Summary

Generation av iPSC härledda mänskliga hjärnan Organoids till modell Tidig nervsystemets sjukdomar

Published: April 14, 2017
doi:

Summary

Modeling human brain development has been hindered due to the unprecedented complexity of neural epithelial tissue. Here, a method for the robust generation of brain organoids to delineate early events of human brain development and to model microcephaly in vitro is described.

Abstract

The restricted availability of suitable in vitro models that can reliably represent complex human brain development is a significant bottleneck that limits the translation of basic brain research into clinical application. While induced pluripotent stem cells (iPSCs) have replaced the ethically questionable human embryonic stem cells, iPSC-based neuronal differentiation studies remain descriptive at the cellular level but fail to adequately provide the details that could be derived from a complex, 3D human brain tissue.

This gap is now filled through the application of iPSC-derived, 3D brain organoids, “Brains in a dish,” that model many features of complex human brain development. Here, a method for generating iPSC-derived, 3D brain organoids is described. The organoids can help with modeling autosomal recessive primary microcephaly (MCPH), a rare human neurodevelopmental disorder. A widely accepted explanation for the brain malformation in MCPH is a depletion of the neural stem cell pool during the early stages of human brain development, a developmental defect that is difficult to recreate or prove in vitro.

To study MCPH, we generated iPSCs from patient-derived fibroblasts carrying a mutation in the centrosomal protein CPAP. By analyzing the ventricular zone of microcephaly 3D brain organoids, we showed the premature differentiation of neural progenitors. These 3D brain organoids are a powerful in vitro system that will be instrumental in modeling congenital brain disorders induced by neurotoxic chemicals, neurotrophic viral infections, or inherited genetic mutations.

Introduction

Mänskliga nervsjukdomar, såsom mikrocefali, bara kan vara dåligt studerats i djurmodeller på grund av det faktum att mänskliga hjärnor har en utökad kortikala ytan, en unik funktion som skiljer sig från icke-mänskliga djur.

Denna aspekt gör mänsklig hjärnans utveckling en komplex process som inte i tillräcklig utsträckning kan studeras i en 2D, in vitro cellodlingssystem. Emerging 3D kulturtekniker tillåter generering av vävnadsliknande organoids från inducerade pluripotenta stamceller (iPSCs). In vitro differentiering av pluripotenta stamceller i en 3D-suspensionskultur medger bildning av olika celltyper i tid och region-specifikt sätt, vilket ger upphov till en organiserad, skiktad vävnad 1, 2, 3. Tack vare laboratorier som banade väg 3D odlingstekniker och avmystifierad komplexiteten av organbildning, med utgångspunkt från stamceller,vi utvecklat en robust metod för att generera hjärn organoids att avgränsa tidiga händelser av mänsklig hjärnans utveckling och att modellera mikrocefali in vitro 1, 2, 3. Det är anmärkningsvärt att vi anpassat den ursprungliga metod som utvecklats av Lancaster et al. att generera cerebrala organoids 1. Denna metod modifierades enligt våra experimentella krav.

Syftet med en studie från Gabriel et al. var att analysera de cellulära och molekylära mekanismer för neural stamcell underhåll under hjärnans utveckling. För att göra detta genomfördes en mekanistisk studie utförd genom att analysera neurala progenitorceller (NPC) i 3D hjärn organoids härledda från en mikrocefali patienten 4. Denna patient genom en mutation i CPAP, en konserverad centrosomal protein som krävs för centrosom biogenes 5. En allmänt accepterad hypotes är att mikrocefali är resultatet av en utarmning av NPC pool, och detta kan bero antingen på celldöd eller till för tidig differentiering 1, 6, 7, 8, 9.

Genom att analysera de ventrikulära zoner (VZs) av mikrocefali hjärn organoids, visades det att ett betydande antal NPC genomgå asymmetrisk celldelning, till skillnad från hjärn organoids härledda från en frisk givare 4. Omfattande mikroskopiska och biokemiska analyser av microcephalic hjärn organoids avslöjade en oväntad roll för CPAP i rätt tid cilier demontering 4. Specifikt, är muterad CPAP associerad med retarderad cilium demontering och fördröjd cellcykel återinträde, vilket leder till för tidig differentiering av NPC 4. Dessa resultat tyder på en roll för cilier i mikrocefali och thEIR engagemang under neurogenes och hjärnstorlek kontroll 10.

