Summary

Epikardiale Outgrowth Kulturtest und<em> Ex Vivo</em> Beurteilung von Epikardiale abgeleiteten Zellmigration

Published: March 18, 2016
doi:

Summary

Here, we describe methods for isolating primary mouse epicardial cells by an outgrowth culture assay and assessing the functional migration of epicardial-derived cells (EPDC) using an ex vivo heart culture system. These protocols are suitable for identifying genetic and chemical modulators of epicardial epithelial-to-mesenchymal transition (EMT) and motility.

Abstract

Eine einzelne Schicht aus epikardialen Zelllinien das Herz, parakrine Faktoren, die die Bereitstellung von Kardiomyozyten Proliferation stimulieren und Herz-Kreislauf-Vorläufern während der Entwicklung und Krankheit direkt beitragen. Während eine Anzahl von Faktoren in Epikard abgeleitete Zelle (EPDC) Mobilisierungs gebracht wurde, werden die Mechanismen ihrer späteren Migration und Differenzierung regeln schlecht verstanden. Hier stellen wir in vitro und ex vivo – Strategien EPDC Motilität und Differenzierung zu studieren. Zunächst beschreiben wir ein Verfahren zur primären epikardialen Zellen durch Auswachsen aus der Kultur embryonaler Mäuseherzen erhalten. Außerdem stellen wir ein detailliertes Protokoll dreidimensionale Migration von markierten EPDC in einem Organkultursystem zu bewerten. Wir bieten Beweise für diese Techniken, die genetische Deletion von myocardin bezogenen Transkriptionsfaktoren im Epikard EPDC Migration abschwächt. Dieser Ansatz dient als Plattform Kandidat Modifikatoren der EPDC zu bewertenBiologie und könnte verwendet werden, genetische oder chemische Bildschirme zu entwickeln neuartigen Regulatoren der EPDC Mobilisierung zu identifizieren, die für die Herzreparatur nützlich sein könnten.

Introduction

Das Epikard ist eine einzelne Schicht aus Mesothelzellen, die Linien das Herz und die Auswirkungen Herz Entwicklung, Reifung und Reparatur. Durch eine hoch koordinierten Austausch von parakrine Signale ist die innige Dialog zwischen dem Myokard und Epikard unverzichtbar für kardiale Wachstum und der Bildung von Nicht-Myozyten – Herzabstammungslinien 1. Epikardiale abgeleiteten Zellen (EPDC) ergeben sich aus einer Untergruppe von epikardialen Zellen durch eine epitheliale zu mesenchymale Transition (EMT) 2, dringen in den subepikardialen Raum und das darunter liegende Myokard und unterscheiden weitgehend in koronaren Gefäßwandzellen und kardialen Fibroblasten, und ein geringerem Maße, Endothelzellen und Kardiomyozyten 3-9.

Die Regulierungsmechanismen epikardialen EMT und EPDC Invasion haben die koordinierte Aktion verschiedener Moleküle einschließlich sezerniert Liganden 10-13, Zelloberflächenrezeptoren und Adhäsionsmoleküle 14,15, regel zugeschrieben wordenToren der apikal-basale Polarität 16,17, kleine GTPasen 18,19 und Transkriptionsfaktoren 2,20,21. Während viele der molekularen Effektoren der EPDC Migration definiert wurden, ein besseres Verständnis der physiologischen Signale, die EPDC Mobilisierung im Embryo stimulieren kann die Entwicklung von Strategien beschleunigen diesen Prozess bei Erwachsenen für eine verbesserte Herz-Reparatur zu manipulieren.

Ziel Studien neue Regulatoren der EPDC Mobilisierung zu identifizieren, verlassen sich auf die Reinigung von dieser Zellpopulation oder die Migration einzelner epikardialen Zellen zu verfolgen. Eine oder eine Kombination von Markergenen, einschließlich Wt1, Tcf21, Tbx18 und / oder Aldh1a2, wird üblicherweise um die fötale Epikard 1 zu identifizieren. die Verwendung dieser Marker jedoch zu verfolgen EPDC Migration nicht optimal ist, als Ausdruck der epikardialen Markierungen im Laufe der Herzentwicklung nachlässt und wird oft verloren, wenn epikardialen Zellen transdif laufenferenzierung in mesenchymalen Zellen.

