Summary

Analyse de Brain mitochondries utilisant Serial Bloc-Face microscopie électronique à balayage

Published: July 09, 2016
doi:

Summary

Mitochondrial visualization and analysis from mammalian brain tissue is a challenging task. Here, we describe how three dimensional (3D) reconstruction analysis from the serial block-face scanning electron microscopy (SBFSEM) can be used to gain insights on the morphological and volumetric analysis of this critical energy generating organelle.

Abstract

Le cerveau humain est un organe de consommation d'énergie élevée qui repose principalement sur le glucose comme source de carburant. Le glucose est catabolisme par les mitochondries du cerveau via la glycolyse, l' acide tri-carboxylique (TCA) et le cycle de la phosphorylation oxydative (OXPHOS) voies pour produire l' énergie cellulaire sous la forme d'adénosine triphosphate (ATP). Dépréciation de la production d'ATP mitochondrial provoque des troubles mitochondriaux, qui présentent cliniquement avec des symptômes neurologiques et myopathes importants. Défauts mitochondriaux sont également présents dans les troubles neurodéveloppementaux (par exemple l' autisme des troubles du spectre) et des troubles neurodégénératifs (par exemple , la sclérose latérale amyotrophique, la maladie d' Alzheimer et la maladie de Parkinson). Ainsi, il y a un intérêt croissant dans le domaine pour effectuer une analyse 3D de la morphologie mitochondriale, la structure et la distribution dans les deux états sains et les maladies. La morphologie du cerveau mitochondrial est extrêmement diversifié, avec quelques mitochondries en particulier ceuxla région synaptique étant dans la gamme de <200 nm de diamètre, ce qui est en dessous de la limite de résolution de la microscopie optique traditionnelle. Exprimant une protéine mitochondriale ciblée fluorescente verte (GFP) dans le cerveau améliore considérablement la détection des organites par microscopie confocale. Toutefois, il ne résout pas les contraintes pesant sur la sensibilité de détection de relativement petites dimensions, sans mitochondries sursaturer les images de grandes dimensions mitochondries. Alors que la microscopie de série électronique à transmission a été utilisée avec succès pour caractériser les mitochondries dans les synapses des neurones, cette technique est extrêmement chronophage en particulier lorsque l'on compare les échantillons multiples. La technique de la microscopie électronique à balayage d'îlot série (SBFSEM) implique un processus automatisé de sectionner, blocs d'imagerie d'acquisition des tissus et des données. Ici, nous fournissons un protocole pour effectuer SBFSEM d'une région définie du cerveau de rongeur pour reconstruire rapidement et de visualiser la morphologie mitochondriale. Cette technologienique peut également être utilisé pour fournir des informations précises sur le nombre mitochondriale, le volume, la taille et la distribution dans une région du cerveau définie. Depuis la résolution de l'image obtenue est élevée (typiquement de moins de 10 nm) des défauts morphologiques mitochondriales bruts peuvent également être détectées.

Introduction

Les mitochondries sont des organelles dynamiques qui changent leur forme et leur emplacement en fonction des besoins et des signaux cellulaires, en interaction étroite avec le cytosquelette cellulaire, et en réponse à des événements cellulaires tels que les courants de calcium dans les neurones 1. Les mitochondries interagissent également avec d' autres organites cellulaires , par exemple réticulum endoplasmique, qui à son tour régule leur dynamique et leur métabolisme 2. Morphologie mitochondriale montre une hétérogénéité dans différents types de cellules ie. la forme de l'organite varie d' un tube à celui constitué par des feuilles, des sacs et des ovales 3. Il a été montré que les protéines du cycle de fusion et de fission mitochondriale peuvent réguler l'emplacement, la taille, la forme et la distribution des mitochondries 4. De plus, les changements dans la forme mitochondriale sont associés à la neurodégénérescence, la plasticité neuronale, une atrophie musculaire, la signalisation du calcium, de l'oxygène production d'espèces réactives ainsi que la durée de vie et la mort cellulaire impliquant thala morphologie des mitochondries des cellules T spécifiques est essentielle pour le maintien de la fonction cellulaire normale 11/05.

