Summary

Desarrollo de un Modelo de hígado fibrótico inducida por etanol en el pez cebra para el Estudio de células progenitoras mediada por la regeneración de hepatocitos

Published: May 13, 2016
doi:

Summary

Sustained fibrosis with deposition of excessive extracellular matrix proteins leads to cirrhosis. Alcohol abuse is one of the main causes of severe liver disease. We established an ethanol-induced zebrafish fibrotic liver model to study the mechanisms and strategies of promoting hepatocyte regeneration upon alcohol-induced injury.

Abstract

Sustained liver fibrosis with continuation of extracellular matrix (ECM) protein build-up results in the loss of cellular competency of the liver, leading to cirrhosis with hepatocellular dysfunction. Among multiple hepatic insults, alcohol abuse can lead to significant health problems including liver failure and hepatocellular carcinoma. Nonetheless, the identity of endogenous cellular sources that regenerate hepatocytes in response to alcohol has not been properly investigated. Moreover, few studies have effectively modeled hepatocyte regeneration upon alcohol-induced injury. We recently reported on establishing an ethanol (EtOH)-induced fibrotic liver model in zebrafish in which hepatic progenitor cells (HPCs) gave rise to hepatocytes upon near-complete hepatocyte loss in the presence of fibrogenic stimulus. Furthermore, through chemical screens using this model, we identified multiple small molecules that enhance hepatocyte regeneration. Here we describe in detail the procedures to develop an EtOH-induced fibrotic liver model and to perform chemical screens using this model in zebrafish. This protocol will be a critical tool to delineate the molecular and cellular mechanisms of how hepatocyte regenerates in the fibrotic liver. Furthermore, these methods will facilitate potential discovery of novel therapeutic strategies for chronic liver disease in vivo.

Introduction

A pesar de la notable capacidad de regeneración de los hepatocitos 1, que son el principal tipo de células de parénquima del hígado, insuficiencia hepática crónica afecta esta capacidad, dando lugar a células progenitoras hepáticas (HPC) la regeneración dependiente de 2.

Daño hepático crónico se deriva principalmente de abuso de alcohol, el virus de la hepatitis C crónica (VHC) 3 y enfermedad de hígado graso no alcohólica (EHNA) 4. Esto conduce a la fibrosis hepática sostenida, que se asocia con la acumulación de proteínas de la matriz extracelular (ECM). La persistencia de la acumulación de ECM distorsiona la arquitectura hepática intacta mediante la formación de un tejido fibroso cicatrizante 5, posteriormente, lo que resulta en cirrosis con alta morbilidad y mortalidad. Se han hecho muchos intentos para mitigar la respuesta fibrótica principalmente centrándose en la inhibición de citoquinas profibrogénicas y miofibroblastos activados 6. Este último se deriva principalmente de las células estrelladas hepáticas (HSC), las principales células no parenquimatosas hepáticas responsables de la formación de la cicatriz del hígado 4. Sin embargo, las terapias regenerativas que estimulan fuentes celulares endógenos incluyendo HPCs para regenerar los hepatocitos en presencia de insultos fibrogénicos sostenidos esperan más investigación.

Muchos modelos experimentales de fibrosis hepática se han descrito en los mamíferos. Inyección repetitiva de tetracloruro de carbono (CCl 4) ha sido ampliamente utilizado para inducir la fibrosis de hígado en murinos y de rata modelos 7. Cuando se combina con una dieta alta en grasa (HF), alcohol condujo a una regulación al alza sustancial de la expresión génica profibrogenic y fibrosis hepática 8. Mientras que la esteatosis (acumulación de lípidos) resulta de la exposición aguda de alcohol, hace que el hígado susceptible a daño hepático más grave 9.

El pez cebra, Danio rerio, se ha convertido en un sistema de modelo de vertebrados de gran valor para el estudio de la regeneración. Aunqueotros vertebrados inferiores, tales como tritones y axolotls tienen una notable capacidad de regeneración, el pez cebra tiene ventajas sobre otros sistemas de modelos con respecto a las estrategias de manipulación genética y de visualización necesarios para manipular los factores de potencial regenerativo 10. El pez cebra también representa un modelo de vertebrados atractivo para el estudio de la enfermedad hepática alcohólica (ALD) por simple adición de etanol (EtOH) a su agua. La exposición aguda EtOH para larvas de pez cebra adultos y esteatosis hepática causada 11-13. Cuando el pez cebra adulto recibió la exposición prolongada EtOH, se observó la deposición de colágeno con la regulación positiva de genes relacionados con la fibrosis-14. Sin embargo, existe una necesidad para el desarrollo de modelos para estudiar la regeneración del hígado en respuesta a EtOH como un estímulo fibrogénicos.