Den första delen av detta protokoll är en beskrivning av en trestegsmetod för att generera homogena hjärn organoids. Som tidigare nämnts, var den ursprungliga Lancaster protokollet anpassas och modifieras för att passa vårt syfte en. Först, mänskliga iPSCs odlas i ett definierat matare fritt tillstånd på Engelbreth-Holm-Swarm (EHS) matris. Detta steg undviker variationer av matarberoende pluripotenta stamcellkulturer. I detta protokoll för att induktion av neural differentiering bilda neural epitel börjar direkt från iPSCs. Genom att hoppa över embryoid kropp (EB) bildningssteget, de neurala differentieringsfortskrider i en mer kontrollerad och riktad sätt. Detta tillvägagångssätt begränsar spontan och oriktade bildandet av andra könscellsskikt, såsom mesoderm och endoderm. Genom att tillämpa detta protokoll, kan neurosfärer som innehåller neurala rosetter skördas på dag 5 för EHS matris inbäddning och stationär suspensionsodling. Den organoid medium som används för det tredje steget i våra protokoll kompletteras med dorsomorphin och SB431542. Dorsomorphin är en liten-molekyl hämmare av benmorfogent protein (BMP), och SB431542 hämmar TGFp / aktivin / nodal signalväg. Kombinationen av dessa faktorer skulle kunna främja neural differentiering mer effektivt än retinsyra ensam 11, 12, 13, 14.

Helt och hållet, dessa modifieringar möjliggöra reproducerbar alstring av hjärn organoids, med minimala variationer mellan organoids. Viktigare, var detta förfarande appliceras på robust generera microcephalic hjärn organoids från patientens iPSCs, som bär mutationer i gener som påverkar centrosomer och cellcykel dynamik.

Den andra delen av detta protokoll ger instruktioner för att förbereda brain organoids för analys och tolkning av cellulära defekter i mikrocefali. Detta inkluderar fixering, cryosectioning, immunofluorescerande färgning, och konfokal mikroskopanalys. Detta protokoll kommer att ge läsaren en detaljerad beskrivning av de förväntade resultaten och vägledning för tolkning.

Protocol

1. Generering av Brain Organoids (23 dagar) Inledande av neuroektoderm (5 dagar) OBS: Följande punkter bör beaktas innan differentiering. Omprogrammering metoden (lentiviral-, sendai-virus-, episomal- eller microRNA baserade etc.) för att erhålla humana iPSCs bör helst vara densamma för alla patienter och styra IPSC linjer. Olika omprogrammering kit och instruktioner baserade på publicerade protokoll finns 15, 16…

Representative Results

Genereringen av hjärn organoids kräver minst tre veckors kontinuerlig odling (Figur 1A). För att åstadkomma reproducerbara resultat rekommenderar vi att forskaren dokumenterar varje steg och, viktigare, undviker alla ändringar avseende medelkomponenter, tidpunkter och hanteringscellen. Här ger vi en sammanfattning av hur man ska värdera om kritiska milstolpar uppnås i syfte att erhålla organoids av tillräcklig kvalitet vid slutet av experimentet. Bildandet av n…

Discussion

MCPH är en komplex human neuroutvecklingsstörning som inte kan rekapituleras i djurmodeller in vivo eller i en enkel human cellkultur närmar in vitro. Den kliniska manifestationen av MCPH börjar dyka upp under den första trimestern, när tidig neurogenes börjar. Således 3D hjärn organoids representerar ett pålitligt experimentellt system för att modellera MCPH utveckling. Dessutom 3D mänsklig hjärn organoids är ett idealiskt tillvägagångssätt eftersom i) de tillåter för anpassning av …

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Detta arbete stöddes av Fritz Thyssen Foundation (Az.10.14.2.152). Vi är tacksamma till vävnaden inbäddning anläggningen och mikroskopet kärnanläggningen i CMMC. Vi är tacksamma för de diskussioner och teknisk support som tillhandahålls av medlemmarna i laboratoriet för centrosom och Cytoskeleton Biology. Vi tackar Li Ming Gooi för korrekturläsning manuskriptet.

