Nouveaux Diagnostics dans l’arthroplastie de révision : l’Implant Sonication et PCR Multiplex

Cette étude a été approuvée par le Comité d’éthique local (046/09, rév. 3). Consentement éclairé et la déclaration de confidentialité de données ont été extraites de tous les patients inclus. 1. l’Aspiration Remarque : La procédure doit être effectuée dans un théâtre chirurgical ou une salle d’intervention avec des conditions d’asepsie comparables. Aide par une infirmière ou du médecin est utile mais pas obligatoire. Positionner le patient en décubitus dorsal sur un lit d’examen. Assurez-vous que le joint d’intérêt est exempt de vêtements. Raccourcir les poils denses ou long à l’aide de tondeuses électriques. Ne pas enlever les poils du corps avec un rasoir. Positionner un fluoroscope dans le sens antéro-postérieur si l’articulation de la hanche doit être perforés. Si le genou doit être perforés, placer un rouleau de genou sous le genou du patient telle que le genou se repose dans une position légèrement fléchie13. Préparer une table de l’instrument avec le matériel stérile suivant : Écouvillons stériles, un drap housse stérile fenêtrée, un scalpel stérile jetable, lame chirurgicale pointu (type #11) et seringue stérile de 10 mL avec canule stérile (20 gauge, 80 mm). Énoncés de désinfectant alcoolique peau, tubes de prélèvement sanguin et un flacon de culture de sang pédiatrique séparément. Habiller une casaque, la hotte et le masque et mettez des gants stériles. Laver soigneusement la peau du patient sur le site de ponction (p. ex. recessus supérieure14 pour la zone portail du genou et de la face antérolatérale de la hanche) avec un désinfectant de la peau.Remarque : L’esprit du temps d’exposition requis pour le désinfectant utilisé (généralement 90 s au niveau du genou, 120 s au niveau des hanches pour les alcooliques désinfectants). Couvrir le site de ponction avec un drap housse stérile fenêtrée. Identifier le site de ponction.Remarque : Pour le genou, le site correct est 2 cm au-dessus du pôle rotule supérieur et latéral de 2 cm à la facette latérale. La hanche, trouver l’épine iliaque antéro-supérieure et se déplacer en direction caudale jusqu’à ce que, conformément à la symphyse pubienne supérieure. Assurez-vous que le site est latéral à l’artère fémorale (environ 4 cm), qui peut toujours être palpé15. Pratiquer une incision de petit coup de couteau à travers la peau (3-4 mm large et profonde) avec la lame de bistouri pointu sur le site de ponction. Ne pas appliquer d’anesthésiques locaux car ils peuvent causer des faux négatifs dans la culture microbiologique, en raison de leur effet bactériostatique. Fixer la canule à la glissade de Luer de la seringue. Insérer la canule dans l’incision de la stab. À la cavité supérieure de l’articulation du genou, viser à un angle de 45° dorsal et médial, vers la cavité inférieure du poteau supérieur de la rotule et insérer l’aiguille à une profondeur d’environ 5 cm. aspirer le liquide articulaire en s’appuyant sur le piston de la seringue. Utilisez fluoroscope orientation lorsque la perforation d’une articulation de la hanche. Insérer l’aiguille sur le site de ponction, visant en dedans à un angle de 60°. Dans le fluoroscope, veiller à ce que la pointe de l’aiguille est dirigée vers le col de la prothèse. Faire avancer la canule jusqu’à une profondeur de 8 cm environ (plus profonde chez les patients adipeux) lors de l’aspiration, jusqu’à ce que le liquide articulaire est atteint. Tenez l’aiguille en position lors de l’aspiration, afin d’éviter le grattage de la surface de la prothèse.Remarque : Le Contact de la pointe de l’aiguille avec la prothèse assure un positionnement voie intra-articulaire. En général, pas plus de 5 mL de liquide peut être aspiré forme une articulation de la hanche, une articulation de genou produira plus de 10 mL. Après le retrait de la canule, appliquer un pansement stérile à l’incision de la stab. Pour éviter