Summary

Karakterisering och tillämpning av passiva provtagare för övervakning av bekämpningsmedel i vatten

Published: August 03, 2016
doi:

Summary

A protocol about the characterization and application of five different passive sampling devices is presented.

Abstract

Fem olika vatten passiva provtagare kalibrerades under laboratorieförhållanden för mätning av 124 äldre och nuvarande använda bekämpningsmedel. Denna studie ger ett protokoll för den passiva provtagaren förberedelse, kalibrering, extraktionsmetod och instrumentella analyser. Samplingsfrekvenser (R S) och passiva provtagare vatten fördelningskoefficienter (K PW) beräknades för silikongummi, polär organisk kemisk integrerande sampler POCIS-A, POCIS-B, SDB-RPS och C 18 disk. Utnyttjandet av de utvalda föreningar beroende på deras fysikalisk-kemiska egenskaper, det vill säga, silikongummi uppvisade en bättre upptag för mer hydrofoba föreningar (log oktanol-vattenfördelningskoefficient (K OW)> 5,3), medan POCIS-A, POCIS-B och SDB- RPS disk var mer lämpade för hydrofila föreningar (log K OW <0,70).

Introduction

Bekämpningsmedel kontinuerligt introduceras för vattenmiljön och kan utgöra en risk för vattenlevande organismer 1. Övervakning av bekämpningsmedel i vattenmiljö utförs typiskt med greppa provtagning, men detta provtagningsteknik inte helt hänsyn till tidsmässiga variationer i koncentrationer på grund av fluktuationer i flöde eller episodiska ingångar (t.ex. nederbörd, kombinerade avlopp svämmar över, avlopp lagun frisättning) 2 , 3. Således, övervakningsmetoder måste förbättras för en bättre bedömning av miljörisker som är förknippade med bekämpningsmedel. Passiv provtagning möjliggör kontinuerlig övervakning under en längre tid med minimal infrastruktur och låga föroreningskoncentrationer 4,5.

Passiva provtagare har visat sig vara ett värdefullt verktyg för övervakning i grundvattnet 6, färskvatten 7-10, avloppsvatten 11 och havsvatten 12. Förutom övervakningsändamål <sup> 13,14, har passiva provtagare också använts för icke-mål analys 15, toxikologi testning 16,17, och som ett alternativ till sediment och biologisk övervakning 18. Passiva provtagare samlas kemikalier kontinuerligt från vatten och ge tid vägt genomsnitt (TWA) koncentrationer 14. Upptaget av föroreningen beror på samplingsfrekvensen (R S) och passiva provtagare-vattenfördelningskoefficient (K PW), vilket beror på den passiva provtagaren design, sampler material, fysikalisk-kemiska egenskaperna hos föroreningen och miljöförhållanden (t.ex. vatten turbulens, temperatur) 13,14,19,20.

Den detaljerade video syftar till att visa hur man kalibrerar och tillämpa passiva provtagare för bekämpningsmedel i vatten. De specifika mål ingår i) att utföra förberedelser, extraktion och instrumentell analys för 124 enskilda bekämpningsmedel med hjälp av fem olika typer av passiva samplERS, inklusive silikongummi, polär organisk kemisk integrativ sampler (POCIS) -A, POCIS-B, SDB-RPS och C 18 disk, ii) att bedöma R S och K PW för bekämpningsmedel i ett laboratorium upptag studie, och iii) att visa hur man väljer rätt passiva provtagaren av målföreningen av intresse och hur man beräknar TWA koncentrationer för respektive passiva provtagaren.

Referensstandarder och passiva sampler anordningar

Målföreningar ingår 124 arv och för närvarande används bekämpningsmedel inklusive herbicider, insekticider och fungicider (tabell 1). Intern standardblandning (IS blandning) ingår fenoprop (2,4,5-TP), klotianidin-D3, etion och terbutylazin-D 5. Andra använda kemikalier ingår metanol (MeOH), acetonitril (ACN), aceton (ACE), diklormetan (DCM), cyklohexan (CH), etylacetat (EA), petroleum ethenne (PE), 2-propanol, 25% -ig ammoniaklösning, ättiksyra (HAc) och myrsyra (FA). Fem olika passiv provtagningsanordningar karakteriserades, inklusive silikongummi, POCIS-A och POCIS-B, SDB-RPS, och C 18 disk 1,21.