Recientemente, hemos desarrollado un modelo de fibrosis hepática inducida por EtOH 15 en el pez cebra. Hemos combinado un sistema de ablación genética específico de hepatocitos con el tratamiento con EtOH en larvas y adultt pez cebra. Hemos generado dos líneas transgénicas, Tg (fabp10a: CFP-NTR) gt1 y Tg (fabp10a: mCherry-NTR) GT2, en el que E. coli nitrorreductasa (NTR) se fusionan con el cian y proteína fluorescente mCherry, respectivamente, bajo el control del ácido graso específico de hepatocitos proteína 10a, básico (fabp10a) promotor hígado de unión. En este sistema, NTR convierte un profármaco no tóxico metronidazol (MTZ) en un agente de reticulación inter-cadena de ADN 16, inducir la muerte explícita de los hepatocitos. Utilizando este modelo, hemos demostrado que una población de células hepáticas, que son sensibles a la señalización de Notch, convertida en hepatocitos en la casi ausencia de hepatocitos y en el exceso de ECM. Designamos estas células como HPC. Por otra parte, a través de las pantallas químicas, hemos identificado activadores de moléculas pequeñas de la señalización de Wnt y los inhibidores de la señalización de Notch que aumentan la regeneración de los hepatocitos en el hígado fibrótico. Therefore, nuestro modelo de hígado fibrótico en el pez cebra representa un sistema de detección química excelente en comparación con cultura-célula o sistema de selección basado en los mamíferos. Es un sistema in vivo con costos significativos y beneficios de ahorro de tiempo. Aquí se describen los procedimientos detallados para el establecimiento de un modelo de fibrosis hepática inducida por EtOH y para la realización de pantallas químicos que utilizan este modelo en el pez cebra. Además, se realizaron análisis de tiempo-por supuesto para investigar cómo la regeneración de los hepatocitos se produce en el hígado fibrótico. Este protocolo proporcionará una valiosa herramienta para estudiar los mecanismos y estrategias de mejora de la regeneración de los hepatocitos en el hígado fibrótico.

Protocol

El pez cebra fueron criados y criados utilizando un protocolo estándar que cumpla con los criterios de los Institutos Nacionales de Salud y aprobadas por el Instituto de Tecnología de Georgia Institucional Cuidado de Animales y el empleo. 1. Preparación de soluciones Preparar el agua de huevo 20 L (utilizado indistintamente con 'medio de embrión') para mantener embriones de pez cebra / larval. Disolver 1,5 g de CaSO 4 y 6 g de sal del mar del océano instantánea en 250 ml de ag…

Representative Results

Figura 1 muestra el desarrollo de un modelo de hígado fibrótico EtOH inducida en larvas de pez cebra. Para optimizar un protocolo para la exposición de las larvas de pez cebra para EtOH, se evaluó la toxicidad primera EtOH. 2,5 días post-fertilización (DPF) larvas fueron expuestas a la concentración de EtOH 1%, 1,5% o 2% durante 24 horas seguido de un 24 hr EtOH tratamiento concurrente / MTZ. La exposición al 2% EtOH causó una mortalidad elevada, mientras que ca…

Discussion

Se observó la regeneración de hepatocitos HPC mediada en los hígados se recuperan con tratamiento MTZ EtOH /, lo que sugiere que incluso en presencia de una cantidad sustancial de proteínas ECM, incluyendo el tipo fibrilar de colágeno I, las HPCs conservan su competencia para regenerar como hepatocitos. La única MTZ-tratamiento no aumentó la deposición de proteínas ECM significativamente, mientras que el único tratamiento EtOH no indujo la activación HPC 15. Al utilizar el tratamiento combinado EtO…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Este trabajo fue apoyado en parte por subvenciones del GTEC (2731336 y 1411318), el NIH (K01DK081351), y la NSF (1.354.837) a CHS Agradecemos Alem Giorgis para la lectura crítica del manuscrito.

