Summary

Генерация Интеграция-свободный человек индуцированных плюрипотентных стволовых клеток, используя волос производный Кератиноциты

Published: August 20, 2015
doi:

Summary

This manuscript provides a step-by-step procedure for the derivation and maintenance of human keratinocytes from plucked hair and subsequent generation of integration-free human induced pluripotent stem cells (hiPSCs) by episomal vectors.

Abstract

Recent advances in reprogramming allow us to turn somatic cells into human induced pluripotent stem cells (hiPSCs). Disease modeling using patient-specific hiPSCs allows the study of the underlying mechanism for pathogenesis, also providing a platform for the development of in vitro drug screening and gene therapy to improve treatment options. The promising potential of hiPSCs for regenerative medicine is also evident from the increasing number of publications (>7000) on iPSCs in recent years. Various cell types from distinct lineages have been successfully used for hiPSC generation, including skin fibroblasts, hematopoietic cells and epidermal keratinocytes. While skin biopsies and blood collection are routinely performed in many labs as a source of somatic cells for the generation of hiPSCs, the collection and subsequent derivation of hair keratinocytes are less commonly used. Hair-derived keratinocytes represent a non-invasive approach to obtain cell samples from patients. Here we outline a simple non-invasive method for the derivation of keratinocytes from plucked hair. We also provide instructions for maintenance of keratinocytes and subsequent reprogramming to generate integration-free hiPSC using episomal vectors.

Introduction

Открытие человека индуцированных плюрипотентных стволовых клеток (hiPSCs) произвела революцию в области регенеративной медицины, обеспечивая приемлемый метод для генерации конкретного пациента стволовых клеток 1-3. hiPSCs успешно генерируются из различных типов соматических клеток, включая фибробласты 4,5, 6,7 кроветворных клеток, почечных эпителиальных клеток из мочи 8 и кератиноцитов 9,10. На сегодняшний день, фибробласты кожи и гемопоэтические клетки представляют собой наиболее часто используемые источники клеток для генерации конкретного пациента ИПСК. Возможно, это связано с тем, что биопсия кожи и сбор крови обычные медицинские процедуры и большие биобанки из пациентов крови или кожи образцов были созданы во многих странах.

В отличие от клеток крови и фибробластов кожи, которые требуют инвазивных методов добычи, кератиноциты представляют собой легко доступный тип клеток для генерации hiPSC. KeratinocytЭС кератин богатые эпителиальные клетки, которые образуют внешний эпидермальный барьер кожи и также найдены в ногти и волосы 11. В частности, кератиноциты можно найти на внешней оболочки корня (ПРС) волосяных фолликулов, внешний слой клеточной, которая охватывает стержень волоса вместе с внутренней оболочки корня (IRS) клеток (12, Рис 1). Как коллекция волосы простая процедура, которая не требует помощи медицинского персонала, это дает возможность для пациентов, чтобы собрать и отправить свои собственные образцы волос в лаборатории, что позволит значительно облегчить сбор образцов пациентов для поколения hiPSC. Кератиноцитов эпидермиса также имеют более высокую эффективность перепрограммирования и более быструю кинетику перепрограммирования фибробластов по сравнению с, добавив к преимуществам использования кератиноциты в качестве исходных клеток для hiPSC поколения 9,13. Кроме того, hiPSCs также могут быть получены с использованием других клеточных популяций внутри волосяного фолликула,в том числе кожных сосочков клетки, находящиеся в базе волосяного фолликула 14,15.

Предыдущие доклады поколения IPSC, с помощью волос происхождения клетки часто используют ретровирусные или лентивирусные основе методов перепрограммирования 9,14,15. Тем не менее, эти вирусные методы вносят нежелательное геномной интеграции иностранных трансгенов во перепрограммирования. Для сравнения, использование Эписомные векторов представляет собой возможно, невирусный метод перепрограммирования генерировать интеграции, свободной ИПСК 4. Ранее мы уже разработали простой, экономически эффективный и невирусный метод эффективно перепрограммировать кератиноцитов в hiPSCs использованием Эписомные векторы 13. Здесь мы предлагаем подробный протокол для генерации кератиноцитов, полученных hiPSCs, в том числе при выводе из кератиноцитов сорвал волос, расширение и техническое обслуживание кератиноцитов и последующим перепрограммированием генерировать hiPSCs.