la formation de l’hématome, appliquer un bandage à la jambe avec une légère compression. Transférer l’aspirat commun recueillie dans les contenants des échantillons. S’assurer dans l’ensemble des techniques de travail stérile. Pour l’inoculation de la fiole de culture de sang pédiatrique avec le liquide articulaire aspiré, désinfecter la membrane de la fiole de culture de sang pédiatrique avec un désinfectant alcoolique. Placer une canule fraîche sur la seringue et injecter 1 à 3 mL de liquide articulaire aspiré dans le flacon de culture de sang. Mélanger par agitation ou rotation douce16. Pour la préparation d’un spécimen d’aspirat mixte natif, retirer la canule de la seringue. Ouvrir un tube de prélèvement sanguin sans additifs et injecter 1 mL d’aspirer dans ce tube de prélèvement. Remplacer et fixer le couvercle pour analyse par PCR.Remarque : Expédiez l’échantillon au laboratoire de microbiologie sans délai pour analyse par PCR. Partir du même échantillon, classiques cultures microbiologiques d’aérobies et anaérobies peuvent également être définies jusqu’à17. Transférer 1 à 4 mL de l’aspiration commune dans un tube de prélèvement de sang contenant de l’EDTA pour cell count et différenciation2. Navire l’échantillon à un laboratoire de biochimie sans délai. 2. PCR Diagnostics Assurez-vous que tous les trois dispositifs (le lysator, l’analyseur et le poste de pilotage ; Voir la Table des matières) sont en marche correctement. Énoncé de toutes les fournitures nécessaires pour effectuer le test (la cartouche PCR, un tube de mélange principal, le tube à essais et capuchon tube échantillon, 0 – 200 µL micropipette et les pointes de pipette stérile) sur le banc de travail. Décongeler le tube de mélange maître avant le début de la procédure, en précisant à la température ambiante. Tous les consommables (tube de mélange maître, cartouche et tube échantillon) sont déjà prémarquées avec un code à barres. Retirez le capuchon du tube échantillon. Prendre 180 µL de l’échantillon recueilli (aspiration commune, voir la section 1 ; ou fluide sonication, voir la section 4) avec une pipette et transfert dans l’échantillon tube. Fermer le tube à essais avec le capuchon du tube échantillon contenant la protéine kinase K et un gène contrôle interne pour le contrôle de la qualité de l’ensemble du workflow. Dans le cockpit, ouvrez le logiciel d’exploitation en appuyant sur le « nouveau critère » bouton dans le coin inférieur gauche. Entrez les données du patient ou un échantillon via l’écran tactile. Pour sélectionner l’échantillon, choisissez d’abord « ITI-cartouche » dans le menu déroulant, puis « orthopédie » comme mode d’application et enfin sélectionnez « le liquide synovial » ou « fluide de sonication » comme type d’échantillon. Appuyez sur le bouton Démarrer. Scanner le code-barres sur la partie inférieure du tube échantillon. Insérer le tube d’échantillon dans le lysator.Remarque : Le processus de lyse débutera automatiquement et prendre environ 30 min à la fin. Compte à rebours de la minuterie sur l’écran lysator indiquera si la lyse est terminée. Sélectionnez l’échantillon sur l’écran du poste de pilotage pour débloquer le tube d’échantillon de la lysator. Retirer le tube échantillon de la lysator et fermez le couvercle de la lysator. Transférer le tube échantillon dans la fente de tube d’échantillon de la cartouche PCR. Insérez le tube de mastermix décongelées dans la fente de mastermix de la cartouche PCR. Suivez les instructions sur l’écran du poste de pilotage, analyse la cartouche PCR avec mastermix et échantillon tube. Insérez la cartouche de la PCR dans la fente de cartouche indiquée de l’analyseur. Une fois terminé, l’analyseur libère la cartouche.Remarque : Les conditions de la PCR sont préréglées par le fabricant et ne peuvent être modifiées par l’utilisateur. Pour plus d’informations, voir guide d’application du fabricant. Le processus d’amplification PCR démarre