Summary

En utilisant les cultures primaires Neurosphère à étudier primaire Cilia

Published: April 14, 2017
doi:

Summary

Le cil primaire est fondamentalement important dans la prolifération des cellules progénitrices de neurones, la différenciation neuronale et la fonction neuronale adulte. Nous décrivons ici une méthode pour étudier ciliogenèse et la traite des protéines de signalisation dans les cellules à cilia souches / progénitrices de neurones et les neurones différenciés en utilisant des cultures de neurosphères primaires.

Abstract

The primary cilium is fundamentally important for the proliferation of neural stem/progenitor cells and for neuronal differentiation during embryonic, postnatal, and adult life. In addition, most differentiated neurons possess primary cilia that house signaling receptors, such as G-protein-coupled receptors, and signaling molecules, such as adenylyl cyclases. The primary cilium determines the activity of multiple developmental pathways, including the sonic hedgehog pathway during embryonic neuronal development, and also functions in promoting compartmentalized subcellular signaling during adult neuronal function. Unsurprisingly, defects in primary cilium biogenesis and function have been linked to developmental anomalies of the brain, central obesity, and learning and memory deficits. Thus, it is imperative to study primary cilium biogenesis and ciliary trafficking in the context of neural stem/progenitor cells and differentiated neurons. However, culturing methods for primary neurons require considerable expertise and are not amenable to freeze-thaw cycles. In this protocol, we discuss culturing methods for mixed populations of neural stem/progenitor cells using primary neurospheres. The neurosphere-based culturing methods provide the combined benefits of studying primary neural stem/progenitor cells: amenability to multiple passages and freeze-thaw cycles, differentiation potential into neurons/glia, and transfectability. Importantly, we determined that neurosphere-derived neural stem/progenitor cells and differentiated neurons are ciliated in culture and localize signaling molecules relevant to ciliary function in these compartments. Utilizing these cultures, we further describe methods to study ciliogenesis and ciliary trafficking in neural stem/progenitor cells and differentiated neurons. These neurosphere-based methods allow us to study cilia-regulated cellular pathways, including G-protein-coupled receptor and sonic hedgehog signaling, in the context of neural stem/progenitor cells and differentiated neurons.

Introduction

Le cil primaire est un compartiment subcellulaire dynamique basée microtubules qui fonctionne comme une antenne sensorielle dans la coordination des voies de signalisation cellulaires, y compris la voie Hedgehog Sonic (Shh) au cours du développement des neurones embryonnaires 1, 2, et compartimentée signalisation intracellulaire dans la fonction neuronale adulte 3, 4 . Les composants de signalisation de ces voies, telles que le récepteur de Shh Patched 5; l'activateur de la voie Smoothened (Smo) 6; et Gpr161 7, un récepteur (de GPCR) orphelin couplé à la protéine G qui régule négativement la voie Shh, à localiser les franges de façon dynamique. RCPG multiples ont été signalés à localiser au cil dans les neurones dans le cerveau 7, 8, 9, 10 </sup>, 11, 12, 13, 14, 15, 16. Des défauts dans les voies de signalisation et les franges générées ciliées affectent de multiples tissus et sont collectivement connus sous le nom ciliopathies 17, 18, 19. Le spectre de la maladie de ciliopathie comprend souvent des défauts du développement neurologique, tels que des anomalies craniofaciales 20, 21, 22. En outre, les cils primaires dans les neurones hypothalamiques réguler voies centrales de satiété, et les défauts résultent de l'obésité centrale 23, ce qui reflète l' obésité chez ciliopathies syndromiques telles que le syndrome de Bardet Biedel 24. De plus, la signalisation du récepteur de neuropeptide dans cilia régule CENTRal satiété pathways 11, 14. Localisation ciliaire de l' adénylyl cyclase III (ACIII) et GPCR comme récepteur de la somatostatine 3 dans les neurones hippocampiques entraîner de nouveaux défauts de reconnaissance d'objets et des déficits de la mémoire 25, 26 et parallèle à un manque d'intégrité ciliaire 27. Les aspects relatifs au développement de la signalisation générés ciliées sont étroitement liés à l'homéostasie tissulaire; en particulier, les cils sont importants pour la progression des médulloblastomes Shh sous-type provenant de progéniteurs de granulés dans le cervelet 28, 29. Ainsi, cilia primaires jouent un rôle important au cours de l'embryon, post-natale, et le développement des neurones adultes et la fonction.