Une fonction majeure bioénergétique des mitochondries est de générer de l' adénosine triphosphate (ATP) en exécutant une série de réactions métaboliques qui impliquent ventilation complète des nutriments (c. -à- glucose, acides gras ou acides aminés) par l' intermédiaire du cycle de TCA et OXPHOS voies 12. Le cerveau humain ne représente que 2% du poids du corps mais il consomme environ 20% de l' énergie totale produite qui en fait une énergie extrêmement exigeante organe 13. Il est donc pas surprenant que le dysfonctionnement mitochondrial chez l' homme conduit à un grand nombre de manifestations neurologiques 14-17. Les mutations génétiques dans les composants OXPHOS qui nuisent conduit ATP génération à des troubles mitochondriaux 17,18, qui sont un groupe hétérogène de troubles cliniquement avec une prévalence de 1 ~: 5.000 personnes, et l' une des causes les plus communes de mtroubles etabolic chez les enfants et les adultes. Déficit de l' ATP des mitochondries dérivées affecte plusieurs organes et systèmes d'organes exigeants de haute énergie tels que le cerveau, le cœur et les muscles squelettiques étant principalement affectés chez ces patients 14,17,18. Au cours des dernières années, plusieurs études ont fourni des preuves pour le dysfonctionnement mitochondrial dans les deux troubles neurodéveloppementaux et neurodégénératives 15-17,19,20. Comme les mitochondries sont essentielles et critiques pour le développement et le fonctionnement du cerveau, il est impératif d'élaborer des protocoles qui peuvent analyser les changements dans le cerveau mitochondrial la morphologie, la structure, la taille, le nombre et la distribution au titre des deux états sains et malades. Des modèles de souris avec mitochondrie ciblée protéine fluorescente verte (GFP) ont été produits pour visualiser les mouvements mitochondriales et la localisation dans le cerveau 21,22. Bien que ce soit un outil extrêmement utile pour examiner la motilité mitochondrial et la distribution générale, il y a quelques inconvénients qui INCLUDe résolution limitée et la sensibilité de la microscopie par fluorescence. Ces attributs font qu'il est difficile de suivre les relativement petites mitochondries de taille. De même, la microscopie de série électronique à transmission a été utilisé avec succès pour afficher les mitochondries synaptique 23, mais cette méthode est très coûteuse en temps. Morphologie mitochondriale est connue pour être hautement dynamique car ils sont soumis à des cycles de fission et de fusion en continu, et dans la plupart des cellules mitochondries maintenir un réseau fortement connecté 24-26. Les neurones sont des cellules fortement avec plusieurs dendrites et des axones étendus et les mitochondries qui forment un réseau réticulaire connecté dans le corps de la cellule polarisée peut avoir à séparer car elles se frayer un chemin à travers ces neurites (figure 1). Cela rend les mitochondries cérébrales extrêmement variées en taille et en forme. Par exemple, en utilisant la microscopie électronique à balayage d'îlot série (SBFSEM) technique, nous l'avons déjà fait remarquer que la différence dans le volume ou la taille de mitochondr extrasynaptiqueia aux mitochondries présentes dans les terminaisons nerveuses peut être jusqu'à seize replient 27.