Protocol

Коллекция человека образца волос от физических лиц требуется этическое одобрение комитета по этике человека в принимающих учреждений и должно быть сделано в соответствии с ведомственным руководящим принципам. 1. Выделение кератиноцитов от щипковые волос Оттепе?…

Representative Results

Волосы проходит через 3 разных стадиях цикла роста: анаген (фаза роста), катагена (фазовых регрессии) и телогена (фазы покоя) 20,21. Анагена волосяного фолликула содержит несколько слоев эпителия; эти слои включают ПРС, IRS и волоса (рисунок 1). Анаген волосы в конце концов подве?…

Discussion

Генерация конкретного пациента hiPSCs предлагает уникальный подход к изучению патогенеза в пораженных типов клеток в пробирке, а также предоставляет платформу для скрининга лекарственных средств для идентификации новых молекул, которые могут спасти фенотипы болезни. Это заболева?…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

The authors wish to thank Harene Ranjithakumaran and Stacey Jackson for technical support. This work was supported in part by grants from the National Health and Medical Research Council (R.C.B. Wong, A. Pébay), the University of Melbourne (R.C.B. Wong), Retina Australia (R.C.B. Wong, S.S.C. Hung, A. Pébay) and the Ophthalmic Research Institute of Australia (R.C.B. Wong, S.S.C. Hung, A. Pébay); Australian Research Council Future Fellowship (A. Pébay, FT140100047), Cranbourne Foundation Fellowship (R.C.B. Wong); intramural funding from the National Institutes for Health (R.C.B. Wong, S.S.C. Hung) and operational infrastructure support from the Victorian Government.

Materials

Antibiotic Mix: 
250 ng/ml Antimycotic amphotericin B Sigma A2942-20ml Antibiotic mix is made up in PBS. 
1X Penicillin/Streptomycin Invitrogen 15140-122
PBS (-) Invitrogen 14190-144
Knockout Serum Replacement (KSR) medium:  KSR medium is filtered using Stericup (Millipore, #SCGPU05RE) before use. bFGF is added fresh to the media before use.
20% knockout serum replacement (KSR) Invitrogen 10828-028
DMEM/F12 with glutamax Invitrogen 10565-042
1× MEM non-essential amino acid Invitrogen 11140-050
 0.5× Penicillin/Streptomycin Invitrogen 15140-122
 0.1 mM β-mercaptoethanol Invitrogen 21985
 bFGF (10 ng/ml, added fresh) Millipore GF003
Keratinocyte medium: 
 EpiLife with 60 µM Calcium Invitrogen M-EPI-500-CA
1× Human keratinocyte growth supplement (HKGS) Invitrogen S-001-5
Fetal Bovine Serum (FBS) medium:  FBS medium is filtered using Stericup (Millipore, #SCGPU05RE)  before use.
10% fetal bovine serum (FBS) Invitrogen 26140079
DMEM  Invitrogen 11995-073
0.5× Penicillin/Streptomycin Invitrogen 15140-122
2 mM L-glutamine Invitrogen 25030
0.25% trypsin-EDTA Invitrogen 25200-056
Extracellular Matrix (ECM):
Matrigel Corning  354234 Aliquot Matrigel stock and store in -80°C following manufacturer’s instructions. Stock concentration of Matrigel varies slightly from batch to batch (~9mg/ml). We recommend to use 200µl matrigel for coating a 12-well plate (~150µg/well). 
Coating Matrix Kit  Invitrogen R-011-K
Plasmids:  Note that pCXLE-eGFP is only used for monitoring transfection efficiency and is not required for reprogramming.
-          pCXLE-eGFP Addgene 27082
-          pCXLE-hOct3/4-shP53F Addgene 27077
-          pCXLE-hSK Addgene 27078
-          pCXLE-hUL Addgene 27080
Transfection reagent Fugene HD Promega E231B
Gelatin (from porcine skin) Sigma G1890 Make up 0.1% gelatin in distilled water. Autoclave before use. 
Reduced Serum medium: OPTI-MEM Invitrogen 31985062
Accutase Sigma A6964-100ml
Mouse embryonic fibroblast (MEF) feeder MEF can be inactivated by mitomycin C treatment or irradiation as described previously 16.
26G needle Terumo NN2613R
6-well plate (tissue culture treated) BD Biosciences 353046
12-well plate (tissue culture treated) BD Biosciences 353043
10 cm dish (tissue culture treated) BD Biosciences 353003
Dispase Invitrogen 17105-041 Use at 10mg/ml
Collagenase IV Invitrogen 17104-019 Use at 1mg/ml
TRA-160 antibody Millipore MAB4360 Use at 5µg/ml
OCT4 antibody Santa Cruz SC-5279 Use at 5µg/ml
NANOG antibody R&D Systems AF1997 Use at 10µg/ml
MycoAlert Detection kit Lonza LT07-418

