Summary

Karakterisering og anvendelse af passive samplere for Overvågning af pesticider i vand

Published: August 03, 2016
doi:

Summary

A protocol about the characterization and application of five different passive sampling devices is presented.

Abstract

Fem forskellige vand passive samplere blev kalibreret under laboratorieforhold til måling af 124 arv og aktuelle brugte pesticider. Denne undersøgelse giver en protokol for den passive sampler forberedelse, kalibrering, ekstraktion metode og instrumentel analyse. Sampling satser (R S) og passive sampler-vand fordelingskoefficienter (K PW) blev beregnet for silikonegummi, polært organisk kemisk integrativ sampler POCIS-A, POCIS-B, SDB-RPS og C 18 disk. Optagelsen af de udvalgte forbindelser afhang af deres fysisk-kemiske egenskaber, dvs. viste silikonegummi en bedre optagelse for flere hydrofobe forbindelser (log oktanol-vand fordelingskoefficienten (K OW)> 5.3), hvorimod POCIS-A, POCIS-B og SDB- RPS disk var mere egnet til hydrofile forbindelser (log K OW <0,70).

Introduction

Pesticider løbende introduceret til vandmiljøet og kan udgøre en risiko for vandorganismer 1. Overvågning af pesticider i det vandige miljø udføres typisk ved hjælp af grab prøveudtagning, men denne sampling teknik ikke fuldt ud højde for tidsmæssige variationer i koncentrationer på grund af udsving i flow eller episodiske input (f.eks, nedbør, overløb, spildevand lagune release) 2 3. Således overvågningsmetoder skal forbedres for en bedre vurdering af miljørisici forbundet med pesticider. Passiv prøvetagning giver kontinuerlig overvågning over en længere periode med minimal infrastruktur og lave forureningskoncentrationer 4,5.

Passive samplere har vist sig at være et værdifuldt værktøj til overvågning i grundvandet 6, frisk vand 7-10, spildevand 11 og havområder 12. Udover overvågningsformål <sup> 13,14, har passive samplere også blevet anvendt til ikke-target-analyse 15, toksikologi test 16,17, og som et alternativ til sediment og bioovervågning 18. Passive samplere ophobes kemikalier kontinuerligt fra vand og give tidsvægtet gennemsnit (TWA) koncentrationer 14. Optagelsen af det forurenende afhænger samplingfrekvens (R S) og passiv sampler-vand fordelingskoefficienten (K PW), som afhænger af den passive sampler design, sampler materiale, fysisk-kemiske egenskaber forureningsstoffet, og miljømæssige forhold (f.eks, vand turbulens, temperatur) 13,14,19,20.

Den detaljerede video har til formål at vise, hvordan man kalibrere og anvende passive prøvetagere for pesticider i vand. De specifikke mål omfattede i) at udføre forberedelse, udvinding og instrumentel analyse for 124 individuelle pesticider anvender fem forskellige typer af passiv SamplERS, herunder silikonegummi, polært organisk kemisk integrativ sampler (POCIS) -A, POCIS-B, SDB-RPS og C18 disk, ii) at vurdere R S og K PW for pesticider i et laboratorium uptake undersøgelse, og iii) at vise, hvordan du vælger den passende passive sampler af målforbindelsen af ​​interesse og hvordan man beregner TWA koncentrationer for det respektive passive sampler.

Referencestandarder og passive sampler enheder

Målforbindelser omfattede 124 arv og i øjeblikket anvendes pesticider, herunder herbicider, insekticider og fungicider (tabel 1). Intern standard blanding (IS blanding) inkluderet fenoprop (2,4,5-TP), clothianidin-D3, ethion og terbuthylazin-D 5. Andre anvendte kemikalier inkluderet methanol (MeOH), acetonitril (ACN), acetone (ACE), dichlormethan (DCM), cyclohexan (CH), ethylacetat (EA), petroleum ethende (PE), 2-propanol, 25% ammoniakopløsning, eddikesyre (HAc) og myresyre (FA). Fem forskellige passive sampling anordninger blev karakteriseret, herunder silikonegummi, POCIS-A og POCIS-B, SDB-RPS, og C 18 disk 1,21.

