Summary

Projeto Experimental de Laser Microdissecção RNA-Seq: Lições de uma análise do desenvolvimento foliar do milho

Published: March 05, 2017
doi:

Summary

Many developmentally important genes have cell- or tissue-specific expression patterns. This paper describes LM RNA-seq experiments to identify genes that are differentially expressed at the maize leaf blade-sheath boundary and in lg1-R mutants compared to wild-type. The experimental considerations discussed here apply to transcriptomic analyses of other developmental phenomena.

Abstract

Genes com funções importantes no desenvolvimento têm frequentemente padrões de expressão espacial e / ou temporalmente limitados. Muitas vezes, estes transcritos do gene não são detectados ou não são identificados como diferencialmente expressos (DE) em análises transcriptomic de órgãos vegetais inteiros. Laser Microdissecção RNA-Seq (LM RNA-Seq) é uma ferramenta poderosa para identificar genes que são DE em domínios específicos de desenvolvimento. No entanto, a escolha de domínios celulares para microdissect e comparar, e a precisão dos microdissecações são cruciais para o sucesso dos experimentos. Aqui, dois exemplos ilustram as considerações de design para experiências transcriptômica; LM uma análise de RNA-Seq para identificar genes que são dé ao longo do eixo proximal-distal folha de milho, e uma segunda experiência para identificar genes que estão em liguleless1 DE-R (LG1-R) mutantes em comparação com o tipo selvagem. Os principais elementos que contribuíram para o sucesso desses experimentos foram detalhados histológica e em siTU hibridação análises da região a ser analisada, selecção de primórdios foliares nas fases de desenvolvimento equivalentes, a utilização de pontos de referência morfológicas para seleccionar regiões de microdissecação, e microdissecação de domínios precisamente medidos. Este documento proporciona um protocolo detalhado para a análise de domínios de desenvolvimento por LM RNA-Seq. Os dados aqui apresentados ilustram como a região selecionada para microdissection irá afetar os resultados obtidos.

Introduction

A folha de milho é um modelo ideal para estudar a formação de campos de desenvolvimento durante a morfogénese, uma vez que tem uma fronteira distinta entre a lâmina e a bainha que é passível de dissecção genética (Figura 1A). Durante as fases iniciais do desenvolvimento foliar, uma faixa linear de células menores, a banda preligule (PLB), subdivide o primórdio foliar em domínios pré-lâmina e pré-bainha. A ligule franja-like e aurículas triangulares desenvolver a partir da PLB (Figura 1A, C, D). telas genéticas identificaram mutações que perturbam o limite lâmina de bainha. Por exemplo, liguleless1 recessivo (LG1) mutações excluir o ligule e aurículas 1, 2, 3, 4 (Figura 1B). A hibridação in situ revelou que LG1 transcrição acumula no PLB e ligule emergentes, tornando-se um excelente marcador para o desenvolvimento ligule 5, 6 (Figura 1E).