Referências

  1. Takahashi, K., Yamanaka, S. Induction of pluripotent stem cells from mouse embryonic and adult fibroblast cultures by defined factors. Cell. 126, 663-676 (2006).
  2. Takahashi, K., et al. Induction of pluripotent stem cells from adult human fibroblasts by defined factors. Cell. 131, 861-872 (2007).
  3. Yu, J., et al. Induced pluripotent stem cell lines derived from human somatic cells. Science. 318, 1917-1920 (2007).
  4. Okita, K., et al. A more efficient method to generate integration-free human iPS cells. Nat Methods. 8, 409-412 (2011).
  5. Park, I. H., et al. Reprogramming of human somatic cells to pluripotency with defined factors. Nature. 451, U141-U141 (2008).
  6. Okita, K., et al. An efficient nonviral method to generate integration-free human-induced pluripotent stem cells from cord blood and peripheral blood cells. Stem Cells. 31, 458-466 (2013).
  7. Dowey, S. N., Huang, X., Chou, B. K., Ye, Z., Cheng, L. Generation of integration-free human induced pluripotent stem cells from postnatal blood mononuclear cells by plasmid vector expression. Nat Protoc. 7, 2013-2021 (2012).
  8. Zhou, T., et al. Generation of induced pluripotent stem cells from urine. J Am Soc Nephrol. 22, 1221-1228 (2011).
  9. Aasen, T., et al. Efficient and rapid generation of induced pluripotent stem cells from human keratinocytes. Nat Biotechnol. 26, 1276-1284 (2008).
  10. Peters, A., Zambidis, E., Ye, K., Jin, S. Chapter 16. Generation of nonviral integration-free induced pluripotent stem cells from plucked human hair follicles. Human Embryonic and Induced Pluripotent Stem Cells: Lineage-Specific Differentiation Protocols.Springer Protocols Handbooks. , 203-227 (2012).
  11. Fuchs, E. Scratching the surface of skin development. Nature. 445, 834-842 (2007).
  12. Limat, A., Noser, F. K. Serial cultivation of single keratinocytes from the outer root sheath of human scalp hair follicles. J Invest Dermatol. 87, 485-488 (1986).
  13. Piao, Y., Hung, S. S., Lim, S. Y., Wong, R. C., Ko, M. S. Efficient generation of integration-free human induced pluripotent stem cells from keratinocytes by simple transfection of episomal vectors. Stem Cells Transl Med. 3, 787-791 (2014).
  14. Higgins, C. A., et al. Reprogramming of human hair follicle dermal papilla cells into induced pluripotent stem cells. J Invest Dermatol. 132, 1725-1727 (2012).
  15. Muchkaeva, I. A., et al. Generation of iPS Cells from Human Hair Follice Dermal Papilla Cells. Acta naturae. 6, 45-53 (2014).
  16. Naaldijk, Y., Friedrich-Stockigt, A., Sethe, S., Stolzing, A. Comparison of different cooling rates for fibroblast and keratinocyte cryopreservation. J Tissue Eng Regen. , (2013).
  17. Sporl, F., et al. Real-time monitoring of membrane cholesterol reveals new insights into epidermal differentiation. J Invest Dermatol. 130, 1268-1278 (2010).
  18. Conner, D. A., et al., Ausubel, F. N., et al. Mouse embryo fibroblast (MEF) feeder cell preparation. Current protocols in molecular biology. 23, Unit 23 22 (2001).
  19. Pebay, A., et al. Essential roles of sphingosine-1-phosphate and platelet-derived growth factor in the maintenance of human embryonic stem cells. Stem Cells. 23, 1541-1548 (2005).
  20. Myung, P., Ito, M. Dissecting the bulge in hair regeneration. J Clin Invest. 122, 448-454 (2012).
  21. Alonso, L., Fuchs, E. The hair cycle. J Cell Sci. 119, 391-393 (2006).
  22. Robinton, D. A., Daley, G. Q. The promise of induced pluripotent stem cells in research and therapy. Nature. 481, 295-305 (2012).
  23. Soares, F. A., Sheldon, M., Rao, M., Mummery, C., Vallier, L. International coordination of large-scale human induced pluripotent stem cell initiatives: Wellcome Trust and ISSCR workshops white paper. Stem cell reports. 3, 931-939 (2014).
  24. McKernan, R., Watt, F. M. What is the point of large-scale collections of human induced pluripotent stem cells. Nat Biotechnol. 31, 875-877 (2013).
  25. Utikal, J., et al. Immortalization eliminates a roadblock during cellular reprogramming into iPS cells. Nature. 460, U1145-U1112 (2009).
  26. Xu, Y., et al. Proliferation rate of somatic cells affects reprogramming efficiency. J Biol Chem. 288, 9767-9778 (2013).
  27. Liu, J., et al. Late passage human fibroblasts induced to pluripotency are capable of directed neuronal differentiation. Cell Transplant. 20, 193-203 (2011).
  28. Huallachain, M., Karczewski, K. J., Weissman, S. M., Urban, A. E., Snyder, M. P. Extensive genetic variation in somatic human tissues. Proc Natl Acad Sci U S A. 109, 18018-18023 (2012).
  29. Abyzov, A., et al. Somatic copy number mosaicism in human skin revealed by induced pluripotent stem cells. Nature. 492, 438-442 (2012).
check_url/pt/53174?article_type=t

Play Video

Citar este artigo
Hung, S. S., Pébay, A., Wong, R. C. Generation of Integration-free Human Induced Pluripotent Stem Cells Using Hair-derived Keratinocytes. J. Vis. Exp. (102), e53174, doi:10.3791/53174 (2015).

View Video