Il existe plusieurs approches pour réaliser le volume des analyses 28, qui comprend de série section TEM 29, bande automatisé collecte ultramicrotome SEM 30, faisceaux d' ions focalisés SEM 31, et SBFSEM 32. L'analyse de SBFSEM présente des avantages en ce qu 'il a une résolution pour fournir des données quantitatives sur la forme morphologique, la taille, la distribution et le nombre d'organites tels que les mitochondries dans des zones allant jusqu'à 1 mm du cerveau. Le fonctionnement technique est aussi le moins exigeant, avec l'acquisition de données et d'analyse au sein des capacités de nombreux laboratoires biologiques qui manquent d'expérience EM précédente. L'avènement des instruments du commerce pour générer des images de section en forme de série a fait une analyse des tissus microscopie électronique 3D une technique de routine, ce qui permet en outre une analyse volumétrique non biaisé de façon rapide et reproductible 28 </sup>. Le SBFSEM a d' abord été décrite et utilisée dans le domaine de la neurobiologie en 2004 32, basé sur une idée introduite par Leighton en 1981 33. De nombreuses études depuis ont mis en place cette technique comme un outil majeur dans l' analyse de la reconstruction des circuits neuronaux 34. En outre, pour de nombreux projets à plus petite échelle, il fournit une analyse de la reconstruction pour identifier les organites cellulaires 27,35-39. Depuis, les images acquises sont dérivées de basse tension des électrons de rétrodiffusion, de nouveaux protocoles de coloration qui combinent différentes techniques connues de coloration des métaux lourds ont été développés pour augmenter la résolution 40.

Dans cet article, nous fournissons un protocole pour l' utilisation de la 3D imagerie par microscopie électronique et analyse volumétrique des mitochondries cérébrales basée sur les méthodes qui ont déjà été utilisées par nous et d' autres 38,39,41. Les méthodes de tissus post-traitement ont été utilisées comme décrit précédemment par Deerinck et al40.

Protocol

Déclaration d'éthique: Les procédures impliquant des sujets animaux ont été approuvés par le Comité institutionnel des animaux soin et l'utilisation (IACUC) à Virginia Tech. Attention: les précautions extrêmes doivent être prises lors de la manipulation et de l'élimination de plusieurs composants utilisés dans ce protocole. Avant utilisation, la section locale des directives institutionnelles et pratiques de santé et de sécurité doivent être établies et suivies, en particulier pour le tétroxyde d'o…

Representative Results

Nous démontrons que la morphologie du cerveau et la taille mitochondrial est hétérogène dans les différents sous-compartiments neuronaux. La microscopie confocale sur des cultures de neurones de faible densité transduction avec des lentivirus exprimant la protéine fluorescente verte mitochondrial ciblée a montré que les mitochondries résidant dans le soma des neurones forment un réseau réticulaire, alors que ceux qui résident dans distaux de neurites présentent une morpholo…

Discussion

La complexité du système nerveux représente un défi important dans la reconstruction de grands volumes de tissus et l'analyse de la morphologie et la distribution des organites tels que les mitochondries, avec une résolution suffisante. Plusieurs cellules , y compris les neurones, les oligodendrocytes et les astrocytes avec de nombreux processus étendus en trois dimensions interagissent dans le tissu cérébral 43. Depuis mitochondries réside à la fois dans le soma des cellules et des processus di…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

We thank Sidney Walker for providing technical help. This work was supported in part by a grant from the National Institute of Health (1R01EY024712-01A1).