Die Anwendung des Cre / loxP – System in Verbindung mit lineage-Tracing – Reporter wurde in permanent Markierung des Epikard und seine Abkömmlinge während Herzentwicklung und nach ischämischer Verletzung im erwachsenen 7,22,23 nützlich. Mehrere epikardialen beschränkten Cre Linien wurden 1 erzeugt und verwendet werden , weit EPDC und für die bedingte Gen – Deletion Strategien zu beschriften. Diese Studien haben die Charakterisierung verschiedener Abstammungen epikardialen geführt, und die Identifizierung von kritischen Mediatoren von EPDC Motilität und Differenzierung. Allerdings akkumulieren Hinweise darauf , auch die Epikard eine heterogene Population von Vorläuferzellen 4,24,25 ist. Somit wird nur eine Teilmenge von epikardialen Zellen gerichtet werden, um einen gegebenen Cre-Treiber.

Um die gesamte Epikard unabhängig von Cre Spezifität, eine Reihe von Labors zu beschriften haben Auswuchs cul genutztture Systeme oder exvivo – Verfahren der Organkultur zu epikardialen Zellen treu zu isolieren oder zu beschriften , ohne in Abhängigkeit von der Expression eines genetischen Abstammungslinie Marker 26-28. Für die Exvivo – Migrationsstudien, sind embryonale Herzen vor dem epikardialen EMT und in Medium mit einem grün fluoreszierenden Protein (GFP) exprimierenden Adenovirus (Ad / GFP) 9,18 ergänzt isoliert. Dieser Ansatz ermöglicht eine effiziente Markierung des gesamten Epikard eher als eine Untergruppe von Zellen, die durch Cre-vermittelte Rekombination. Herz – Kulturen werden anschließend mit bekannten Induktoren von EMT ausgesetzt , um die Mobilisierung von EPDC 28,29 zu stimulieren. Exvivo und devivo – Analysen werden ergänzt durch in vitro epikardialen Explantation Kulturen, die sind ein besonders nützlicher Ansatz für die Erkundung detaillierten Mechanismen der Fahrt EPDC Migration.

Hier beschreiben wir Verfahren zur Isolierung von primären epikardialen Zellen für in vitro – Studien von epicardial EMT sowie ein Organkultursystem für die ex vivo – Analysen von EPDC Motilität. Wir haben vor kurzem gezeigt , den Nutzen und die Robustheit dieser Methode durch genetisch die myocardin-related transcription factor Modulation (MRTF) / Serum Response Factor (SRF) Signalisierungsachse 9 Aktin-basierte Migration von EPDC zu manipulieren. Während unsere Ergebnisse notwendig für die Regulierung EPDC Migration eines Signalwegs zu markieren, sind diese Verfahren geeignet ist, die Mechanismen zu entwirren, die gemeinsam EPDC Migration und Differenzierung zu orchestrieren. Darüber hinaus könnte das Explantat und ex vivo – Kultursystemen in Funktionsbildschirme implementiert werden , um neue Regulatoren der EPDC Mobilisierung für therapeutische Anwendungen in der Herzregeneration zu identifizieren.

Protocol

HINWEIS: Alle Experimente mit Mäusen von der Universität Ausschuss für Tier Ressourcen an der Universität von Rochester genehmigt. 1. Epicardial Outgrowth Kulturassay (1A) Die Vorbereitungen Bereiten Sie 5 ml Medium A für die primäre epikardialen Zellisolierung durch Ergänzung Medium 199 (M199) mit 5% fötalem Rinderserum (FBS) und 1% Penicillin / Streptomycin (Pen / Strep). Vorwärmen Medium A und 100 ml Hanks 'Balanced Salt Solution (HBSS) in einem 37 ° C Wasserbad °….

Representative Results

Das Epikard effizient sein kann mit einem Auswuchs Kulturtest isoliert durch Ausnutzung seiner äußeren Stelle zu nehmen und die Entwicklungs Plastizität und intrinsische Zugverhalten der EPDC nutzen. Murinen embryonalen Herzen werden bei E11.5 vor epikardialen EMT und kultivierten dorsalen Seite nach unten auf kollagenbeschichteten chamber slides 26 (1A, B) isoliert. Explantierte Herz wird schrumpfen weiter; jedoch wird das Epikard zu der Kollagenmatrix haf…

Discussion

Hier haben wir detaillierte Methoden skizzieren primäre epikardialen Zelle durch Auswuchs zu isolieren und EPDC Migration in ex vivo Herz Kulturen verfolgen. Für Auswuchs Kulturen variiert die geeignete Zeit, um das Epikard abgereicherte Herz zu entfernen leicht zwischen den Experimenten. Eine regelmäßige Überwachung der Explantate nach einer Inkubation über Nacht wird empfohlen, um das Ausmaß der epikardialen Auswuchs zu messen und um das Herz zu extrahieren, bevor Fibroblasten erscheinen. Um sicherzust…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