Tabell 1. Passiv sampler samplingsfrekvens (R 'S, L dag -1), sampler-vatten fördelningskoefficienter (K "PW, L kg -1) och ekvationer (EQ.) Som används för att beräkna koncentrationerna i fältprov för enskilda pesticider a. (Utdrag ur Journal of Chromatography A, 1405, Lutz Ahrens, Atlasi Daneshvar, Anna E. Lau, Jenny Kreuger, karakterisering av fem passiva provtagningsanordningar för övervakning av bekämpningsmedel i vatten, 1-11, Copyright (2015), med tillstånd från Elsevier .) 22 klicka här för att ladda ner filen.

Protocol

1. Passiv Sampler Design och förberedelse Silikongummiblad Skär silikongummi ark (600 mm x 600 mm, 0,5 mm tjock) i band av 2,5 mm x 600 mm och 2,5 mm x 314 mm med hjälp av en fräs rostfritt stål och ansluta dem med en rostfri blindnit (3,2 mm x 10 mm ) med en nit pistol för att få en total sampler rand storleken av 2,5 mm x 914 mm (ytarea = 457 cm 2, sorbent massa = 15,6 g, volym = 22,9 cm 3). Placera silikongummin i en extraktion kamm…

Representative Results

Fem olika passiva sampler tekniker jämfördes för upptaget av 124 arv och nuvarande använda bekämpningsmedel inklusive silikongummi (Figur 1), och POCIS A, POCIS B, SDB-RPS och C 18 disk (Figur 2). Utförandet av extraktionsmetoden och instrumentell analys optimerades. Utfallet av laboratorieupptags experiment kan användas för att beräkna R 'S och log K "PW-värden (tabell 1)</str…

Discussion

För kvalitetskontroll, som standardförfarande, laboratorieämnen, var detektionsgräns (LOD), återvinningar, och repeterbarhet undersöktes 23. Några bekämpningsmedel upptäcktes i blankprover vid nivåer låg koncentration. Bestämningsgränser sattes som värdet av den lägsta punkten på kalibreringskurvan som uppfyller kriterierna för en signal-brusförhållande av 3. Den genomsnittliga bestämningsgränser var 8,0 pg absolut injiceras på kolumnen för silikongummi, 1,7 pg absolut för POCIS-A, 1,6…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

The Swedish EPA (Naturvårdsverket) (agreement 2208-13-001) and Centre for Chemical Pesticides (CKB) are gratefully acknowledged for funding this project. We thank Märit Peterson, Henrik Jernstedt, Emma Gurnell and Elin Paulsson at the OMK-lab, SLU, for skillful assistance with analytical support and supply of pesticide standards.