Materials

C57BL/6J mice Jackson laboratory  664
Isoflurane VETone, tradename Fluriso 501017
Dissection tray Fisher scientific  S65105 
Dissection scissors Ted Pella Inc. 1316
Butterfly canula Exel International 26704
Phosphate buffer saline Sigma-Aldrich P4417-100TAB
Filter (0.45 micron) EMD Millipore NC0813356
Dissection microscope Olympus SZ61
Vibratome sectioning system Ted Pella Inc. Vibratome 3000
Sodium Cacodylate EMS 12300
Tannic Acid EMS 21700
Potassium Ferrocyanide J.T. Baker 14459-95-1
Osmium Tetroxide 4% Solution EMS 19150
Thiocarbohydrazide EMS 21900
L-Aspartic Acid Sigma-Aldrich A93100
Potassium Hydroxide Acros Organics 43731000
Lead Nitrate EMS 17900
EMbed-812 EMBEDDING KIT EMS 14120 Contains Embed 812  resin, DDSA, NMA, and DMP-30.
Glutaraldehyde 25% EM Grade Polysciences Inc. 1909
Paraformaldehyde EMS 19202
Uranyl Acetate EMS 22400
Ethanol EMS 15055
Propylene Oxide EMS 20400
Embedding Mold EMS 70907
Aluminum specimen pin EMS 70446
Colloidal Silver Liquid EMS 12630
Razor EMS 72000
Super Glue (Loctite Gel Control) Loctite 234790 Hardware/craft stores carry this item
Conductive epoxy Ted Pella Inc. 16043
Scanning electron microscope Zeiss Sigma VP
In chamber ultramicrotome for SEM Gatan Inc. 3View2 Can be designed for other SEMs
Trimming microscope for pin preparation Gatan Inc. supplied as part of 3View system
Low kV backscattered electron detector Gatan Inc. 3V-BSED
ImageJ/ Fiji processing package  ImageJ ver 1.50b, FIJI download Oct 1, 2015 http://zoi.utia.cas.cz/files/imagej_api.pdf
http://rsb.info.nih.gov/ij/
http://www.icmr.ucsb.edu/programs/3DWorkshop/Uchic-2015_FIJI_Tutorial.pdf
http://fiji.sc/TrakEM2