Tabel 1. Passiv sampler sampling rate (R 'S, L dag -1), sampler-vand fordelingskoefficienter (K' PW, L kg -1) og ligninger (ligning.), Der anvendes til beregning af koncentrationer i marken prøver til individuel pesticider a. (Gengivet fra Journal of Chromatography A, 1405, Lutz Ahrens, Atlasi Daneshvar, Anna E. Lau, Jenny Kreuger, Karakterisering af fem passive sampling udstyr til overvågning af pesticider i vand, 1-11, Copyright (2015), med tilladelse fra Elsevier .) 22 klik her for at downloade denne fil.

Protocol

1. Passive Sampler Design og klargøring Silikone gummiplader Skær silikonegummi plader (600 mm x 600 mm, 0,5 mm tyk) ind striber af 2,5 mm x 600 mm og 2,5 mm x 314 mm under anvendelse af en rustfri stål cutter og forbinde dem ved hjælp af en rustfri stål blindnitte (3,2 mm x 10 mm ) med en nitte pistol til at opnå et samlet sampler stribe størrelse på 2,5 mm x 914 mm (overfladeareal = 457 cm2, sorbent masse = 15,6 g, volumen = 22,9 cm3). <…

Representative Results

Fem forskellige passive sampler teknikker blev sammenlignet for optagelsen af 124 arv og aktuelle brugte pesticider, herunder silikonegummi (figur 1), og POCIS A, POCIS B, SDB-RPS og C 18 disk (figur 2). Udførelsen af ​​ekstraktionsprocedure og instrumentel analyse blev optimeret. Resultatet af de laboratorieundersøgelser optagelsesforsøg kan bruges til at beregne R 'S og log K' PW-værdier</em…

Discussion

For kvalitetskontrol, som standardprocedure, laboratorie emner, detektionsgrænser (LOD), inddrivelser og repeterbarhed blev undersøgt 23. Enkelte pesticider blev påvist i de blindprøver ved lave koncentrationsniveauer. Bestemmelsesgrænseværdier blev sat som værdien af ​​det laveste punkt på kalibreringskurven, der opfylder kriterierne for et signal til støj-forhold på 3. De gennemsnitlige bestemmelsesgrænseværdier var 8,0 pg absolut injiceret på søjlen for silikonegummi, 1,7 pg absolut for P…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

The Swedish EPA (Naturvårdsverket) (agreement 2208-13-001) and Centre for Chemical Pesticides (CKB) are gratefully acknowledged for funding this project. We thank Märit Peterson, Henrik Jernstedt, Emma Gurnell and Elin Paulsson at the OMK-lab, SLU, for skillful assistance with analytical support and supply of pesticide standards.