EMS wurde durch Zuschüsse aus den National Institutes of Health (NIH) [Grant-Nummer R01HL120919] unterstützt; der American Heart Association [Gewährungsnummer 10SDG4350046]; University of Rochester CTSA Auszeichnung von der NIH [Grant-Nummer UL1 TR000042]; und Startup-Mittel aus dem Aab CVRI. MAT wurde zum Teil durch einen Zuschuss an die University of Rochester School of Medicine and Dentistry vom Howard Hughes Medical Institute Med-In-Grad-Initiative unterstützt; und eine institutionelle Ruth L. Kirschstein National Research Service Award von der NIH [Grant-Nummer GM068411].

Materials

Dulbecco's Modified Eagle Medium Hyclone  SH3002201 DMEM
Hanks' Balanced Salt Solution Hyclone SH3003102 HBSS
Medium 199 Hyclone SH3025301 M199
Dulbecco’s Phosphate-Buffered Saline  Hyclone SH3002802 DPBS
Fetal Bovine Serum  Gemini  100-106 FBS
Penicillin/Streptomycin Solution Hyclone SV30010
Corning Biocoat Collagen I, 4-Well Culture Slides Corning 354557
Multiwell 24-well plates Falcon 08-772-1
Dissecting microscope Leica M50 Equipped with Leica KL300 LED might source
Confocal miscroscope Olympus 1X81 Equipped with muli-argon laser 405/488/515, FV10-MCPSU laser 405/440/635, 559 laser, and mercury lamp
Bioruptor Diagenode  UCD-200
Transforming growth factor beta 1 R&D Systems 100-B-001 TGF-β1
Platelet-derived growth factor BB R&D Systems 220-BB-010 PDGF-BB
Trizol Reagent Applied Biosystems 15596-026 Caution, hazardous material
TURBO DNA-free Kit Life Technologies AM1907 DNaseI
iScript cDNA Synthesis Kit BioRad 1708891
UltraPure Glycogen Life Technologies 10814-010
SYBR Green BioRad 170-8880
Protease inhibtor cocktail tablets Roche 11836170001
Alexa Goat-anti-rabbit 488 Life Technologies A11008 Secondary antibody
Alexa Goat anti-rabbit 594 Life Technologies A-11012 Secondary antibody
Alexa Goat anti-mouse 594 Life Technologies A-11005 Secondary antibody
Mouse anti-smooth muscle alpha actin, Cy3-conjugated  Sigma-Aldrich C6198 monoclonal antibody, clone 1A4
Mouse anti-Wilms tumor 1 (WT1) Life Technologies MA1-46028 monoclonal antibody, clone 6F-H2
Rabbit anti-ZO1 Life Technologies 40-2200 polyclonal antibody
Rabbit anti-Collagen Type 4 Millipore AB756P polyclonal antibody
4',6-Diamidino-2-Phenylindole, Dihydrochloride  Life Technologies D1306 DAPI
Fluorescent mounting medium  DAKO S3023
16% Paraformaldehyde solution Electron Microscopy Sciences 15710 PFA diluted to 4% in DPBS. Caution, hazardous material
Sucrose Sigma-Aldrich S0389
Tissue Freezing Medium Triangle Biomedical Sciences TFM-B
Pap pen DAKO S2002
Disposable mictrotome blades  Sakura Finetek 4689
Microscope slides Globe Scientific 1358W positively charged, 25 x 75 x 1mm
Cryostat  Leica CM1950
Forceps Fine Science Tools 11295-00
Surgical Scissors Fine Science Tools 91460-11
Disposable base molds Fisher Scientific 22-363-553
Ketamine Hospira NDC 0409-2051-05
Xylazine Akorn NADA 139-236