automatiquement et prendre environ 4 h 10 min. Retirer et jeter la cartouche. À l’écran tactile du poste de pilotage, choisissez « tests actuels » dans le coin inférieur gauche, puis sélectionnez l’ID d’échantillon correct pour afficher les résultats des tests. Enregistrer les résultats sur la mémoire de la machine et imprimer ou exporter (via clé USB) pour plus de renseignements.NOTE : Un rapport de l’ACP, y compris l’identification de l’agent pathogène et la détection des marqueurs de résistance, au chirurgien sans délai. Un panneau avec 114 cibles de l’acide désoxyribonucléique (ADN) des agents pathogènes bactériens et fongiques se retrouve généralement dans les infections de l’implant et les tissus mous, ainsi que les marqueurs de résistance aux antibiotiques couramment sont analysées. 3. intervention chirurgicale : Prélèvement peropératoire Remarque : Arthroplastie une intervention chirurgicale nécessite un niveau expert de compétences et d’expertise ; pour un aperçu complet des procédures chirurgicales, veuillez consulter manuels18 du chirurgien. Une description complète et détaillée de l’intervention chirurgicale serait bien au-delà de la portée de cet article. Ici, l’accent est sur les détails de la collecte d’échantillons et d’analyse avant. Dans la chirurgie de révision de prothèse, s’abstenir de l’administration d’une seule coup antibioprophylaxie, aussi ne pas de compromettre les résultats des échantillons microbiologiques obtenues pendant la chirurgie. Adhérant à cette règle est recommandée, bien que cette pratique est controversée19,20. Utiliser l’approche chirurgicale existant pour l’articulation lorsque cela est possible. Les approches chirurgicales supplémentaires vont compromettre des tissus mous et augmenter la formation de cicatrices. Disséquer les tissus jusqu’à ce que la capsule articulaire est bien exposée. Effectuer l’Arthrotomie avec une seringue à la main, donc plus liquide peut être collecté dans la seringue stérile pour une analyse ultérieure comme indiqué ci-dessus (pas 1.7.1-1.7.3).Remarque : Aucun fluide de lavage antiseptique ne doit être utilisé jusqu’à ce que l’implant est retiré et échantillons de tissus ont été prélevés. Enlever les implants mixtes. Immédiatement après l’enlèvement, transférer les parties de l’implant dans un contenant stérile en plastique avec un couvercle et eau-étanche à l’air.Remarque : Les instructions détaillées pour le retrait de l’implant se trouvent dans la littérature de manuels (genou, par exemple: Wirtz et al., 16.4 du chapitre21; Hanche, par exemple: Claes et al., chapitre 14.5.122). Des instruments spécifiques peuvent être nécessaires, comme indiqué par les instructions du fabricant. La technique de retrait d’implant varie considérablement entre les implants différents types et méthodes de fixation. Un ensemble de burins et forets, un marteau coulissant et un ensemble d’enlèvement ongle intramédullaire universelle sont utiles pour éliminer les implants osseux intégré23,24. Utiliser une curette stérile de sharp, de forceps et de rongeur pour enlever le tissu de la membrane de l’interface os-implant. Transférer un échantillon représentatif du tissu dans un contenant stérile en plastique avec un couvercle vissé, comme spécimens pour la microbiologie et l’histologie.Remarque : Un alésoir peut être utilisé pour effacer le canal médullaire de tous les tissus mous. Aussi, prenez le tissu synovial et échantillons de capsule articulaires pour examen et stockez-les dans des contenants stériles. Au moins quatre spécimens au total doivent être recueillies. Envoyez instantanément tous les échantillons et pièces explantées au laboratoire de microbiologie.NOTE : Antibiotiques peuvent alors être donnés. Le choix des antibiotiques correctes est essentiel et doit être une décision individualisée25,26. Concepts thérapeutiques doivent être décidées par un groupe interdisciplinaire des chirurgiens et des microbiologistes au