Materials

Methanol Merck Millipore 1.06035.2500
Acetonitrile Merck Millipore 1.00029.2500 
Acetone Merck Millipore 1.00012.2500
2-propanol Merck Millipore 1.00272.2500
Dichloromethane Merck Millipore 1.06054.2500
Ammoniak Merck Millipore 1.05428.1000 Purity 25%
Formic acid Sigma-Aldrich 94318-50ML-F Purity ~98%
Ethyl acetate  Sigma-Aldrich 31063-2.5L for pesticide residue analysis
Petroleum ether  Sigma-Aldrich 34491-4X2.5L for pesticide residue analysis
Acetic acid  Sigma-Aldrich 320099-500ML Purity ≥99.7%
Cyclohexane  Fisher Chemicals C/8933/17 for residue analysis
Empty polypropylene SPE Tube with PE frits, 20 μm porosity, volume 6 mL Supelco 57026
Empore SPE Disks, C18, diam. 47 mm Supelco 66883-U Passive sampler
Empore SPE Disks, SDB-RPS (Reversed-Phase Sulfonate), diam. 47 mm Supelco 66886-U  Passive sampler
POCIS-A  EST POCIS-HLB Passive sampler
POCIS-B EST POCIS-Pesticide  Passive sampler
Polyethersulfone (PES) membranes EST PES
Silicone rubber sheet Altec 03-65-4516 Passive sampler
Agilent 5975C Agilent Technologies 5975C GC-MS
HP-5MS UI J&W Scientific HP-5MS Analytical column for GC-MS
Agilent 6460 Agilent Technologies 6460 HPLC-MS/MS
Strata C18–E, 20 x 2 mm id and 20–25 μm particle size Phenomenex Strata C18–E Online SPE column for LC-MS/MS
Strata X, 20 x 2 mm id and 20–25 μm particle size Phenomenex Strata X Online SPE column for LC-MS/MS
Zorbax Eclipse Plus C18 Agilent Technologies Zorbax Eclipse Plus C18 Analytical column for LC-MS/MS
Isolute phase separator, 25 mL Biotage 120-1907-E
Stainless steel blind rivet, 3.2×10 mm Ejot & Avdel 951222