Materials

Methanol Merck Millipore 1.06035.2500
Acetonitrile Merck Millipore 1.00029.2500 
Acetone Merck Millipore 1.00012.2500
2-propanol Merck Millipore 1.00272.2500
Dichloromethane Merck Millipore 1.06054.2500
Ammoniak Merck Millipore 1.05428.1000 Purity 25%
Formic acid Sigma-Aldrich 94318-50ML-F Purity ~98%
Ethyl acetate  Sigma-Aldrich 31063-2.5L for pesticide residue analysis
Petroleum ether  Sigma-Aldrich 34491-4X2.5L for pesticide residue analysis
Acetic acid  Sigma-Aldrich 320099-500ML Purity ≥99.7%
Cyclohexane  Fisher Chemicals C/8933/17 for residue analysis
Empty polypropylene SPE Tube with PE frits, 20 μm porosity, volume 6 mL Supelco 57026
Empore SPE Disks, C18, diam. 47 mm Supelco 66883-U Passive sampler
Empore SPE Disks, SDB-RPS (Reversed-Phase Sulfonate), diam. 47 mm Supelco 66886-U  Passive sampler
POCIS-A  EST POCIS-HLB Passive sampler
POCIS-B EST POCIS-Pesticide  Passive sampler
Polyethersulfone (PES) membranes EST PES
Silicone rubber sheet Altec 03-65-4516 Passive sampler
Agilent 5975C Agilent Technologies 5975C GC-MS
HP-5MS UI J&W Scientific HP-5MS Analytical column for GC-MS
Agilent 6460 Agilent Technologies 6460 HPLC-MS/MS
Strata C18–E, 20 x 2 mm id and 20–25 μm particle size Phenomenex Strata C18–E Online SPE column for LC-MS/MS
Strata X, 20 x 2 mm id and 20–25 μm particle size Phenomenex Strata X Online SPE column for LC-MS/MS
Zorbax Eclipse Plus C18 Agilent Technologies Zorbax Eclipse Plus C18 Analytical column for LC-MS/MS
Isolute phase separator, 25 mL Biotage 120-1907-E
Stainless steel blind rivet, 3.2×10 mm Ejot & Avdel 951222