Referências

  1. von Gise, A., Pu, W. T. Endocardial and epicardial epithelial to mesenchymal transitions in heart development and disease. Circ Res. 110, 1628-1645 (2012).
  2. Martinez-Estrada, O. M., et al. Wt1 is required for cardiovascular progenitor cell formation through transcriptional control of Snail and E-cadherin. Nat Genet. 42, 89-93 (2010).
  3. Gittenberger-de Groot, A. C., Vrancken Peeters, M. P., Mentink, M. M., Gourdie, R. G., Poelmann, R. E. Epicardium-derived cells contribute a novel population to the myocardial wall and the atrioventricular cushions. Circ Res. 82, 1043-1052 (1998).
  4. Katz, T. C., et al. Distinct compartments of the proepicardial organ give rise to coronary vascular endothelial cells. Dev Cell. 22, 639-650 (2012).
  5. Mikawa, T., Gourdie, R. G. Pericardial mesoderm generates a population of coronary smooth muscle cells migrating into the heart along with ingrowth of the epicardial organ. Dev Biol. 174, 221-232 (1996).
  6. Wilm, B., Ipenberg, A., Hastie, N. D., Burch, J. B., Bader, D. M. The serosal mesothelium is a major source of smooth muscle cells of the gut vasculature. Development. 132, 5317-5328 (2005).
  7. Zhou, B., et al. Epicardial progenitors contribute to the cardiomyocyte lineage in the developing heart. Nature. 454, 109-113 (2008).
  8. Dettman, R. W., Denetclaw, W., Ordahl, C. P., Bristow, J. Common epicardial origin of coronary vascular smooth muscle, perivascular fibroblasts, and intermyocardial fibroblasts in the avian heart. Dev Biol. 193, 169-181 (1998).
  9. Trembley, M. A., Velasquez, L. S., de Mesy Bentley, K. L., Small, E. M. Myocardin-related transcription factors control the motility of epicardium-derived cells and the maturation of coronary vessels. Development. 142, 21-30 (2015).
  10. Mellgren, A. M., et al. Platelet-derived growth factor receptor beta signaling is required for efficient epicardial cell migration and development of two distinct coronary vascular smooth muscle cell populations. Circ Res. 103, 1393-1401 (2008).
  11. von Gise, A., et al. WT1 regulates epicardial epithelial to mesenchymal transition through beta-catenin and retinoic acid signaling pathways. Dev Biol. 356, 421-431 (2011).
  12. Lavine, K. J., et al. Endocardial and Epicardial Derived FGF Signals Regulate Myocardial Proliferation and Differentiation In Vivo. Dev Cell. 8, 85-95 (2005).
  13. Sanchez, N. S., Barnett, J. V. TGFbeta and BMP-2 regulate epicardial cell invasion via TGFbetaR3 activation of the Par6/Smurf1/RhoA pathway. Cell Signal. 24, 539-548 (2012).
  14. Dettman, R. W., Pae, S. H., Morabito, C., Bristow, J. Inhibition of 4-integrin stimulates epicardial-mesenchymal transformation and alters migration and cell fate of epicardially derived mesenchyme. Dev Biol. 257, 315-328 (2003).
  15. Rhee, D. Y., et al. Connexin 43 regulates epicardial cell polarity and migration in coronary vascular development. Development. 136, 3185-3193 (2009).
  16. Wu, M., et al. Epicardial spindle orientation controls cell entry into the myocardium. Dev Cell. 19, 114-125 (2010).
  17. Hirose, T., et al. PAR3 is essential for cyst-mediated epicardial development by establishing apical cortical domains. Development. 133, 1389-1398 (2006).
  18. Baek, S. T., Tallquist, M. D. Nf1 limits epicardial derivative expansion by regulating epithelial to mesenchymal transition and proliferation. Development. 139, 2040-2049 (2012).
  19. Lu, J., et al. Coronary smooth muscle differentiation from proepicardial cells requires rhoA-mediated actin reorganization and p160 rho-kinase activity. Dev Biol. 240, 404-418 (2001).
  20. Combs, M. D., Braitsch, C. M., Lange, A. W., James, J. F., Yutzey, K. E. NFATC1 promotes epicardium-derived cell invasion into myocardium. Development. 138, 1747-1757 (2011).
  21. Acharya, A., et al. The bHLH transcription factor Tcf21 is required for lineage-specific EMT of cardiac fibroblast progenitors. Development. 139, 2139-2149 (2012).
  22. Zhou, B., von Gise, A., Ma, Q., Hu, Y. W., Pu, W. T. Genetic fate mapping demonstrates contribution of epicardium-derived cells to the annulus fibrosis of the mammalian heart. Dev Biol. 338, 251-261 (2010).
  23. Zhou, B., et al. Adult mouse epicardium modulates myocardial injury by secreting paracrine factors. J Clin Invest. 121, 1894-1904 (2011).
  24. Singh, M., Epstein, J. Epicardial Lineages and Cardiac Repair. Journal of Developmental Biology. 1, 141-158 (2013).