Referências

  1. Kasahara, A., Scorrano, L. Mitochondria: from cell death executioners to regulators of cell differentiation. Trends Cell Biol. 24, 761-770 (2014).
  2. Friedman, J. R., et al. ER tubules mark sites of mitochondrial division. Science. 334, 358-362 (2011).
  3. Bereiter-Hahn, J., Voth, M., Mai, S., Jendrach, M. Structural implications of mitochondrial dynamics. Biotechnol J. 3, 765-780 (2008).
  4. Campello, S., Scorrano, L. Mitochondrial shape changes: orchestrating cell pathophysiology. EMBO Rep. 11, 678-684 (2010).
  5. Trimmer, P. A., et al. Abnormal mitochondrial morphology in sporadic Parkinson’s and Alzheimer’s disease cybrid cell lines. Exp Neurol. 162, 37-50 (2000).
  6. Chen, H., Chan, D. C. Mitochondrial dynamics–fusion, fission, movement, and mitophagy–in neurodegenerative diseases. Hum Mol Genet. 18, 169-176 (2009).
  7. Li, Z., Okamoto, K., Hayashi, Y., Sheng, M. The importance of dendritic mitochondria in the morphogenesis and plasticity of spines and synapses. Cell. 119, 873-887 (2004).
  8. Romanello, V., et al. Mitochondrial fission and remodelling contributes to muscle atrophy. EMBO J. 29, 1774-1785 (2010).
  9. Szabadkai, G., et al. Drp-1-dependent division of the mitochondrial network blocks intraorganellar Ca2+ waves and protects against Ca2+-mediated apoptosis. Mol Cell. 16, 59-68 (2004).
  10. Yu, T., Robotham, J. L., Yoon, Y. Increased production of reactive oxygen species in hyperglycemic conditions requires dynamic change of mitochondrial morphology. Proc Natl Acad Sci U S A. 103, 2653-2658 (2006).
  11. Scheckhuber, C. Q., et al. Reducing mitochondrial fission results in increased life span and fitness of two fungal ageing models. Nat Cell Biol. 9, 99-105 (2007).
  12. Scheibye-Knudsen, M., Fang, E. F., Croteau, D. L., Wilson, D. M., 3rd, V. A., Bohr, Protecting the mitochondrial powerhouse. Trends Cell Biol. 25, 158-170 (2015).
  13. Macke, J. H., et al. Contour-propagation algorithms for semi-automated reconstruction of neural processes. J Neurosci Methods. 167, 349-357 (2008).
  14. Parikh, S. The neurologic manifestations of mitochondrial disease. Dev Disabil Res Rev. 16, 120-128 (2010).
  15. Frye, R. E., Rossignol, D. A. Mitochondrial dysfunction can connect the diverse medical symptoms associated with autism spectrum disorders. Pediatr Res. 69, 41-47 (2011).
  16. Beal, M. F. Mitochondrial dysfunction in neurodegenerative diseases. Biochim Biophys Acta. 1366, 211-223 (1998).
  17. DiMauro, S., Schon, E. A. Mitochondrial disorders in the nervous system. Annu Rev Neurosci. 31, 91-123 (2008).
  18. DiMauro, S., Schon, E. A. Mitochondrial respiratory-chain diseases. N Engl J Med. 348, 2656-2668 (2003).
  19. Calkins, M. J., Manczak, M., Mao, P., Shirendeb, U., Reddy, P. H. Impaired mitochondrial biogenesis, defective axonal transport of mitochondria, abnormal mitochondrial dynamics and synaptic degeneration in a mouse model of Alzheimer’s disease. Hum Mol Genet. 20, 4515-4529 (2011).
  20. Anitha, A., et al. Downregulation of the expression of mitochondrial electron transport complex genes in autism brains. Brain Pathol. 23, 294-302 (2013).
  21. Misgeld, T., Kerschensteiner, M., Bareyre, F. M., Burgess, R. W., Lichtman, J. W. Imaging axonal transport of mitochondria in vivo. Nat Methods. 4, 559-561 (2007).
  22. Takihara, Y., et al. In vivo imaging of axonal transport of mitochondria in the diseased and aged mammalian CNS. Proc Natl Acad Sci U S A. 112, 10515-10520 (2015).
  23. Shepherd, G. M., Harris, K. M. Three-dimensional structure and composition of CA3→CA1 axons in rat hippocampal slices: implications for presynaptic connectivity and compartmentalization. J Neurosci. 18, 8300-8310 (1998).
  24. Wang, C., et al. Dynamic tubulation of mitochondria drives mitochondrial network formation. Cell Res. 25 (10), 1108-1120 (2015).
  25. Glancy, B., et al. Mitochondrial reticulum for cellular energy distribution in muscle. Nature. 523, 617-620 (2015).
  26. Chen, H., Chan, D. C. Mitochondrial dynamics in mammals. Curr Top Dev Biol. 59, 119-144 (2004).
  27. Chavan, V., et al. Central presynaptic terminals are enriched in ATP but the majority lack mitochondria. PLoS One. 10, e0125185 (2015).
  28. Peddie, C. J., Collinson, L. M. Exploring the third dimension: volume electron microscopy comes of age. Micron. 61, 9-19 (2014).
