampatzis, K., El Manira, A. Optogenetic activation of excitatory premotor interneurons is sufficient to generate coordinated locomotor activity in larval zebrafish. J. Neurosci. 34, 134-139 (2014).
  41. Menelaou, E., VanDunk, C., McLean, D. L. Differences in the morphology of spinal V2a neurons reflect their recruitment order during swimming in larval zebrafish. J Comp Neurol. 522, 1232-1248 (2014).
  42. Hubbard, J. M., et al. Intraspinal Sensory Neurons Provide Powerful Inhibition to Motor Circuits Ensuring Postural Control during Locomotion. Curr Biol. 26 (21), 2841-2853 (2016).
  43. Song, J., Ampatzis, K., Björnfors, E. R., El Manira, A. Motor neurons control locomotor circuit function retrogradely via gap junctions. Nature. 529 (7586), 399-402 (2016).
  44. Lamborghini, J. E. Rohon-beard cells and other large neurons in Xenopus embryos originate during gastrulation. J. Comp. Neurol. 189, 323-333 (1980).
  45. Myers, P. Z., Eisen, J. S., Westerfield, M. Development and axonal outgrowth of identified motoneurons in the zebrafish. J Neurosci. 6, 2278-2289 (1986).
  46. Kimmel, C. B., Westerfield, M., Edelman, G. M., Gall, W. E., Cowan, W. M. Primary neurons of the zebrafish. Signals and Sense: Local and Global Order in Perceptual Maps. , 561-588 (1990).
  47. Metcalfe, W. K., Myers, P. Z., Trevarrow, B., Bass, M. B., Kimmel, C. B. Primary neurons that express the L2/HNK-1 carbohydrate during early development in the zebrafish. Development. 110 (2), 491-504 (1990).
  48. Rossi, C. C., Kaji, T., Artinger, K. B. Transcriptional control of Rohon-Beard sensory neuron development at the neural plate border. Dev Dyn. 238, 931-943 (2009).
  49. Lewis, K. E., Eisen, J. S. From cells to circuits: development of the zebrafish spinal cord. Progress in Neurobiology. 69 (6), 419-449 (2003).
  50. Reimer, M. M., et al. Dopamine from the brain promotes spinal motor neuron generation during development and adult regeneration. Dev Cell. 25 (5), 478-491 (2013).
  51. Lambert, A. M., Bonkowsky, J. L., Masino, M. A. The conserved dopaminergic diencephalospinal tract mediates vertebrate locomotor development in zebrafish larvae. J Neurosci. 32 (39), 13488-13500 (2012).
  52. Westerfield, M. . The zebrafish book. A guide for the laboratory use of zebrafish (Danio rerio). , (1995).
  53. Oesterle, A. . Pipette Cookbook 2015 P-97 & P-1000 Micropipette pullers. , (2015).
  54. Spitzer, N. C. The ionic basis of the resting potential and a slow depolarizing response in Rohon-Beard neurons of Xenopus tadpoles. J Physiol. 255 (1), 105-135 (1976).
  55. Higashijima, S., Hotta, Y., Okamoto, H. Visualization of cranial motor neurons in live transgenic zebrafish expressing green fluorescent protein under the control of the islet-1 promoter/enhancer. J Neurosci. 20, 206-218 (2000).
  56. Blader, P., Plessy, C., Strahle, U. Multiple regulatory elements with spatially and temporally distinct activities control neurogenin1 expression in primary neurons of the zebrafish embryo. Mech Dev. 120, 211-218 (2003).
  57. Palanca, A. M., et al. New transgenic reporters identify somatosensory neuron subtypes in larval zebrafish. Dev Neurobiol. 73, 152-167 (2013).
  58. Flanagan-Street, H., Fox, M. A., Meyer, D., Sanes, J. R. Neuromuscular synapses can form in vivo by incorporation of initially aneural postsynaptic specializations. Development. 132, 4471-4481 (2005).
  59. Arkhipova, V., Wendik, B., Devos, N., Ek, O., Peers, B., Meyer, D. Characterization and regulation of the hb9/mnx1 beta-cell progenitor specific enhancer in zebrafish. Dev Biol. 365, 290-302 (2012).
  60. Balciunas, D., Davidson, A. E., Sivasubbu, S., Hermanson, S. B., Welle, Z., Ekker, S. C. Enhancer trapping in zebrafish using the Sleeping Beauty transposon. BMC Genomics. 5 (1), 62 (2004).
  61. Meng, A., Tang, H., Ong, B. A., Farrell, M. J., Lin, S. Promoter analysis in living zebrafish embryos identifies a cis-acting motif required for neuronal expression of GATA-2. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 94, 6267-6272 (1997).
  62. Menelaou, E., McLean, D. L. A gradient in endogenous rhythmicity and oscillatory drive matches recruitment order in an axial motor pool. J Neurosci. 32, 10925-10939 (2012).
  63. Rohrbough, J., Pinto, S., Mihalek, R. M., Tully, T., Broadie, K. latheo, a Drosophila gene involved in learning, regulates functional synaptic plasticity. Neuron. 23 (1), 55-70 (1999).
  64. McKeown, K. A., Moreno, R., Hall, V. L., Ribera, A. B., Downes, G. B. Disruption of Eaat2b, a glutamate transporter, results in abnormal motor behaviors in developing zebrafish. Dev Biol. 362 (2), 162-171 (2012).
  65. Carmean, V., et al. pigk mutation underlies macho behavior and affects Rohon-Beard cell excitability. J Neurophysiol. 114 (2), 1146-1157 (2015).
check_url/pt/55507?article_type=t

Play Video

Citar este artigo
Moreno, R. L., Josey, M., Ribera, A. B. Zebrafish In Situ Spinal Cord Preparation for Electrophysiological Recordings from Spinal Sensory and Motor Neurons. J. Vis. Exp. (122), e55507, doi:10.3791/55507 (2017).

View Video