Materials

Anti-mouse 488 Invitrogen A-11001 Goat anti-Mouse IgG (H+L) Secondary Antibody, Alexa Fluor 488
Anti-rabbit 647 Invitrogen A-21245 Goat anti-Rabbit IgG (H+L) Secondary Antibody, Alexa Fluor 647
Arl13b proteintech 17711-1-AP ARL13B rabbit polyclonal antibody 
CELLSPIN system IBS Integra Bioscience 183001
DAPI Sigma-Aldrich, US 32670 4′,6-Diamidino-2-phenylindole dihydrochloride; multiple suppliers
DMEM/F-12 Gibco, US 31331093 Dulbecco's Modified Eagle Medium: Nutrient Mixture F-12 
Dorsomorphin Sigma-Aldrich, US P5499 Compound C; multiple suppliers
Embedding medium AppliChem A9011, 0100 Mowiol; embedding medium; multiple suppliers
Engelbreth-Holm-Swarm (EHS) matrix Corning 354277 Matrigel hESC-qualified matrix; important: hESC qualified
Fish gelatin  Sigma-Aldrich, US G7765-250ML Gelatin from cold water fish skin; multiple suppliers; autoclave after adding to PBS to dissolve and sterilize, store at 4°C
Glycine AppliChem A1067,1000 Glycine for molecular biology; multiple suppliers 
Inoculation loop with needle, disposable (1 µl) Sigma Aldrich, US BR452201-1000EA multiple suppliers 
Insulin Sigma-Aldrich, US I3536-100MG multiple suppliers
L-glutamine Gibco, US 25030081 L-glutamine (200 mM)
Medium A Stem cell technologies #05850 mTeSR1 (hiPSC medium)
Medium B Stem cell technologies #05835 Neural induction medium (NIM); neural differentiation medium
Medium C Gibco, US 21103049 Neural Basal Medium
MEM Gibco, US 11140035 MEM non-essential amino acids solution (100x)
MycoAlert Mycoplasma Detection Kit Lonza, Switzerland #LT07-218 Mycoplasma detection kit; multiple suppliers
Nestin Novus biologicals NBP1-92717 Nestin mouse monoclonal antibody (4D11)
Paraformaldehyde (PFA) AppliChem A3813, 0500 4% in PBS, store solution at -20°C; caution: wear skin and eye protection and work under hood 
PBS tablets Gibco, US 18912014 See manufacturer´s instructions; multiple suppliers
Penicillin-Streptomycin (10.000 U/ml) Gibco, US 15140122 Multiple suppliers
Poly-L-lysine solution (PLL) Sigma-Aldrich, US P8920-100ML Multiple suppliers
pVim MBL D076-3S Phospho-Vimentin (Ser55) mAb
Reagent A  Stem cell technologies # 05872 Note to Protocol 1.1.1.2; ReLSR (Enzyme-free human ES and iPS cell selection and passaging reagent); please follow manufactorer´s protocol; alternative products from muliple suppliers available
Reagent B  Sigma-Aldrich, US A6964-100ML Accutase solution is an enzymatic solution for single cell dissociation; multiple suppliers; protocol 1.1.2 "enzymatic cell dissociation solution” 
Research Cryostat Leica CM3050 S Leica biosystems CM3050 S Multiple suppliers
SB431542 Selleckchem.com S1067 Multiple suppliers
Spinner flask 250 ml IBS Integra Bioscience 182026
Sucrose AppliChem A4734, 1000 Multiple suppliers
Superfrost ultra plus microscope slides Thermo scientific, US J3800AMNZ Slides should be labeled with a "+" and positively charged
Supplement 1 Gibco, US 17502048 N-2 supplement (100x)
Supplement 2 w/o Vitamin A Gibco, US 12587010 B-27 supplement (50x), minus vitamin A; multiple suppliers
Tissue-Tek Cryomold Sakura, NL 4565 Multiple suppliers
Tissue-Tek O.C.T. compound Sakura, NL 4583 Multiple suppliers
Triton X-100 AppliChem A1388,0500 Multiple suppliers multiple suppliers
TUJ1 Sigma-Aldrich, US T2200 β-Tubulin III (rabbit polyclonal)
TUNEL assay Promega, US G3250 DeadEnd Fluorometric TUNEL system; multiple suppliers
Tween 20 for molecular biology AppliChem A4974,0500 Multiple suppliers
waterproof sheet BEMIS company, inc. PM996 Parafilm “M”; multiple suppliers
Y-27632  Selleckchem.com S1049 ROCK-inhibitor (Y-27632 2HCL); multiple suppliers
β-mercaptoethanol Gibco, US 31350010 2-mercaptoethanol (50 mM); multiple suppliers