  29. Harris, K. M., et al. Uniform serial sectioning for transmission electron microscopy. J Neurosci. 26, 12101-12103 (2006).
  30. Hayworth, K. J., et al. Imaging ATUM ultrathin section libraries with WaferMapper: a multi-scale approach to EM reconstruction of neural circuits. Front Neural Circuits. 8, 68 (2014).
  31. Bushby, A. J., et al. Imaging three-dimensional tissue architectures by focused ion beam scanning electron microscopy. Nat Protoc. 6, 845-858 (2011).
  32. Denk, W., Horstmann, H. Serial block-face scanning electron microscopy to reconstruct three-dimensional tissue nanostructure. PLoS Biol. 2, e329 (2004).
  33. Leighton, S. B. SEM images of block faces, cut by a miniature microtome within the SEM – a technical note. Scan Electron Microsc. , 73-76 (1981).
  34. Briggman, K. L., Denk, W. Towards neural circuit reconstruction with volume electron microscopy techniques. Curr Opin Neurobiol. 16, 562-570 (2006).
  35. Shomorony, A., et al. Combining quantitative 2D and 3D image analysis in the serial block face SEM: application to secretory organelles of pancreatic islet cells. J Microsc. 259, 155-164 (2015).
  36. Pinali, C., Kitmitto, A. Serial block face scanning electron microscopy for the study of cardiac muscle ultrastructure at nanoscale resolutions. J Mol Cell Cardiol. 76, 1-11 (2014).
  37. Miyazaki, N., Esaki, M., Ogura, T., Murata, K. Serial block-face scanning electron microscopy for three-dimensional analysis of morphological changes in mitochondria regulated by Cdc48p/p97 ATPase. J Struct Biol. 187, 187-193 (2014).
  38. Traka, M., et al. WDR81 is necessary for purkinje and photoreceptor cell survival. J Neurosci. 33, 6834-6844 (2013).
  39. Ohno, N., et al. Mitochondrial immobilization mediated by syntaphilin facilitates survival of demyelinated axons. Proc Natl Acad Sci U S A. 111, 9953-9958 (2014).
  40. Deerinck, T. J., Bushong, E. A., Thor, A., Ellisman, M. H. . NCMIR methods for 3D EM: A new protocol for preparation of biological specimens for serial block face scanning electron microscopy. , (2010).
  41. Ohno, N., et al. Myelination and axonal electrical activity modulate the distribution and motility of mitochondria at CNS nodes of Ranvier. J Neurosci. 31, 7249-7258 (2011).
  42. Hammer, S., Monavarfeshani, A., Lemon, T., Su, J., Fox, M. A. Multiple Retinal Axons Converge onto Relay Cells in the Adult Mouse Thalamus. Cell Rep. 12, 1575-1583 (2015).
  43. Kasthuri, N., et al. Saturated Reconstruction of a Volume of Neocortex. Cell. 162, 648-661 (2015).
  44. Conchello, J. A., Lichtman, J. W. Optical sectioning microscopy. Nat Methods. 2, 920-931 (2005).
  45. Denk, W., Strickler, J. H., Webb, W. W. Two-photon laser scanning fluorescence microscopy. Science. 248, 73-76 (1990).
  46. Bohorquez, D., Haque, F., Medicetty, S., Liddle, R. A. Correlative Confocal and 3D Electron Microscopy of a Specific Sensory Cell. J Vis Exp. , e52918 (2015).
  47. Fiala, J. C. Reconstruct: a free editor for serial section microscopy. J Microsc. 218, 52-61 (2005).
  48. Cardona, A., et al. TrakEM2 software for neural circuit reconstruction. PLoS One. 7, e38011 (2012).
  49. Helmstaedter, M., Mitra, P. P. Computational methods and challenges for large-scale circuit mapping. Curr Opin Neurobiol. 22, 162-169 (2012).
  50. Helmstaedter, M., Briggman, K. L., Denk, W. High-accuracy neurite reconstruction for high-throughput neuroanatomy. Nat Neurosci. 14, 1081-1088 (2011).
  51. Saalfeld, S., Cardona, A., Hartenstein, V., Tomancak, P. CATMAID: collaborative annotation toolkit for massive amounts of image data. Bioinformatics. 25, 1984-1986 (2009).
  52. Giuly, R. J., Martone, M. E., Ellisman, M. H. Method: automatic segmentation of mitochondria utilizing patch classification, contour pair classification, and automatically seeded level sets. BMC Bioinformatics. 13, 29 (2012).
  53. Jakobs, S., Wurm, C. A. Super-resolution microscopy of mitochondria. Curr Opin Chem Biol. 20, 9-15 (2014).

Play Video

Citar este artigo
Mukherjee, K., Clark, H. R., Chavan, V., Benson, E. K., Kidd, G. J., Srivastava, S. Analysis of Brain Mitochondria Using Serial Block-Face Scanning Electron Microscopy. J. Vis. Exp. (113), e54214, doi:10.3791/54214 (2016).

View Video