Analisi delle larve Zebrafish muscolo scheletrico Integrità con Blu di Evans Dye
Summary
In this study, we describe a straightforward method to perform Evans Blue Dye (EBD) analysis on zebrafish larvae. This technique is a powerful tool for the characterization of skeletal muscle integrity and delineation of zebrafish models of muscular dystrophy, and is a valuable method for the development of novel therapeutics.
Abstract
The zebrafish model is an emerging system for the study of neuromuscular disorders. In the study of neuromuscular diseases, the integrity of the muscle membrane is a critical disease determinant. To date, numerous neuromuscular conditions display degenerating muscle fibers with abnormal membrane integrity; this is most commonly observed in muscular dystrophies. Evans Blue Dye (EBD) is a vital, cell permeable dye that is rapidly taken into degenerating, damaged, or apoptotic cells; in contrast, it is not taken up by cells with an intact membrane. EBD injection is commonly employed to ascertain muscle integrity in mouse models of neuromuscular diseases. However, such EBD experiments require muscle dissection and/or sectioning prior to analysis. In contrast, EBD uptake in zebrafish is visualized in live, intact preparations. Here, we demonstrate a simple and straightforward methodology for performing EBD injections and analysis in live zebrafish. In addition, we demonstrate a co-injection strategy to increase efficacy of EBD analysis. Overall, this video article provides an outline to perform EBD injection and characterization in zebrafish models of neuromuscular disease.
Introduction
Muscular dystrophies constitute a group of prevalent and heterogeneous human muscle diseases with specific histopathological features1,2. Symptoms typically associated with this devastating group of diseases include muscle weakness, muscle degeneration, loss of motility, and early mortality1,3. The primary pathomechanisms of muscular dystrophies are the loss of proteins that stabilize the sarcolemma, anchor transmembrane complexes, and mediate cell signaling across the membrane4-6. For example, complete loss of the protein dystrophin, a primary scaffold protein of the dystrophin-glycoprotein complex, results in destabilization of the muscle membrane in Duchenne muscular dystrophy7. Due to the fact that most muscular dystrophies result from mutations in proteins that participate in the link between the extracellular matrix and the sarcolemmal cytoskeleton, a common observation at the cellular level is the loss of sacrolemmal integrity8,9. This understanding of the primary pathomechanism(s) associated with muscular dystrophies is the product of numerous years of research employing animal model systems2,10-15. However, despite advances in the field, there are still limited therapeutic options for treatment or management of the range of dystrophy subtypes. This limitation of viable therapies is due to several key factors: 1) the difficulty of gene therapy strategies, 2) a high frequency of de-novo disease cases and the corresponding lack of translatable animal models, and 3) the lack of rigorous strategies to test the physiological consequences of putative therapeutic agents with clear and reproducible outcome measures.
To overcome some of these limitations, numerous labs including our own are employing zebrafish as a system to model and study human neuromuscular diseases2. To date, zebrafish have proven a valuable tool in disease research. The zebrafish model has been used to identify and validate novel human disease causing mutations16,17, elucidate uncharacterized disease causing mechanisms17,18, and identify novel therapeutic strategies12,19. These advances were made, in part, by the canonical strengths of the zebrafish system such as their optical clarity, ease of genetic manipulation, and ability to breed in large numbers20. Zebrafish have additionally proven amendable to large-scale drug screens21, a valuable method for the identification of novel therapeutics22-24. Regarding muscle disease research, these strengths are complemented by the ability to isolate single zebrafish skeletal muscle fibers via dissociation25 and by the ability to examine myofiber organization in vivo using the optical phenomenon called birefringence26, which collectively allows for rapid determination of macroscopic muscle integrity. Regardless of these available utilities, further tool development is continuously required to advance investigation.
We, and others, have adapted a protocol for EBD injection and analysis in the zebrafish model. EBD is a vital, cell permeable dye that is taken up by damaged, degenerating, or apoptotic cells and then visualized under fluorescence27. To date, EBD analysis has extensively been used to analyze muscle membrane integrity in mouse models of skeletal muscle and heart diseases8,9,27. However, in mammalian preparations, harvested muscle typically requires laborious sectioning or dissection prior to analysis. In zebrafish, direct analysis is possible in high numbers using live and intact animals. In this video article, we will demonstrate the methodology to perform EBD injection and analysis in live zebrafish larvae, with representative images of EBD uptake in the zebrafish dystrophy mutant line sapje15,28. Furthermore, we present a co-injection strategy that allows for increased quantification of EBD preparations.
Protocol
Representative Results
Discussion
Zebrafish stanno emergendo come un potente strumento per lo studio delle malattie neuromuscolari 2,29 malattia. Ad oggi, il sistema di zebrafish è stato utilizzato per convalidare nuovi muscoli che causano malattie mutazioni 16,17,30, chiarire nuovi meccanismi patogenetici 18, e di identificare potenziali nuovi farmaci terapeutici 12,24. Questi sforzi collettivi hanno stabilito l'utilità del zebrafish per modellare malattie neuromuscolari umane. Tuttavia, nonostante i progressi compiuti con modelli zebrafish e mammiferi, ci sono limitate opzioni di trattamento per i pazienti all'interno del vasto spettro di condizioni neuromuscolari. Pertanto, esiste una forte domanda di sviluppo di terapie per questo gruppo di malattie devastanti. Parallelamente questa richiesta di terapie è la corrispondente necessità di continua innovazione sperimentale, così come l'analisi rigorosa per verificare nuovi modelli animali e putativi strategie terapeutiche.