Referências

  1. Lancaster, M. A., et al. Cerebral organoids model human brain development and microcephaly. Nature. 501, 373-379 (2013).
  2. Eiraku, M., Sasai, Y. Mouse embryonic stem cell culture for generation of three-dimensional retinal and cortical tissues. Nat Protoc. 7, 69-79 (2012).
  3. Nakano, T., et al. Self-formation of optic cups and storable stratified neural retina from human ESCs. Cell Stem Cell. 10, 771-785 (2012).
  4. Gabriel, E., et al. CPAP promotes timely cilium disassembly to maintain neural progenitor pool. EMBO J. 35 (8), 803-819 (2016).
  5. Al-Dosari, M. S., Shaheen, R., Colak, D., Alkuraya, F. S. Novel CENPJ mutation causes Seckel syndrome. J Med Genet. 47, 411-414 (2010).
  6. Wollnik, B. A common mechanism for microcephaly. Nat Genet. 42, 923-924 (2010).
  7. Thornton, G. K., Woods, C. G. Primary microcephaly: do all roads lead to Rome?. Trends Genet. 25, 501-510 (2009).
  8. Barbelanne, M., Tsang, W. Y. Molecular and cellular basis of autosomal recessive primary microcephaly. Biomed Res Int. 2014, 547986 (2014).
  9. Homem, C. C., Repic, M., Knoblich, J. A. Proliferation control in neural stem and progenitor cells. Nat. Rev. Neurosci. 16, 647-659 (2015).
  10. Gabriel, E., et al. CPAP promotes timely cilium disassembly to maintain neural progenitor pool. EMBO J. 35, 803-819 (2016).
  11. Mak, S. K., et al. Small molecules greatly improve conversion of human-induced pluripotent stem cells to the neuronal lineage. Stem Cells Int. , (2012).
  12. Morizane, A., Doi, D., Kikuchi, T., Nishimura, K., Takahashi, J. Small-molecule inhibitors of bone morphogenic protein and activin/nodal signals promote highly efficient neural induction from human pluripotent stem cells. J. Neurosci. Res. 89, 117-126 (2011).
  13. Shi, Y., Kirwan, P., Livesey, F. J. Directed differentiation of human pluripotent stem cells to cerebral cortex neurons and neural networks. Nat Protoc. 7, 1836-1846 (2012).
  14. Zhou, J., et al. High-efficiency induction of neural conversion in human ESCs and human induced pluripotent stem cells with a single chemical inhibitor of transforming growth factor beta superfamily receptors. Stem Cells. 28, 1741-1750 (2010).
  15. Takahashi, K., et al. Induction of pluripotent stem cells from adult human fibroblasts by defined factors. Cell. 131, 861-872 (2007).
  16. Okita, K., et al. A more efficient method to generate integration-free human iPS cells. Nat Methods. 8, 409-412 (2011).
  17. Yu, J., et al. Human induced pluripotent stem cells free of vector and transgene sequences. Science. 324, 797-801 (2009).
  18. Lieu, P. T., Fontes, A., Vemuri, M. C., Macarthur, C. C. Generation of induced pluripotent stem cells with CytoTune, a non-integrating Sendai virus. Methods Mol. Biol. 997, 45-56 (2013).
  19. Bai, Q., et al. Temporal analysis of genome alterations induced by single-cell passaging in human embryonic stem cells. Stem Cells Dev. 24, 653-662 (2015).
  20. Garitaonandia, I., et al. Increased risk of genetic and epigenetic instability in human embryonic stem cells associated with specific culture conditions. PLoS One. 10, e0118307 (2015).