Les cellules souches neurales (NSC) se trouvent dans la zone sous-ventriculaire (SVZ) du ventricule latéral, la zone sous-granulaire du gyrus denté de l'hippocampe, et lezone ventriculaire du troisième ventricule dans l'hypothalamus chez les mammifères , 30, 31, 32. Sont multipotentes NNC, possèdent la capacité d'auto-renouvellement, et sont importants pour le développement du cerveau et de la médecine régénérative 30. La plupart NNC dans le SVZ sont au repos et possèdent un cil primaire solitaire qui, dans de nombreux cas, s'étend vers le ventricule latéral 33. Les signaux de cil primaire par l' intermédiaire de la localisation des différents récepteurs, induisant des réponses cellulaires en aval, en particulier dans le cadre de Shh, TGFß, et les voies de la tyrosine kinase du récepteur 2, 34, 35, 36. Étant donné que les cils primaires pénètrent dans le ventricule latéral, on suppose que les cils primaires détecter des cytokines dans le liquide céphalorachidien (LCR) pour activer NSCs 37 </sup>. Des études récentes suggèrent que la voie de signalisation de Shh et primaire sont essentiels cilia pour l'activation des cellules souches dans la réparation et la régénération des tissus multiples, y compris l'épithélium olfactif, du poumon et du rein 38, 39, 40, 41. Cependant, les mécanismes par lesquels CSF communique avec NNC et si les cils primaires sont impliqués ne sont pas connus. NNC en culture sont adhérentes ciliés; localiser les composants de voie Shh, tels que Smo et Gpr161 dans les cils; et sont Shh sensible 42. Ainsi, NNC peut servir de système de modèle important pour étudier la voie Shh, le trafic ciliaire, et les voies de différenciation neuronale. De plus, les neurones différenciés de NNC peuvent également être utilisés pour les analyses de trafic ciliaire.

Neurosphères sont constitués par des amas de cellules flottantes provenant de la prolifération des NEURAL souches / cellules progénitrices qui se développent en présence de facteurs de croissance spécifiques et des surfaces non adhésives 43, 44. Neurosphères servent aussi important in vitro des modèles de culture pour étudier souches neurales / cellules souches dans le développement normal et la maladie 31, 45, 46, 47. Nous décrivons ici un dosage à base Neurosphère-pour la culture de souches neurales / cellules souches et de différenciation en neurones / glie. Nous soulignons en particulier la traite des composants de signalisation à cil de souches neurales / cellules souches et les neurones différenciés (figure 1). Par opposition à la culture de neurones primaires, neurosphères primaires sont relativement faciles à la culture, se prêtent à de multiples passages et cycles gel-dégel, et peuvent se différencier en neurones / glie. Il est important, nous avons déterminé que de neurones dérivés Neurosphère-les cellules souches / progénitrices et les neurones différenciés sont ciliés en culture et localiser des molécules de signalisation pertinentes pour la fonction ciliaire dans ces compartiments. méthodes de culture à base de neurosphères peuvent servir de système de modèle idéal pour étudier le trafic de ciliogenèse et ciliaire dans NNC et les neurones différenciés.

Protocol

1. Isolement de Neurosphères de la souris adultes du cerveau Euthanasier une souris adulte (environ 2 mois) par une surdose de isoflurane. Double-vérifier que la souris a cessé de respirer et de disséquer immédiatement après la mort. Avec des ciseaux, faire une incision médiane pour ouvrir le crâne. Retirez le cerveau. Placez le cerveau dans du PBS froid dans un plat de 10 cm sur la glace. Suivre toute la méthode de montage dissection pour obtenir la SVZ du ventricule latéral <su…