figura 1
Figura 1: Tipo selvagem e folhas de milho liguleless1-R. (A) a região Blade-bainha limite da folha de tipo selvagem maduro mostrando estruturas ligule e aurícula. (B) a região Blade-bainha limite da maturidade liguleless1-R folha que mostra ausência de estruturas ligule e aurícula. Folhas em A e B foram cortadas pela metade ao longo da nervura central. (C) longitudinal secção através primórdio foliar de tipo selvagem. Amostra foi processada e corados para análise histológica. A lígula iniciadora é evidente como uma colisão que sobressai a partir do plano da folha (ponta de seta). (D) seita Longitudinalíon através primórdio folha de tipo selvagem. Amostra foi processada por LM como descrito no texto. Arrowhead indica iniciar ligule. (E) lg1 hibridização in situ de corte longitudinal lateral do ápice filmagem. Os asteriscos indicam acumulação transcrição lg1 na PLB do primórdio foliar P6. As setas indicam a base do P6 primórdio. A barra indica a medição a partir da base de o primórdio da PLB. As barras de escala em A e B = 20 mm. As barras de escala em Ce = 100 uM. Esta figura foi modificado a partir da referência 6 (Copyright: Sociedade Americana de biólogos da planta). Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Neste estudo, LM RNA-Seq foi empregue para identificar um conjunto de genes que são expressos diferencialmente (DE) para a lâmina de bainha limite em relação a outras partes do primórdio foliar e de IDE genes ntify que estão DE em mutantes lg1-R em relação aos irmãos de tipo selvagem. LM RNA-Seq é um método de quantificação de acumulação de transcrição em células específicas ou domínios celulares 7. sistemas lineares combinar um laser e um microscópio com uma câmera digital. tecido é seccionado montadas em lâminas e visualizaram pelo microscópio. O software LM normalmente inclui ferramentas de desenho que permitem ao usuário para delinear qualquer região selecionada para microdissection. Os cortes a laser ao longo da linha, e o tecido selecionado é catapultado para fora da lâmina e em um tubo suspenso acima do slide. LM permite que o usuário microdissect domínios precisos, incluindo camadas de células específicas e até mesmo células individuais 8, 9. ARN pode então ser extraído a partir do tecido microdissecados. Subsequentemente, o componente de RNA-Seq utiliza a próxima geração de sequenciação para sequenciar bibliotecas de cDNA geradas a partir do RNA extraído 10,= "xref"> 11.

Principais vantagens do LM RNA-seq são a capacidade de quantificar a acumulação de transcrição em domínios bem definidos ea capacidade ao perfil todo o transcriptoma simultaneamente 7. A técnica é particularmente adequada para sondagem eventos precoces de desenvolvimento, onde a região de interesse é muitas vezes microscópica. Estudos anteriores têm utilizado LM combinado com a tecnologia de microarrays para estudar processos de desenvolvimento em plantas 9, 12, 13. RNA-Seq tem a vantagem de quantificar transcritos de uma vasta gama dinâmica, incluindo os genes de baixo-expresso, e informação da sequência anterior não é necessária 10, 11. Além disso, LM RNA-Seq tem o potencial para destacar genes desenvolvente importantes que podem ser perdidas em telas de mutagénese devido à redundância genética ou a letalidade da perda de de-função mutante.

Genes Developmentally importantes, como sheath1 estreita (NS1) e em forma de taça cotyledon2 (CUC2), muitas vezes têm padrões de expressão específicas de apenas uma ou algumas células 17, 18, 19, 20. Muitos são expressos apenas durante as fases iniciais de desenvolvimento e não no órgão maduro. Quando órgãos inteiros ou grandes domínios são analisados, estes transcritos específicos de células são diluídas e não pode ser detectada em análises mais convencionais. Ao permitir análises de domínios bem definidos, LM RNA-Seq permite que estes genes específicos de tecido a ser identificados e quantificados.

factores cruciais para o sucesso das experiências descritas aqui foram uma análise histológica minuciosa que orientou a seleção do estágio de desenvolvimento apropriado e de domínio para análise e MeasureMe precisant de domínios de tecido celular para LM. Para assegurar que os domínios equivalentes foram amostrados de todas as repetições, o tecido foi recolhido a partir de primórdios foliares, ao mesmo estágio de desenvolvimento e os domínios microdissecadas foram medidos em relação a pontos de referência morfológicas, tais como a lígula emergente (Figura 2). Sabe-se que alguns genes são expressos em um gradiente a partir da ponta para a base da folha. Ao medir domínios precisos, devido à variação de amostragem a partir de diferentes locais ao longo do eixo proximal-distal folha foi mantido a um mínimo (Figura 3A). Por microdissecting domínios do mesmo tamanho, devido a variação diferencial de diluição de transcritos específicos de células também foi reduzida (Figura 3B). secções laterais longitudinais do ápice filmagem foram usadas para todos os microdissecações. Estes são secções que são perpendiculares ao eixo nervura central-margem (Figura 4). Usando apenas as seções que incluem a SAM assegura que as regiões laterais equivalentes deprimórdios foliares são analisados.