  21. Ohnuma, K., et al. Enzyme-free passage of human pluripotent stem cells by controlling divalent cations. Sci. Rep. 4, 4646 (2014).
  22. Currle, D. S., Monuki, E. S. Flash freezing and cryosectioning E12.5 mouse brain. J Vis Exp. , (2007).
  23. Yingling, J., et al. Neuroepithelial stem cell proliferation requires LIS1 for precise spindle orientation and symmetric division. Cell. 132, 474-486 (2008).
  24. Rakic, P. A small step for the cell, a giant leap for mankind: a hypothesis of neocortical expansion during evolution. Trends Neurosci. 18, 383-388 (1995).
  25. Hu, B. Y., et al. Neural differentiation of human induced pluripotent stem cells follows developmental principles but with variable potency. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 107, 4335-4340 (2010).
  26. Wilson, P. G., Stice, S. S. Development and differentiation of neural rosettes derived from human embryonic stem cells. Stem Cell Reviews. 2, 67-77 (2006).
  27. Dhara, S. K., Stice, S. L. Neural differentiation of human embryonic stem cells. J. Cell Biochem. 105, 633-640 (2008).
  28. Christie, V. B., et al. Synthesis and evaluation of synthetic retinoid derivatives as inducers of stem cell differentiation. Org Biomol Chem. 6, 3497-3507 (2008).
  29. Kim, D. S., et al. Robust enhancement of neural differentiation from human ES and iPS cells regardless of their innate difference in differentiation propensity. Stem Cell Reviews. 6, 270-281 (2010).
  30. Gabriel, E., et al. Recent Zika Virus Isolates Induce Premature Differentiation of Neural Progenitors in Human Brain Organoids. Cell stem cell. , (2017).
  31. Wu, J., Hunt, S. D., Xue, H., Liu, Y., Darabi, R. Generation and Characterization of a MYF5 Reporter Human iPS Cell Line Using CRISPR/Cas9 Mediated Homologous Recombination. Sci. Rep. 6, 18759 (2016).
  32. Li, H. L., Gee, P., Ishida, K., Hotta, A. Efficient genomic correction methods in human iPS cells using CRISPR-Cas9 system. Methods. 101, 27-35 (2016).
  33. Grobarczyk, B., Franco, B., Hanon, K., Malgrange, B. Generation of Isogenic Human iPS Cell Line Precisely Corrected by Genome Editing Using the CRISPR/Cas9 System. Stem Cell Reviews. 11, 774-787 (2015).
  34. Camp, J. G., et al. Human cerebral organoids recapitulate gene expression programs of fetal neocortex development. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 112, 15672-15677 (2015).
  35. Qian, X., et al. Brain-Region-Specific Organoids Using Mini-bioreactors for Modeling ZIKV Exposure. Cell. 165, 1238-1254 (2016).
  36. Jo, J., et al. Midbrain-like Organoids from Human Pluripotent Stem Cells Contain Functional Dopaminergic and Neuromelanin-Producing Neurons. Cell Stem Cell. 19, 248-257 (2016).
  37. Mariani, J., et al. FOXG1-Dependent Dysregulation of GABA/Glutamate Neuron Differentiation in Autism Spectrum Disorders. Cell. 162, 375-390 (2015).
  38. D’Avanzo, C., et al. Alzheimer’s in 3D culture: challenges and perspectives. Bioessays. 37, 1139-1148 (2015).

Play Video

Citar este artigo
Gabriel, E., Gopalakrishnan, J. Generation of iPSC-derived Human Brain Organoids to Model Early Neurodevelopmental Disorders. J. Vis. Exp. (122), e55372, doi:10.3791/55372 (2017).

View Video