Representative Results

Après étalement des cellules de la SVZ dans un milieu NSC pendant une semaine, neurosphères flottants ont été observés (figure 2A). Les dimensions des sphères varient entre 50 et 200 um. Examiner si les sphères ont été dérivées de cellules souches / progénitrices neurales, les neurosphères ont été étalées sur PLL- et laminine revêtement en milieu NSC lamelles pendant 2 jours. Ils ont ensuite été immunocoloration contre le marqueur souches / cellules …

Discussion

Nous décrivons ici une méthode pour générer et maintenir des cultures de neurosphères de SVZ de souris adulte. Quelques points pertinents en ce qui concerne les cultures sont les suivantes. Tout d'abord, les dimensions des sphères sont généralement entre 50-200 um. Dans notre expérience, quand un Neurosphère obtient plus de 300 m de diamètre, a été manqué le meilleur moment pour repiquage. Ces grandes sphères contiennent des cellules mortes dans le noyau. En second lieu, comme neurosphères sont coura…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Work in S.M.’s laboratory is funded by recruitment grants from CPRIT (R1220) and NIH (1R01GM113023-01).

Materials

12 mm round cover glass Fisherbrand 12-545-80 
24 well plate Falcon 353047
4 % paraformaldehyde Affymetrix 19943
50 ml tube Falcon 352098
95 mm X 15 mm petri dish, slippable lid Fisherbrand FB0875714G 10 cm dish
70 µm cell strainer Falcon 352350
Alexa Fluor 488 Affinipure Donkey Anti-Rabbit IgG (H+L) Jackson Immunoresearch 711-545-152 Donkey anti Rabbit, Alexa 488 secondary antibody
Arl13B, Clone N295B/66 Neuromab AB_11000053
B-27 Supplement (50X), serum free ThermoFisher Scientific 17504001 B27
Centrifuge Thermo scientific ST 40R
Cryogenic vial Corning 430488
DAPI Sigma D9542-10MG
Deoxyribonuclease I from bovine pancrease Sigma D5025-15KU Dnase I
Dimethyl sulfoxide Sigma D8418-100ML DMSO
Disposable Vinyl Specimen Molds Sakura Tissue-Tek Cryomold 4565 10 mm X 10 mm X 5 mm
Dulbecco's Phosphate Buffered Saline 10×, Modified, without calcium chloride and magnesium chloride, liquid, sterile-filtered, suitable for cell culture Sigma D1408-500ML PBS
Dumont #5 Forceps Fine science tools 11254-20
FBS  Sigma F9026-500ML
Fluoromount-G solution Southern Biotech 0100-01 mounting solution
GFAP DAKO Z0334
Goat anti Mouse IgG1 Secondary Antibody, Alexa Fluor 555 conjugate ThermoFisher Scientific A-21127 Goat anti Mouse IgG1, Alexa 555 secondary antibody
Goat anti Mouse IgG2a Secondary Antibody, Alexa Fluor 555 conjugate ThermoFisher Scientific A-21137 Goat anti Mouse IgG2a, Alexa 555 secondary antibody
Gpr161 home made N/A
human bFGF Sigma F0291 FGF
hemocytometer Hausser Scientific 0.100 mm deep improved neubauer
Isothesia Henry Schein NDC 11695-0500-2 Isofluorane
Laminin from Engelbreth-Holm-Swarm Sarcoma basement membrane Sigma L2020 Laminin
L-Glutamine (200mM) Sigma G7513
Lipofectamine 3000 Transfection Reagent ThermoFisher Scientific L3000
Mr. Frosty Nalgene  5100-0036
N-2 supplement (100X) ThermoFisher Scientific 17502001 N2
Neurobasal medium Gibco 21103-049
Normal Donkey Serum Jackson ImmunoResearch 017-000-121
OCT compound Sakura Tissue-Tek 4583 OCT
Penicillin-Streptomycin Sigma P4333-100ML
Poly-L-lysine Sigma P4707
Recombinant human EGF protein, CF R and D systems 236-EG-200 EGF
Scissor Fine science tools 14060-10
Superfrost plus microscope slide Fisher scientific 12-550-15 slides
Triton X Bio-Rad 161-0407
Trypsin-EDTA solution (10X) Sigma T4174-100 Trypsin
COSTAR 6 Well Plate, With Lid Flat Bottom Ultra-Low Attachment Surface Polystyrene, Sterile Corning 3471 ultra-low binding 6 well plate
β-tubulin III Covance MMS-435P TUJ1