Em amostras processadas e seccionados para LM, o primeiro sinal morfológico de crescimento ligule é um inchaço no lado adaxial devido a divisões celulares periclinais na epiderme adaxial (Figura 1D, Figura 2). Determinou-se que o ligule emergentes poderiam ser identificados de forma confiável no plastocrono 7 primórdios foliares palco. Nós estávamos interessados ​​em genes expressos em toda a região ligule, incluindo a ligule emergentes e as células imediatamente distais que formarão a aurícula. A fim de assegurar que as selecções de tecido equivalente foram feitas, a colisão lígula foi usada como um ponto de referência morfológica e um rectângulo de 100 um centrada na protuberância lígula foi seleccionado para LM (Figura 2A, 2B). rectângulos de dimensão equivalente de pré-lâmina e pré-bainha foram seleccionados a partir dos mesmos primórdios foliares.

As análises de plantas mutantes liguleless apresentada uma diferente challeESL; lg1-R mutantes não formam um ligule, portanto, esse recurso morfológica não poderia ser usado para selecionar a região de LM. Em vez disso, foi determinado o domínio de transcrição acumulação LG1 em primórdios foliares de tipo selvagem, e uma região que abrange este domínio foi definido. Estas análises preliminares foram realizadas em plântulas a partir do mesmo plantação como foram usadas para a análise final, uma vez que o trabalho anterior demonstrou que a localização do PLB varia dependendo das condições de crescimento. A hibridação in situ indicaram que os transcritos LG1 acumulam no PLB de P6 primórdios foliares (Figura 1E). Nós seleccionado um domínio de 400-900 ^ M a partir da base do primórdios foliares, que englobava o domínio de expressão LG1 (rectângulos roxo, Figura 2A) e capturou estas regiões equivalentes do de tipo selvagem e plantas LG1-R. Para minimizar a variação de fundo e de crescimento genéticos condições quando se comparam transcripforam usadas acumulação t em LG1-R e plantas de tipo selvagem, segregando famílias de mutantes e de tipo selvagem irmãos.

Protocol

NOTA: Fix tecidos para análise histológica, ao mesmo tempo que o tecido é fixado por LM. Examinar secções coradas para características morfológicas que guiarão depois LM. Ao comparar mutante com o tipo selvagem, efectuar hibridização in situ ou imunolocalização de definir o domínio em que o gene de interesse é expresso (neste caso LG1). 1. fixação do tecido e Processamento Crescer apartamentos de plântulas de milho com duas semanas de idade, sob …

Representative Results

Usando o esquema LM delineado na Figura 2, a cerca de 1,000,000-1,500,000 mm 2 de tecido foi recolhida para cada replicar no todo-cell-camadas LM (Figura 5), e 200.000 mm 2 por replicar para a epiderme adaxial LM. Aproximadamente 2 uM 2.500.000 de tecido foi colhido para cada replicar no LM de LG1-R e primórdios foliares de tipo selvagem. Duas rondas de amplificação de ARN lineares produziram quantidades de mi…

Discussion

O delineamento experimental é um fator crítico em experimentos de RNA-seq. As principais considerações são o domínio preciso (s) e o estágio de desenvolvimento (s) a ser analisado, e será feito o que comparações. É fundamental pensar em termos de comparações, uma vez que a saída é normalmente uma lista de genes que são De entre duas ou mais condições. Tal como acontece com todas as experiências, é importante para alterar apenas uma variável de cada vez. Por exemplo, quando se comparam diferentes dom…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Os autores agradecem a S. Hake para em curso colaboração e estimular discussões sobre o desenvolvimento ligule. Este trabalho é apoiado pela National Science Foundation Grants MCB 1052051 e IOS-1848478.