Referências

  1. Rodney, S. I., Teed, R. S., Moore, D. R. J. Estimating the toxicity of pesticide mixtures to aquatic organisms: A review. Hum. Ecol. Risk Assess. 19 (6), 1557-1575 (2013).
  2. Kreuger, J. Pesticides in stream water within an agricultural catchment in southern Sweden, 1990-1996. Sci. Total Environ. 216 (3), 227-251 (1998).
  3. Carlson, J. C., Challis, J. K., Hanson, M. L., Wong, C. S. Stability of pharmaceuticals and other polar organic compounds stored on polar organic chemical integrative samplers and solid-phase extraction cartridges. Environ. Toxicol. Chem. 32 (2), 337-344 (2013).
  4. Alvarez, D. A., et al. Development of a passive, in situ, integrative sampler for hydrophilic organic contaminants in aquatic environments. Environ. Toxicol. Chem. 23 (7), 1640-1648 (2004).
  5. Vrana, B., et al. Passive sampling: An effective method for monitoring seasonal and spatial variability of dissolved hydrophobic organic contaminants and metals in the Danube river. Environ. Pollut. 184, 101-112 (2014).
  6. Dougherty, J. A., Swarzenski, P. W., Dinicola, R. S., Reinhard, M. Occurrence of herbicides and pharmaceutical and personal care products in surface water and groundwater around Liberty Bay, Puget Sound, Washington. J. Environ. Qual. 39 (4), 1173-1180 (2010).
  7. Muñoz, I., Martìnez Bueno, M. J., Agüera, A., Fernández-Alba, A. R. Environmental and human health risk assessment of organic micro-pollutants occurring in a Spanish marine fish farm. Environ. Pollut. 158 (5), 1809-1816 (2010).
  8. Wille, K., et al. Rapid quantification of pharmaceuticals and pesticides in passive samplers using ultra high performance liquid chromatography coupled to high resolution mass spectrometry. J. Chromatogr. A. 1218 (51), 9162-9173 (2011).
  9. Poulier, G., et al. Estimates of pesticide concentrations and fluxes in two rivers of an extensive French multi-agricultural watershed: application of the passive sampling strategy. Environ. Sci. Pollut. Res. 22 (11), 8044-8057 (2015).
  10. Moschet, C., Vermeirssen, E. L. M., Singer, H., Stamm, C., Hollender, J. Evaluation of in-situ calibration of chemcatcher passive samplers for 322 micropollutants in agricultural and urban affected rivers. Water Res. 71, 306-317 (2015).
  11. Petty, J. D., et al. An approach for assessment of water quality using semipermeable membrane devices (SPMDs) and bioindicator tests. Chemosphere. 41 (3), 311-321 (2000).
  12. Metcalfe, C. D., et al. Contaminants in the coastal karst aquifer system along the Caribbean coast of the Yucatan Peninsula, Mexico. Environ. Pollut. 159 (4), 991-997 (2011).
  13. Allan, I. J., et al. Field performance of seven passive sampling devices for monitoring of hydrophobic substances. Environ. Sci. Technol. 43 (14), 5383-5390 (2009).
  14. Vrana, B., et al. Passive sampling techniques for monitoring pollutants in water. TrAC – Trend. Anal. Chem. 24 (10), 845-868 (2005).
  15. Allan, I. J., Harman, C., Ranneklev, S. B., Thomas, K. V., Grung, M. Passive sampling for target and nontarget analyses of moderately polar and nonpolar substances in water. Environ. Toxicol. Chem. 32 (8), 1718-1726 (2013).
  16. Escher, B. I., et al. Evaluation of contaminant removal of reverse osmosis and advanced oxidation in full-scale operation by combining passive sampling with chemical analysis and bioanalytical tools. Environ. Sci. Technol. 45, 5387-5394 (2011).
  17. Pesce, S., Morin, S., Lissalde, S., Montuelle, B., Mazzella, N. Combining polar organic chemical integrative samplers (POCIS) with toxicity testing to evaluate pesticide mixture effects on natural phototrophic biofilms. Environ. Pollut. 159 (3), 735-741 (2011).
  18. Booij, K., Smedes, F., Van Weerlee, E. M., Honkoop, P. J. C. Environmental monitoring of hydrophobic organic contaminants: The case of mussels versus semipermeable membrane devices. Environ. Sci. Technol. 40 (12), 3893-3900 (2006).
  19. Harman, C., Allan, I. J., Vermeirssen, E. L. M. Calibration and use of the polar organic chemical integrative sampler-a critical review. Environ. Toxicol. Chem. 31 (12), 2724-2738 (2012).
  20. Jonker, M. T. O., Der Heijden, S. A. V. a. n., Kotte, M., Smedes, F. Quantifying the effects of temperature and salinity on partitioning of hydrophobic organic chemicals to silicone rubber passive samplers. Environ. Sci. Technol. 49 (11), 6791-6799 (2015).
  21. Jansson, C., Kreuger, J. Multiresidue analysis of 95 pesticides at low nanogram/liter levels in surface waters using online preconcentration and high performance liquid chromatography/tandem mass spectrometry. J. AOAC Int. 93 (6), 1732-1747 (2010).
  22. Ahrens, L., Daneshvar, A., Lau, A. E., Kreuger, J. Characterization of five passive sampling devices for monitoring of pesticides in water. J. Chromatogr. A. 1405, 1-11 (2015).
  23. Royston, P. Approximating the Shapiro-Wilk W-test for non-normality. Stat. Comput. 2 (3), 117-119 (1992).
  24. Gauthier, T. D. Detecting trends using Spearman’s rank correlation coefficient. Environ. Forensics. 2 (4), 359-362 (2001).
  25. Morin, N., Miège, C., Coquery, M., Randon, J. Chemical calibration, performance, validation and applications of the polar organic chemical integrative sampler (POCIS) in aquatic environments. TrAC – Trend. Anal. Chem. 36, 144-175 (2012).
  26. . Water Quality – Sampling – Part 23: Guidance on Passive Sampling in Surface Waters. ISO 5667-23:2011. , (2011).
  27. Morin, N., Camilleri, J., Cren-Olivé, C., Coquery, M., Miège, C. Determination of uptake kinetics and sampling rates for 56 organic micropollutants using “pharmaceutical” POCIS. Talanta. 109, 61-73 (2013).
check_url/pt/54053?article_type=t

Play Video

Citar este artigo
Ahrens, L., Daneshvar, A., Lau, A. E., Kreuger, J. Characterization and Application of Passive Samplers for Monitoring of Pesticides in Water. J. Vis. Exp. (114), e54053, doi:10.3791/54053 (2016).

View Video