Referências

  1. Mukhopadhyay, S., Rohatgi, R. G-protein-coupled receptors, Hedgehog signaling and primary cilia. Semin Cell Dev Biol. 33, 63-72 (2014).
  2. Goetz, S. C., Anderson, K. V. The primary cilium: a signalling centre during vertebrate development. Nat Rev Genet. 11, 331-344 (2010).
  3. Guemez-Gamboa, A., Coufal, N. G., Gleeson, J. G. Primary cilia in the developing and mature brain. Neuron. 82, 511-521 (2014).
  4. Louvi, A., Grove, E. A. Cilia in the CNS: the quiet organelle claims center stage. Neuron. 69, 1046-1060 (2011).
  5. Rohatgi, R., Milenkovic, L., Scott, M. P. Patched1 regulates hedgehog signaling at the primary cilium. Science. 317, 372-376 (2007).
  6. Corbit, K. C., et al. Vertebrate Smoothened functions at the primary cilium. Nature. 437, 1018-1021 (2005).
  7. Mukhopadhyay, S., et al. The ciliary G-protein-coupled receptor Gpr161 negatively regulates the Sonic hedgehog pathway via cAMP signaling. Cell. 152, 210-223 (2013).
  8. Hilgendorf, K. I., Johnson, C. T., Jackson, P. K. The primary cilium as a cellular receiver: organizing ciliary GPCR signaling. Curr Opin Cell Biol. 39, 84-92 (2016).
  9. Berbari, N. F., Johnson, A. D., Lewis, J. S., Askwith, C. C., Mykytyn, K. Identification of ciliary localization sequences within the third intracellular loop of G protein-coupled receptors. Mol Biol Cell. 19, 1540-1547 (2008).
  10. Berbari, N. F., Lewis, J. S., Bishop, G. A., Askwith, C. C., Mykytyn, K. Bardet-Biedl syndrome proteins are required for the localization of G protein-coupled receptors to primary cilia. Proc Natl Acad Sci USA. 105, 4242-4246 (2008).
  11. Loktev, A. V., Jackson, P. K. Neuropeptide Y family receptors traffic via the Bardet-Biedl syndrome pathway to signal in neuronal primary cilia. Cell Rep. 5, 1316-1329 (2013).
  12. Marley, A., Choy, R. W., von Zastrow, M. GPR88 reveals a discrete function of primary cilia as selective insulators of GPCR cross-talk. PLoS One. 8, e70857 (2013).
  13. Marley, A., von Zastrow, M. DISC1 regulates primary cilia that display specific dopamine receptors. PLoS One. 5, e10902 (2010).
  14. Omori, Y., et al. Identification of G Protein-Coupled Receptors (GPCRs) in Primary Cilia and Their Possible Involvement in Body Weight Control. PLoS One. 10, e0128422 (2015).
  15. Koemeter-Cox, A. I., et al. Primary cilia enhance kisspeptin receptor signaling on gonadotropin-releasing hormone neurons. Proc Natl Acad Sci USA. 111, 10335-10340 (2014).
  16. Brailov, I., et al. Localization of 5-HT(6) receptors at the plasma membrane of neuronal cilia in the rat brain. Brain Res. 872, 271-275 (2000).
  17. Hildebrandt, F. .. ,. ,. T. .. ,. &. a. m. p. ;. K. a. t. s. a. n. i. s. ,. N. .., Benzing, T., Katsanis, N. Ciliopathies. N Engl J Med. 364, 1533-1543 (2011).
  18. Waters, A. M., Beales, P. L. Ciliopathies: an expanding disease spectrum. Pediatr Nephrol. 26, 1039-1056 (2011).
  19. Badano, J. L., Mitsuma, N., Beales, P. L., Katsanis, N. The ciliopathies: an emerging class of human genetic disorders. Annu Rev Genomics Hum Genet. 7, 125-148 (2006).
  20. Novarino, G., Akizu, N., Gleeson, J. G. Modeling human disease in humans: the ciliopathies. Cell. 147, 70-79 (2011).