Materials

Diethyl pyrocarbonate Sigma-Aldrich 159220 Used for RNase treatment of solutions
Razor blades  Electron Microscopy Sciences 72000
RNase Zap Sigma-Aldrich R2020-250ML RNase decontamination solution
Ethanol absolute 200 proof Fisher Scientific BP28184
Acetic acid, glacial Sigma-Aldrich A6283
Glass vials – 22mL VWR 470206-384
Xylenes, histological grade Sigma-Aldrich 534056-4L
Paraplast plus Sigma-Aldrich P3683-1KG
Disposable base molds, 15 x 15 x 5mm VWR 15154-072
Embedding rings VWR 15154-303
Silica gel packets Electron Microscopy Sciences 71206-01 Desiccant for storage of paraffin blocks
Oven Fisher Scientific 15-103-0503 Oven must maintain temperature of 60° C
Paraffin embedding station Leica  EG1160
Microtome Leica  RM2235
Slide warmer Electron Microscopy Sciences 71317-10
Coplin jars Electron Microscopy Sciences 70316-02
Laser microdissector Zeiss
KIMWIPES™ Delicate Task Wipers Kimberly-Clark Professional 34120 Lint-free wipes for wicking excess solutions from microscope slides
Membrane Slide 1.0 PEN Zeiss 415190-9041-000 Slides for laser microdissection
Adhesive Cap 200 opaque Zeiss 415190-9181-000 Tubes for laser microdissection
PicoPure RNA Isolation Kit ThermoFisher Scientific KIT0204