Materials

Calcium sulfate hemihydrate (CaSO4) Acros AC385355000
Magnesium sulfate (MgSO4) EMD MX0075
1,4-Piperazinediethanesulfonic acid (PIPES) Sigma-Aldrich P6757
Ethylene glycol-bis(2-aminoethylether)-N,N,N′,N′-tetraacetic acid (EGTA) Sigma-Aldrich E3889
Ethanol Sigma-Aldrich E7023 200 proof
Formaldehyde Fisher Scientific F79-500
Metronidazole (MTZ) Sigma-Aldrich M3761
1-phenyl-2-thiourea (PTU) Sigma-Aldrich P7629
3-amino benzoic acid ethyl ester (Tricaine) Sigma-Aldrich A5040
Phosphate-buffered saline (PBS) tablet Amresco E404 Dissolve one tablet with 100 ml distilled water
Dimethyl sulfoxide (DMSO) Sigma-Aldrich D2438
Bovine serum albumin Fisher Scientific BP1600
Triton X-100 Fisher Scientific BP151
Low-melting agarose  Amresco BP165
Stem Cell Signaling Compound Library Selleck Chemicals L2100 10mM stock in DMSO
ActiProbe-1K Library Timtec ActiProbe-1K 10mM stock in DMSO
SB 415286 Selleck Chemicals S2729 Dissolve with DMSO to 10mM
CHIR-99021 Selleck Chemicals S2924 Dissolve with DMSO to 10mM
Anti-Collagen I antibody Abcam ab23730 Use at 1:100 for immunostaining, reacts with fish
AlexaFluor 647 Donkey anti-rabbit IgG (H+L) Molecular Probes A31573 Use at 1:200 for immunostaining
Mounting media (Vectorshield) Vector Laboratories H-1400
100 mm petri dish VWR 25384-088
24-well plate VWR 10062-896
Forceps Fine Science Tools 11255-20 Dumont #55
Glass slide VWR 48312-003 75×25 mm
Cover glass VWR 48366-045 18 mm
Plastic wrap Fisher Scientific 22305654
Aluminum foil Fisher Scientific 1213100
Kimwipes Kimberly-Clark 34155
Vibrotome Leica VT1000 S
Stereo microscope Leica M80
Epifluoresent microscope Leica M205 FA
Confocol microscope Zeiss LSM700