  21. Brugmann, S. A., Cordero, D. R., Helms, J. A. Craniofacial ciliopathies: A new classification for craniofacial disorders. Am J Med Genet A. 152A (12), 2995-3006 (2010).
  22. Valente, E. M., Rosti, R. O., Gibbs, E., Gleeson, J. G. Primary cilia in neurodevelopmental disorders. Nat Rev Neurol. 10, 27-36 (2014).
  23. Davenport, J. R., et al. Disruption of intraflagellar transport in adult mice leads to obesity and slow-onset cystic kidney disease. Curr Biol. 17, 1586-1594 (2007).
  24. Zaghloul, N. A., Katsanis, N. Mechanistic insights into Bardet-Biedl syndrome, a model ciliopathy. J Clin Invest. 119, 428-437 (2009).
  25. Einstein, E. B., et al. Somatostatin signaling in neuronal cilia is critical for object recognition memory. J Neurosci. 30, 4306-4314 (2010).
  26. Wang, Z., Phan, T., Storm, D. R. The type 3 adenylyl cyclase is required for novel object learning and extinction of contextual memory: role of cAMP signaling in primary cilia. J Neurosci. 31, 5557-5561 (2011).
  27. Berbari, N. F., et al. Hippocampal and cortical primary cilia are required for aversive memory in mice. PLoS One. 9, e106576 (2014).
  28. Han, Y. G., Alvarez-Buylla, A. Role of primary cilia in brain development and cancer. Curr Opin Neurobiol. 20, 58-67 (2010).
  29. Han, Y. G., et al. Dual and opposing roles of primary cilia in medulloblastoma development. Nat Med. 15, 1062-1065 (2009).
  30. Lim, D. A., Alvarez-Buylla, A. The Adult Ventricular-Subventricular Zone (V-SVZ) and Olfactory Bulb (OB) Neurogenesis. Cold Spring Harbor perspectives in biology. 8, (2016).
  31. Shimada, I. S., LeComte, M. D., Granger, J. C., Quinlan, N. J., Spees, J. L. Self-renewal and differentiation of reactive astrocyte-derived neural stem/progenitor cells isolated from the cortical peri-infarct area after stroke. J Neurosci. 32, 7926-7940 (2012).
  32. Mich, J. K., et al. Prospective identification of functionally distinct stem cells and neurosphere-initiating cells in adult mouse forebrain. eLife. 3, e02669 (2014).
  33. Mirzadeh, Z., Merkle, F. T., Soriano-Navarro, M., Garcia-Verdugo, J. M., Alvarez-Buylla, A. Neural stem cells confer unique pinwheel architecture to the ventricular surface in neurogenic regions of the adult brain. Cell stem cell. 3, 265-278 (2008).
  34. Pedersen, L. B., Mogensen, J. B., Christensen, S. T. Endocytic Control of Cellular Signaling at the Primary Cilium. Trends Biochem Sci. , (2016).
  35. Christensen, S. T., Clement, C. A., Satir, P., Pedersen, L. B. Primary cilia and coordination of receptor tyrosine kinase (RTK) signalling. J Pathol. 226, 172-184 (2012).
  36. Clement, C. A., et al. TGF-beta signaling is associated with endocytosis at the pocket region of the primary cilium. Cell reports. 3, 1806-1814 (2013).
  37. Taverna, E., Gotz, M., Huttner, W. B. The cell biology of neurogenesis: toward an understanding of the development and evolution of the neocortex. Annu Rev Cell Dev Biol. 30, 465-502 (2014).
  38. Joiner, A. M., Green, W. W., McIntyre, J. C. Primary Cilia on Horizontal Basal Cells Regulate Regeneration of the Olfactory Epithelium. J Neurosci. 35, 13761-13772 (2015).
  39. Inaba, M., Buszczak, M., Yamashita, Y. M. Nanotubes mediate niche-stem-cell signalling in the Drosophila testis. Nature. 523, 329-332 (2015).
  40. Peng, T., et al. Hedgehog actively maintains adult lung quiescence and regulates repair and regeneration. Nature. 526, 578-582 (2015).