préalable. Compléter le débridement de l’implant ancien en supprimant tous les tissus qui montre des signes de débris (tels que l’usure du polyéthylène, métal ou particules de ciment) ou infection et nécrose (tissus purulentes, avasculaire, fibrine-enduits, membraneux ou « boueux »). Supprimer n’importe quel OS mort ou osteitic. Enlever tous les corps étrangers tels que vis, fils, cerclages, débris de ciment osseux ou des sutures non résorbables (voir Claes et al., chapitre 14.5.322). Irriguer le champ opératoire à l’aide d’un désinfectant de plaies de choix à l’aide d’une seringue de 50 mL. Irriguer avec grandes quantités (au moins 3 L) de solution de ringer avec un système de lavage pulsé. Une entretoise peut être nécessaire pour stabiliser la commune27. Refermer la plaie à l’aide des sutures résorbables profondes antimicrobien enduit pour la capsule ou le fascia (sutures de polyglactine tressée, triclosan-enduit, USP 2) et le tissu sous-cutané (sutures polyglactine tressée, triclosan-enduit, USP 0). Fermer la peau à l’aide de non-résorption des sutures interrompus (monofilic en polypropylène, USP 0 ou USP 2-0). 4. sonication Remarque : Veillez à travailler de façon rigoureusement aseptique. Utiliser un banc de sécurité biologique de classe II avec flux d’air laminaire pour la transformation de la matière explantée. Ouvrez le conteneur en plastique tenant la prothèse explantée de la salle d’opération (Voir l’étape 3.2) sous un banc de travail flux d’air laminaire et ajouter la solution de chlorure de sodium 0,9 % stérile jusqu’à ce que le corps étranger explanté est couvert au moins 80 % (env. 500-800 mL). Fermer le récipient en plastique. Bien agiter ou agiter le récipient en plastique à l’aide d’un Vortex à haute intensité pour transfert s. 30 le récipient en plastique dans la baignoire de sonication. Vérifier le niveau du liquide dans le bain de la sonication.Remarque : Le niveau de liquide de bain sonication doit être identique à l’intérieur du conteneur en plastique. S’assurer que le récipient en plastique ne peut pas être inondé, et si nécessaire ajoute ou retirer le liquide du bain sonication. Laisser agir le spécimen pendant 5 min avec une fréquence de 40 ± 2 kHz et puissance densité 0,22 ± 0.04 W/cm2. Secouer ou vortex le spécimen soigneusement pendant 30 s.NOTE : Temps de Sonication entre 1-5 min sont les meilleurs pour dissoudre les biofilms, sans aucune influence sur la viabilité bactérienne28. À l’intérieur du banc de la hotte à flux laminaire, recueillir 50 mL du liquide sonication et transférez-le dans un tube stérile, bien fermés. Pour créer un fluide concentré sonication, centrifuger le tube pendant 10 min à 4 200 x g. laissant un volume résiduel de 10 mL, jeter le surnageant restant avec une pipette. Resuspendre le culot de pipetage et mélangé au vortex. Ensemencer les milieux de culture approprié (par exemple la gélose au sang, gélose chocolat, gélose de Sabouraud, agar de Schaedler, gélose kanamycine-vancomycine ou bouillon thioglycolate) avec 0,5 mL de sonication concentré liquide chaque. Inoculer le flacon de culture de sang pédiatrique avec 2 mL comme décrit plus haut (voir étape 1.7.1). Transférer 1 mL de liquide concentré sonication dans un tube de prélèvement de sang sans additifs pour analyse par PCR. Placer les milieux de culture inoculé dans l’étuve (35 ° C, 5 % de CO2). Incuber les cultures pendant 14 jours et vérifier la croissance de tous les jours. Après 14 jours, jeter les cultures sans croissance et rapport négatif. Si la croissance est détectée, effectuer identification de pathogènes en utilisant des techniques standard d’identification et antibiogramme. Un rapport au chirurgien sans délai.NOTE : Ici, identification des agents pathogènes a été effectuée à l’aide du desorbtion-ionisation LASER assistée par matrice – temps de la spectroscopie de vol (MALDI-TOF). Un antibiogramme a été réalisé avec un analyseur semi-automatique29,30,31.