Referências

  1. Michalopoulos, G. K. Liver regeneration. J Cell Physiol. 213 (2), 286-300 (2007).
  2. Duncan, A. W., Dorrell, C., Grompe, M. Stem cells and liver regeneration. Gastroenterology. 137 (2), 466-481 (2009).
  3. Shepard, C. W., Finelli, L., Alter, M. J. Global epidemiology of hepatitis C virus infection. Lancet Infect Dis. 5 (9), 558-567 (2005).
  4. Hernandez-Gea, V., Friedman, S. L. Pathogenesis of liver fibrosis. Annu Rev Pathol. 6, 425-456 (2011).
  5. Bataller, R., Brenner, D. A. Liver fibrosis. J Clin Invest. 115 (2), 209-218 (2005).
  6. Kisseleva, T., Brenner, D. A. Anti-fibrogenic strategies and the regression of fibrosis. Best Pract Res Clin Gastroenterol. 25 (2), 305-317 (2011).
  7. Constandinou, C., Henderson, N., Iredale, J. P. Modeling liver fibrosis in rodents. Methods Mol Med. 117, 237-250 (2005).
  8. Gabele, E., et al. A new model of interactive effects of alcohol and high-fat diet on hepatic fibrosis. Alcohol Clin Exp Res. 35 (7), 1361-1367 (2011).
  9. Lieber, C. S. Alcoholic fatty liver: its pathogenesis and mechanism of progression to inflammation and fibrosis. Alcohol. 34 (1), 9-19 (2004).
  10. Poss, K. D. Advances in understanding tissue regenerative capacity and mechanisms in animals. Nat Rev Genet. 11 (10), 710-722 (2010).
  11. Jang, Z. H., et al. Metabolic profiling of an alcoholic fatty liver in zebrafish (Danio rerio). Mol Biosyst. 8 (7), 2001-2009 (2012).
  12. Passeri, M. J., Cinaroglu, A., Gao, C., Sadler, K. C. Hepatic steatosis in response to acute alcohol exposure in zebrafish requires sterol regulatory element binding protein activation. Hepatology. 49 (2), 443-452 (2009).
  13. Yin, C., Evason, K. J., Maher, J. J., Stainier, D. Y. The basic helix-loop-helix transcription factor, heart and neural crest derivatives expressed transcript 2, marks hepatic stellate cells in zebrafish: analysis of stellate cell entry into the developing liver. Hepatology. 56 (5), 1958-1970 (2012).
  14. Lin, J. N., et al. Development of an animal model for alcoholic liver disease in zebrafish. Zebrafish. 12 (4), 271-280 (2015).
  15. Huang, M., et al. Antagonistic interaction between Wnt and Notch activity modulates the regenerative capacity of a zebrafish fibrotic liver model. Hepatology. 60 (5), 1753-1766 (2014).
  16. Curado, S., Stainier, D. Y., Anderson, R. M. Nitroreductase-mediated cell/tissue ablation in zebrafish: a spatially and temporally controlled ablation method with applications in developmental and regeneration studies. Nat Protoc. 3 (6), 948-954 (2008).
  17. Parsons, M. J., et al. Notch-responsive cells initiate the secondary transition in larval zebrafish pancreas. Mech Dev. 126 (10), 898-912 (2009).
  18. Baker, K., Warren, K. S., Yellen, G., Fishman, M. C. Defective ‘pacemaker’ current (Ih) in a zebrafish mutant with a slow heart rate. Proc Natl Acad Sci U S A. 94 (9), 4554-4559 (1997).
  19. Avdesh, A., et al. Regular care and maintenance of a zebrafish (Danio rerio) laboratory: an introduction. J Vis Exp. (69), e4196 (2012).
  20. Gupta, T., Mullins, M. C. Dissection of organs from the adult zebrafish. J Vis Exp. (37), (2010).
  21. Paku, S., Schnur, J., Nagy, P., Thorgeirsson, S. S. Origin and structural evolution of the early proliferating oval cells in rat liver. Am J Pathol. 158 (4), 1313-1323 (2001).
  22. Turner, R., et al. Human hepatic stem cell and maturational liver lineage biology. Hepatology. 53 (3), 1035-1045 (2011).
  23. Kodama, Y., Hijikata, M., Kageyama, R., Shimotohno, K., Chiba, T. The role of notch signaling in the development of intrahepatic bile ducts. Gastroenterology. 127 (6), 1775-1786 (2004).
  24. Ryback, R., Percarpio, B., Vitale, J. Equilibration and metabolism of ethanol in the goldfish. Nature. 222 (5198), 1068-1070 (1969).
  25. Mathias, J. R., Saxena, M. T., Mumm, J. S. Advances in zebrafish chemical screening technologies. Future Med Chem. 4 (14), 1811-1822 (2012).
  26. Chen, C. H., Durand, E., Wang, J., Zon, L. I., Poss, K. D. zebraflash transgenic lines for in vivo bioluminescence imaging of stem cells and regeneration in adult zebrafish. Development. 140 (24), 4988-4997 (2013).
  27. Westhoff, J. H., et al. Development of an automated imaging pipeline for the analysis of the zebrafish larval kidney. PLoS One. 8 (12), e82137 (2013).
  28. Perlman, Z. E., et al. Multidimensional drug profiling by automated microscopy. Science. 306 (5699), 1194-1198 (2004).
  29. Chu, J., Sadler, K. C. New school in liver development: lessons from zebrafish. Hepatology. 50 (5), 1656-1663 (2009).
  30. Choi, T. Y., Ninov, N., Stainier, D. Y., Shin, D. Extensive conversion of hepatic biliary epithelial cells to hepatocytes after near total loss of hepatocytes in zebrafish. Gastroenterology. 146 (3), 776-788 (2014).
  31. He, J., Lu, H., Zou, Q., Luo, L. Regeneration of liver after extreme hepatocyte loss occurs mainly via biliary transdifferentiation in zebrafish. Gastroenterology. 146 (3), 789-800 (2014).
  32. Yao, Y., et al. Fine structure, enzyme histochemistry, and immunohistochemistry of liver in zebrafish. Anat Rec (Hoboken). 295 (4), 567-576 (2012).
  33. Yovchev, M. I., Xue, Y., Shafritz, D. A., Locker, J., Oertel, M. Repopulation of the fibrotic/cirrhotic rat liver by transplanted hepatic stem/progenitor cells and mature hepatocytes. Hepatology. 59 (1), 284-295 (2014).

Play Video

Citar este artigo
Huang, M., Xu, J., Shin, C. H. Development of an Ethanol-induced Fibrotic Liver Model in Zebrafish to Study Progenitor Cell-mediated Hepatocyte Regeneration. J. Vis. Exp. (111), e54002, doi:10.3791/54002 (2016).

View Video