  41. Rauhauser, A. A., et al. Hedgehog signaling indirectly affects tubular cell survival after obstructive kidney injury. Am J Physiol: Renal Physiol. 309, F770-F778 (2015).
  42. Chavez, M., et al. Modulation of Ciliary Phosphoinositide Content Regulates Trafficking and Sonic Hedgehog Signaling Output. Dev Cell. 34, 338-350 (2015).
  43. Lobo, M. V., et al. Cellular characterization of epidermal growth factor-expanded free-floating neurospheres. J. Histochem. Cytochem. 51, 89-103 (2003).
  44. Reynolds, B. A., Weiss, S. Generation of neurons and astrocytes from isolated cells of the adult mammalian central nervous system. Science. 255, 1707-1710 (1992).
  45. Pastrana, E., Silva-Vargas, V., Doetsch, F. Eyes wide open: a critical review of sphere-formation as an assay for stem cells. Cell stem cell. 8, 486-498 (2011).
  46. Nishino, J., Kim, I., Chada, K., Morrison, S. J. Hmga2 promotes neural stem cell self-renewal in young but not old mice by reducing p16Ink4a and p19Arf Expression. Cell. 135, 227-239 (2008).
  47. Shimada, I. S., Peterson, B. M., Spees, J. L. Isolation of locally derived stem/progenitor cells from the peri-infarct area that do not migrate from the lateral ventricle after cortical stroke. Stroke. 41, e552-e560 (2010).
  48. Mirzadeh, Z., Doetsch, F., Sawamoto, K., Wichterle, H., Alvarez-Buylla, A. The subventricular zone en-face: wholemount staining and ependymal flow. J Vis Exp. , (2010).
  49. Coles-Takabe, B. L., et al. Don’t look: growing clonal versus nonclonal neural stem cell colonies. Stem Cells. 26, 2938-2944 (2008).
  50. Pal, K., et al. Smoothened determines beta-arrestin-mediated removal of the G protein-coupled receptor Gpr161 from the primary cilium. J Cell Biol. 212, 861-875 (2016).
  51. Caspary, T., Larkins, C. E., Anderson, K. V. The graded response to Sonic Hedgehog depends on cilia architecture. Dev Cell. 12, 767-778 (2007).
  52. Bangs, F. K., Schrode, N., Hadjantonakis, A. K., Anderson, K. V. Lineage specificity of primary cilia in the mouse embryo. Nat Cell Biol. 17, 113-122 (2015).
  53. Berbari, N. F., Bishop, G. A., Askwith, C. C., Lewis, J. S., Mykytyn, K. Hippocampal neurons possess primary cilia in culture. J Neurosci Res. 85, 1095-1100 (2007).
  54. Paridaen, J. T., Wilsch-Brauninger, M., Huttner, W. B. Asymmetric inheritance of centrosome-associated primary cilium membrane directs ciliogenesis after cell division. Cell. 155, 333-344 (2013).
  55. Kiprilov, E. N., et al. Human embryonic stem cells in culture possess primary cilia with hedgehog signaling machinery. J Cell Biol. 180, 897-904 (2008).
  56. Mukhopadhyay, S., et al. TULP3 bridges the IFT-A complex and membrane phosphoinositides to promote trafficking of G protein-coupled receptors into primary cilia. Genes Dev. 24, 2180-2193 (2010).
  57. Ishikawa, H., Marshall, W. F. Efficient live fluorescence imaging of intraflagellar transport in mammalian primary cilia. Methods Cell Biol. 127, 189-201 (2015).
check_url/pt/55315?article_type=t

Play Video

Citar este artigo
Shimada, I. S., Badgandi, H., Somatilaka, B. N., Mukhopadhyay, S. Using Primary Neurosphere Cultures to Study Primary Cilia. J. Vis. Exp. (122), e55315, doi:10.3791/55315 (2017).

View Video