Analisi EBD è comunemente utilizzato in modelli murini pertessuto studio e danno cellulare nel cervello, cuore, e scheletrico 27,31 muscolare. In particolare, EBD sono ampiamente usate in modelli murini di vari sottotipi distrofia muscolare di mostrare la gravità del muscolo membrana instabilità e danneggiare 8. L'uso di EBD per rivelare danni membrana muscolare è un parametro di supporto che stabilisce analogie del modello animale per lo stato di malattia umana 9. Il potere di EBD nel topo ha condotto numerosi laboratori, compreso il nostro, per sviluppare e applicare EBD ai modelli zebrafish di malattie neuromuscolari. A causa della applicabilità di analisi EBD, questa tecnica è attivamente in corso di attuazione per corroborare modelli zebrafish allo stato di malattia umana 11,15,22,24,32. Larve con membrane muscolari danneggiate avrà EBD assorbimento e fluorescenza, pertanto rosso all'interno fibre muscolari. Fluorescenza osservato nello spazio inter-fibra, ma non all'interno singole fibre muscolari possono anche essere informativo di fibre si staccano dalla membrana basale in tegli assenza di danno alla membrana, fornendo utili dettagli diagnostico. Analisi EBD ha un potenziale di applicazione al di là di validazione dei modelli animali. Gli sforzi del nostro laboratorio hanno recentemente dimostrato che l'analisi EBD è utile nel convalidare potenzialmente nuovi farmaci terapeutici 24. Determinare se i potenziali trattamenti terapeutici ridurre o abolire EBD assorbimento in modelli di malattia neuromuscolare può significare rilevanti azione terapeutica 8. Questo tipo di analisi può aiutare a stabilire il meccanismo (s) di terapie ed espande l'applicazione dell'analisi EBD.
Come per molte tecniche, analisi EBD l'ha diversi avvertimenti da osservare durante la progettazione e la pratica sperimentale. Ad esempio, può essere difficile identificare la causa del CCV ispessimento del tessuto con l'età. Inoltre, è facile danneggiare larve in preparazione prima e durante l'iniezione pericardico, riducendo il numero sperimentali e aumentando la necessità di preparare un gran numero di larve.Inoltre, il danno fisico fatto per le larve durante la movimentazione e l'iniezione può causare falsi positivi come muscolo danneggiato può richiedere fino EBD. Per superare alcuni di questi ostacoli, abbiamo descritto una strategia di co-iniezione in questo articolo video che permette l'identificazione semplice e affidabile di larve con successo infusione colorante immediatamente dopo l'iniezione e prima della successiva analisi. La FITC-destrano controlli co-iniezione per iniezione di successo consentendo conferma dei DEB nel sistema vascolare prima del suo assorbimento da parte delle fibre muscolari. Questo può essere particolarmente utile come EBD fluorescenza diventa altamente diffuso in larve dopo alcune ore se non raccolti nelle fibre muscolari; come tale, può essere difficile da rilevare. Inoltre, manca il CCV e iniettando EBD nel tuorlo o corpo cavità può, dopo incubazione, comportare diffusa fluorescenza rossa simile a controllare gli embrioni, ma con la minore probabilità di assorbimento da fibre muscolari danneggiate. Collettivamente, questi grottaats suggeriscono iniezione EBD richiede pazienza e pratica al fine di ottenere risultati coerenti e affidabili.
In tutto, si descrive un metodo pratico e semplice per eseguire analisi EBD su larve di zebrafish. Ad oggi, l'uso di zebrafish come sistema modello, in particolare come un modello di malattia umana, è in rapida espansione. Questa espansione è in parte dovuto al continuo sviluppo e modifica di tecniche sperimentali che migliorano sugli attuali vantaggi del sistema zebrafish. La tecnica di iniezione EBD fornisce uno strumento aggiuntivo e potente per l'arsenale di un ricercatore per la validazione e lo studio di modelli di malattie muscolo zebrafish. L'attuazione in corso e la modifica di questa tecnica ha il potenziale per aiutare a scoprire nuove strategie terapeutiche, nonché i meccanismi che provocano la malattia.
Declarações
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Ringraziamo Trent Waugh per la sua assistenza tecnica. Riconosciamo inoltre il Dipartimento di Pediatria presso l'Hospital for Sick Children e cura distrofia muscolare congenita (CMD) per il loro generoso finanziamento per questo progetto.
Materials
| Fluorescein isothiocyanate-dextran MW 10,000 | Sigma | FD10S | |
| Evan's Blue Dye | Sigma | E2129 | |
| Ethyl 3-aminobenzoate methanesulfonate salt | Sigma | A5040 | |
| 100 mm Petri dish | Fischerbrand | FB0875712 | Injection mold base |
| Thin wall glass capillaries | World Precision Instruments | TW100F-4 | For Injection needle |
| Agarose | Bioshop | AGA001 | Injection mold |
| Microinjection mold | Adaptive Science Tools | TU-1 | Injection mold |
| Sodium chloride | Bioshop | SOD001 | Ringer's solution |
| Potassium chloride | Bioshop | POC888 | Ringer's solution |
| Magnessium chloride hexahydrate | Sigma | M2670 | Ringer's solution |
| Sodium phosphate monobasic monohydrate | Sigma | S9638 | Ringer's solution |
| HEPES | Sigma | H4034 | Ringer's solution |
| Glucose | BioBasic | GB0219 | Ringer's solution |
| Calcium chloride | Sigma | C1061 | Ringer's solution |
Referências
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