  25. Braitsch, C. M., Combs, M. D., Quaggin, S. E., Yutzey, K. E. Pod1/Tcf21 is regulated by retinoic acid signaling and inhibits differentiation of epicardium-derived cells into smooth muscle in the developing heart. Dev Biol. 368, 345-357 (2012).
  26. Austin, A. F., Compton, L. A., Love, J. D., Brown, C. B., Barnett, J. V. Primary and immortalized mouse epicardial cells undergo differentiation in response to TGFbeta. Developmental dynamics : an official publication of the American Association of Anatomists. 237, 366-376 (2008).
  27. Kim, J., Rubin, N., Huang, Y., Tuan, T. L., Lien, C. L. In vitro culture of epicardial cells from adult zebrafish heart on a fibrin matrix. Nat Protoc. 7, 247-255 (2012).
  28. Compton, L. A., Potash, D. A., Mundell, N. A., Barnett, J. V. Transforming growth factor-beta induces loss of epithelial character and smooth muscle cell differentiation in epicardial cells. Developmental dynamics : an official publication of the American Association of Anatomists. 235, 82-93 (2006).
  29. Smith, C. L., Baek, S. T., Sung, C. Y., Tallquist, M. D. Epicardial-derived cell epithelial-to-mesenchymal transition and fate specification require PDGF receptor signaling. Circ Res. 108, 15-26 (2011).
  30. Shea, K., Geijsen, N. Dissection of 6.5 dpc Mouse Embryos. JOVE. 2, (2007).
  31. Witty, A. D., et al. Generation of the epicardial lineage from human pluripotent stem cells. Nature biotechnology. 32, 1026-1035 (2014).
  32. Iyer, D., et al. Robust derivation of epicardium and its differentiated smooth muscle cell progeny from human pluripotent stem cells. Development. 142, 1528-1541 (2015).
  33. Takeichi, M., Nimura, K., Mori, M., Nakagami, H., Kaneda, Y. The transcription factors Tbx18 and Wt1 control the epicardial epithelial-mesenchymal transition through bi-directional regulation of Slug in murine primary epicardial cells. PloS one. 8, e57829 (2013).
  34. Wong, M. L., Medrano, J. F. Real-time PCR for mRNA quantitation. BioTechniques. 39, 75-85 (2005).
  35. Schmittgen, T. D., Livak, K. J. Analyzing real-time PCR data by the comparative CT method. Nature Protocols. 3, 1101-1108 (2008).
  36. Bradford, M. M. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Analytical biochemistry. 72, 248-254 (1976).
  37. Moore, A. W., McInnes, L., Kreidberg, J., Hastie, N. D., Schedl, A. YAC complementation shows a requirement for Wt1 in the development of epicardium, adrenal gland and throughout nephrogenesis. Development. 126, 1845-1857 (1999).
  38. Kim, J., et al. PDGF signaling is required for epicardial function and blood vessel formation in regenerating zebrafish hearts. Proc Natl Acad Sci U S A. 107, 17206-17210 (2010).
  39. Kalluri, R., Weinberg, R. A. The basics of epithelial-mesenchymal transition. J Clin Invest. 119, 1420-1428 (2009).
  40. Dong, X. R., Maguire, C. T., Wu, S. P., Majesky, M. W. Chapter 9 Development of Coronary Vessels. Methods in Enzymology. 445, 209-228 (2008).
  41. Ruiz-Villalba, A., Ziogas, A., Ehrbar, M., Perez-Pomares, J. M. Characterization of epicardial-derived cardiac interstitial cells: differentiation and mobilization of heart fibroblast progenitors. PLoS One. 8, e53694 (2013).
  42. Garriock, R. J., Mikawa, T., Yamaguchi, T. P. Isolation and culture of mouse proepicardium using serum-free conditions. Methods. 66, 365-369 (2014).
  43. Smart, N., Riley, P. Derivation of epicardium-derived progenitor cells (EPDCs) from adult epicardium. Curr Protoc Stem Cell Biol. , (2009).
  44. Zhou, B., Pu, W. T. Isolation and characterization of embryonic and adult epicardium and epicardium-derived cells. Methods Mol Biol. 843, 155-168 (2012).
  45. Morabito, C. J., Dettman, R. W., Kattan, J., Collier, J. M., Bristow, J. Positive and negative regulation of epicardial-mesenchymal transformation during avian heart development. Dev Biol. 234, 204-215 (2001).
  46. Grieskamp, T., Rudat, C., Ludtke, T. H., Norden, J., Kispert, A. Notch signaling regulates smooth muscle differentiation of epicardium-derived cells. Circ Res. 108, 813-823 (2011).

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Trembley, M. A., Velasquez, L. S., Small, E. M. Epicardial Outgrowth Culture Assay and Ex Vivo Assessment of Epicardial-derived Cell Migration. J. Vis. Exp. (109), e53750, doi:10.3791/53750 (2016).

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