Referências

  1. Becraft, P. W., Bongard-Pierce, D. K., Sylvester, A. W., Poethig, R. S., Freeling, M. The liguleless-1 gene acts tissue specifically in maize leaf development. Dev Biol. 141 (1), 220-232 (1990).
  2. Sylvester, A. W., Cande, W. Z., Freeling, M. Division and differentiation during normal and liguleless-1 maize leaf development. Development. 110 (3), 985-1000 (1990).
  3. Moreno, M. A., Harper, L. C., Krueger, R. W., Dellaporta, S. L., Freeling, M. liguleless1 encodes a nuclear-localized protein required for induction of ligules and auricles during maize leaf organogenesis. Genes Dev. 11 (5), 616-628 (1997).
  4. Emerson, R. A. The inheritance of the ligule and auricle of corn leaves. Neb. Agr. Exp. Sta. An. Rep. 25, 81-85 (1912).
  5. Moon, J., Candela, H., Hake, S. The Liguleless narrow mutation affects proximal-distal signaling and leaf growth. Development. 140 (2), 405-412 (2013).
  6. Johnston, R., et al. Transcriptomic Analyses Indicate That Maize Ligule Development Recapitulates Gene Expression Patterns That Occur during Lateral Organ Initiation. Plant Cell. 26 (12), 4718-4732 (2014).
  7. Schmid, M. W., et al. A powerful method for transcriptional profiling of specific cell types in eukaryotes: laser-assisted microdissection and RNA sequencing. PLoS One. 7 (1), e29685 (2012).
  8. Kerk, N. M., Ceserani, T., Tausta, S. L., Sussex, I. M., Nelson, T. M. Laser capture microdissection of cells from plant tissues. Plant Physiol. 132 (1), 27-35 (2003).
  9. Nakazono, M., Qiu, F., Borsuk, L. A., Schnable, P. S. Laser-capture microdissection, a tool for the global analysis of gene expression in specific plant cell types: identification of genes expressed differentially in epidermal cells or vascular tissues of maize. Plant Cell. 15 (3), 583-596 (2003).
  10. Marioni, J. C., Mason, C. E., Mane, S. M., Stephens, M., Gilad, Y. RNA-seq: an assessment of technical reproducibility and comparison with gene expression arrays. Genome Res. 18 (9), 1509-1517 (2008).
  11. Wang, Z., Gerstein, M., Snyder, M. RNA-Seq: a revolutionary tool for transcriptomics. Nat Rev Genet. 10 (1), 57-63 (2009).
  12. Brooks, L., et al. Microdissection of shoot meristem functional domains. PLoS Genet. 5 (5), e1000476 (2009).
  13. Cai, S., Lashbrook, C. C. Stamen abscission zone transcriptome profiling reveals new candidates for abscission control: enhanced retention of floral organs in transgenic plants overexpressing Arabidopsis ZINC FINGER PROTEIN2. Plant Physiol. 146 (3), 1305-1321 (2008).
  14. Li, P., et al. The developmental dynamics of the maize leaf transcriptome. Nat Genet. 42 (12), 1060-1067 (2010).
  15. Eveland, A. L., et al. Regulatory modules controlling maize inflorescence architecture. Genome Res. 24 (3), 431-443 (2014).
  16. Takacs, E. M., et al. Ontogeny of the maize shoot apical meristem. Plant Cell. 24 (8), 3219-3234 (2012).
  17. Aida, M., Ishida, T., Tasaka, M. Shoot apical meristem and cotyledon formation during Arabidopsis embryogenesis: interaction among the CUP-SHAPED COTYLEDON and SHOOT MERISTEMLESS genes. Development. 126 (8), 1563-1570 (1999).
  18. Ishida, T., Aida, M., Takada, S., Tasaka, M. Involvement of CUP-SHAPED COTYLEDON genes in gynoecium and ovule development in Arabidopsis thaliana. Plant Cell Physiol. 41 (1), 60-67 (2000).
  19. Takada, S., Hibara, K., Ishida, T., Tasaka, M. The CUP-SHAPED COTYLEDON1 gene of Arabidopsis regulates shoot apical meristem formation. Development. 128 (7), 1127-1135 (2001).
  20. Nardmann, J., Ji, J., Werr, W., Scanlon, M. J. The maize duplicate genes narrow sheath1 and narrow sheath2 encode a conserved homeobox gene function in a lateral domain of shoot apical meristems. Development. 131 (12), 2827-2839 (2004).
  21. Bonner, W. A., Hulett, H. R., Sweet, R. G., Herzenberg, L. A. Fluorescence activated cell sorting. Rev Sci Instrum. 43 (3), 404-409 (1972).
  22. Birnbaum, K., et al. A gene expression map of the Arabidopsis root. Science. 302 (5652), 1956-1960 (2003).
  23. Brady, S. M., et al. A high-resolution root spatiotemporal map reveals dominant expression patterns. Science. 318 (5851), 801-806 (2007).
  24. Carter, A. D., Bonyadi, R., Gifford, M. L. The use of fluorescence-activated cell sorting in studying plant development and environmental responses. Int J Dev Biol. 57 (6-8), 545-552 (2013).
  25. Ruzin, S. E. . Plant microtechnique and microscopy. , (1999).
  26. Jackson, D., Veit, B., Hake, S. Expression of maize KNOTTED1 related homeobox genes in the shoot apical meristem predicts patterns of morphogenesis in the vegetative shoot. Development. 120, 405-413 (1994).
  27. Javelle, M., Marco, C. F., Timmermans, M. In situ hybridization for the precise localization of transcripts in plants. J Vis Exp. (57), e3328 (2011).
  28. Day, R. C., McNoe, L., Macknight, R. C. Evaluation of global RNA amplification and its use for high-throughput transcript analysis of laser-microdissected endosperm. Int J Plant Genomics. , 61028 (2007).

Play Video

Citar este artigo
Johnston, R. M., Sylvester, A. W., Scanlon, M. J. Experimental Design for Laser Microdissection RNA-Seq: Lessons from an Analysis of Maize Leaf Development. J. Vis. Exp. (121), e55004, doi:10.3791/55004 (2017).

View Video