Referências

  1. Rodney, S. I., Teed, R. S., Moore, D. R. J. Estimating the toxicity of pesticide mixtures to aquatic organisms: A review. Hum. Ecol. Risk Assess. 19 (6), 1557-1575 (2013).
  2. Kreuger, J. Pesticides in stream water within an agricultural catchment in southern Sweden, 1990-1996. Sci. Total Environ. 216 (3), 227-251 (1998).
  3. Carlson, J. C., Challis, J. K., Hanson, M. L., Wong, C. S. Stability of pharmaceuticals and other polar organic compounds stored on polar organic chemical integrative samplers and solid-phase extraction cartridges. Environ. Toxicol. Chem. 32 (2), 337-344 (2013).
  4. Alvarez, D. A., et al. Development of a passive, in situ, integrative sampler for hydrophilic organic contaminants in aquatic environments. Environ. Toxicol. Chem. 23 (7), 1640-1648 (2004).
  5. Vrana, B., et al. Passive sampling: An effective method for monitoring seasonal and spatial variability of dissolved hydrophobic organic contaminants and metals in the Danube river. Environ. Pollut. 184, 101-112 (2014).
  6. Dougherty, J. A., Swarzenski, P. W., Dinicola, R. S., Reinhard, M. Occurrence of herbicides and pharmaceutical and personal care products in surface water and groundwater around Liberty Bay, Puget Sound, Washington. J. Environ. Qual. 39 (4), 1173-1180 (2010).
  7. Muñoz, I., Martìnez Bueno, M. J., Agüera, A., Fernández-Alba, A. R. Environmental and human health risk assessment of organic micro-pollutants occurring in a Spanish marine fish farm. Environ. Pollut. 158 (5), 1809-1816 (2010).
  8. Wille, K., et al. Rapid quantification of pharmaceuticals and pesticides in passive samplers using ultra high performance liquid chromatography coupled to high resolution mass spectrometry. J. Chromatogr. A. 1218 (51), 9162-9173 (2011).
  9. Poulier, G., et al. Estimates of pesticide concentrations and fluxes in two rivers of an extensive French multi-agricultural watershed: application of the passive sampling strategy. Environ. Sci. Pollut. Res. 22 (11), 8044-8057 (2015).
  10. Moschet, C., Vermeirssen, E. L. M., Singer, H., Stamm, C., Hollender, J. Evaluation of in-situ calibration of chemcatcher passive samplers for 322 micropollutants in agricultural and urban affected rivers. Water Res. 71, 306-317 (2015).
  11. Petty, J. D., et al. An approach for assessment of water quality using semipermeable membrane devices (SPMDs) and bioindicator tests. Chemosphere. 41 (3), 311-321 (2000).
  12. Metcalfe, C. D., et al. Contaminants in the coastal karst aquifer system along the Caribbean coast of the Yucatan Peninsula, Mexico. Environ. Pollut. 159 (4), 991-997 (2011).
  13. Allan, I. J., et al. Field performance of seven passive sampling devices for monitoring of hydrophobic substances. Environ. Sci. Technol. 43 (14), 5383-5390 (2009).
  14. Vrana, B., et al. Passive sampling techniques for monitoring pollutants in water. TrAC – Trend. Anal. Chem. 24 (10), 845-868 (2005).
  15. Allan, I. J., Harman, C., Ranneklev, S. B., Thomas, K. V., Grung, M. Passive sampling for target and nontarget analyses of moderately polar and nonpolar substances in water. Environ. Toxicol. Chem. 32 (8), 1718-1726 (2013).
  16. Escher, B. I., et al. Evaluation of contaminant removal of reverse osmosis and advanced oxidation in full-scale operation by combining passive sampling with chemical analysis and bioanalytical tools. Environ. Sci. Technol. 45, 5387-5394 (2011).
  17. Pesce, S., Morin, S., Lissalde, S., Montuelle, B., Mazzella, N. Combining polar organic chemical integrative samplers (POCIS) with toxicity testing to evaluate pesticide mixture effects on natural phototrophic biofilms. Environ. Pollut. 159 (3), 735-741 (2011).
  18. Booij, K., Smedes, F., Van Weerlee, E. M., Honkoop, P. J. C. Environmental monitoring of hydrophobic organic contaminants: The case of mussels versus semipermeable membrane devices. Environ. Sci. Technol. 40 (12), 3893-3900 (2006).
  19. Harman, C., Allan, I. J., Vermeirssen, E. L. M. Calibration and use of the polar organic chemical integrative sampler-a critical review. Environ. Toxicol. Chem. 31 (12), 2724-2738 (2012).
  20. Jonker, M. T. O., Der Heijden, S. A. V. a. n., Kotte, M., Smedes, F. Quantifying the effects of temperature and salinity on partitioning of hydrophobic organic chemicals to silicone rubber passive samplers. Environ. Sci. Technol. 49 (11), 6791-6799 (2015).
  21. Jansson, C., Kreuger, J. Multiresidue analysis of 95 pesticides at low nanogram/liter levels in surface waters using online preconcentration and high performance liquid chromatography/tandem mass spectrometry. J. AOAC Int. 93 (6), 1732-1747 (2010).
  22. Ahrens, L., Daneshvar, A., Lau, A. E., Kreuger, J. Characterization of five passive sampling devices for monitoring of pesticides in water. J. Chromatogr. A. 1405, 1-11 (2015).
  23. Royston, P. Approximating the Shapiro-Wilk W-test for non-normality. Stat. Comput. 2 (3), 117-119 (1992).
  24. Gauthier, T. D. Detecting trends using Spearman’s rank correlation coefficient. Environ. Forensics. 2 (4), 359-362 (2001).
  25. Morin, N., Miège, C., Coquery, M., Randon, J. Chemical calibration, performance, validation and applications of the polar organic chemical integrative sampler (POCIS) in aquatic environments. TrAC – Trend. Anal. Chem. 36, 144-175 (2012).
  26. . Water Quality – Sampling – Part 23: Guidance on Passive Sampling in Surface Waters. ISO 5667-23:2011. , (2011).
  27. Morin, N., Camilleri, J., Cren-Olivé, C., Coquery, M., Miège, C. Determination of uptake kinetics and sampling rates for 56 organic micropollutants using “pharmaceutical” POCIS. Talanta. 109, 61-73 (2013).
check_url/pt/54053?article_type=t

Play Video

Citar este artigo
Ahrens, L., Daneshvar, A., Lau, A. E., Kreuger, J. Characterization and Application of Passive Samplers for Monitoring of Pesticides in Water. J. Vis. Exp. (114), e54053, doi:10.3791/54053 (2016).

View Video