Summary

Décrypter et de l'imagerie et la pathogenèse de Cording<em> Mycobacterium abscessus</em> Dans embryons de poissons zèbres

Published: September 09, 2015
doi:

Summary

Optically transparent zebrafish embryos are widely used to study and visualize in real time the interactions between pathogenic microorganisms and the innate immune cells. Micro-injection of Mycobacterium abscessus, combined with fluorescence imaging, is used to scrutinize essential pathogenic features such as cord formation in zebrafish embryos.

Abstract

Zebrafish (Danio rerio) embryos are increasingly used as an infection model to study the function of the vertebrate innate immune system in host-pathogen interactions. The ease of obtaining large numbers of embryos, their accessibility due to external development, their optical transparency as well as the availability of a wide panoply of genetic/immunological tools and transgenic reporter line collections, contribute to the versatility of this model. In this respect, the present manuscript describes the use of zebrafish as an in vivo model system to investigate the chronology of Mycobacterium abscessus infection. This human pathogen can exist either as smooth (S) or rough (R) variants, depending on cell wall composition, and their respective virulence can be imaged and compared in zebrafish embryos and larvae. Micro-injection of either S or R fluorescent variants directly in the blood circulation via the caudal vein, leads to chronic or acute/lethal infections, respectively. This biological system allows high resolution visualization and analysis of the role of mycobacterial cording in promoting abscess formation. In addition, the use of fluorescent bacteria along with transgenic zebrafish lines harbouring fluorescent macrophages produces a unique opportunity for multi-color imaging of the host-pathogen interactions. This article describes detailed protocols for the preparation of homogenous M. abscessus inoculum and for intravenous injection of zebrafish embryos for subsequent fluorescence imaging of the interaction with macrophages. These techniques open the avenue to future investigations involving mutants defective in cord formation and are dedicated to understand how this impacts on M. abscessus pathogenicity in a whole vertebrate.

Introduction

Mycobacterium abscessus est un pathogène émergent qui provoque une large gamme de syndromes cliniques chez l'homme. Ceux-ci comprennent les infections cutanées ainsi que des infections pulmonaires chroniques sévères, principalement rencontrées dans immunodéprimés et chez les patients atteints de fibrose kystique 1,2,3,4. M. abscessus est également considéré comme l'un des principaux espèces de mycobactéries à croissance rapide responsables des infections nosocomiales et iatrogènes chez les humains. En outre, plusieurs rapports récents ont mis en évidence la possibilité que M. abscessus pourrait traverser la barrière hémato-encéphalique et induire des lésions importantes dans le système nerveux central (SNC) 5,6. En dépit d'être un producteur rapide, M. expositions abscessus aussi plusieurs fonctionnalités pathogènes qui sont liés à ceux de Mycobacterium tuberculosis, y compris la capacité de garder le silence pendant des années au sein des structures granulomateuses et de générer des lésions dans les poumons caséeuses 7. Plus inquiétante est le faible sensibilité de M. abscessus aux antibiotiques, ce qui rend ces infections extrêmement difficile à traiter conduisant à un taux d'échec thérapeutique significatif 8,9. La menace importante de cette espèce est principalement sa résistance intrinsèque à des antibiotiques, ce qui est une préoccupation majeure dans les établissements 10 de santé publique et d'une contre-indication à la transplantation pulmonaire 11.

M. de les écrans lisses (S) ou rugueuses morphotypes (R) de la colonie qui mènent à différents résultats cliniques. A la différence de la souche S, R bactéries ont tendance à croître de bout en bout, ce qui conduit à une corde ou un cordon structure semblable à 12,13. Plusieurs études indépendantes basées sur des modèles cellulaires ou animaux soit révélé le phénotype hyper-virulence de la R morphotype 14,15. Des études épidémiologiques, les cas les plus graves de M. infections pulmonaires abscessus semblent être associés avec des variantes R 16 qui sont la seule variantea vu persister pendant des années dans un hôte infecté 3. La différence de morphotype repose sur la présence (en S) ou perte (en R) de glycopeptidolipides de surface associée (GPL) 12. Toutefois, en raison des limites inhérentes aux modèles cellulaires / animales actuellement disponibles utilisés pour étudier M. infection abscessus, nos connaissances concernant les événements physiopathologiques des variantes de R ou S reste obscure. L'infection des souris immuno-compétentes par voie intraveineuse ou en aérosol conduit à la colonisation transitoire, d'empêcher l'utilisation de souris pour étudier les infections persistantes et pour vivo tests de sensibilité dans la drogue 17. Par conséquent, le développement de modèles animaux qui se prêtent à la manipulation de la réponse de l'hôte est un défi majeur. Dans ce contexte, les modèles non-mammifères d'infection ont été récemment mis au point, y compris Drosophila melanogaster 18 qui offre plusieurs avantages tels que le coût, la rapidité et l'acceptabilité éthique oVer le modèle de la souris. Le modèle de poisson zèbre (Danio rerio) de l'infection a également été explorée de visualiser, par imagerie non invasive, la progression et la chronologie de M. abscessus infection chez un animal en direct 19. Surtout, une preuve de concept a également été établi pour démontrer son aptitude pour les évaluations antibiotiques in vivo contre M. abscessus 17,20.

Le poisson zèbre ont été largement utilisés au cours des deux dernières décennies pour étudier les interactions entre les différents agents pathogènes et le système immunitaire de l'hôte 21. Le succès croissant de ce modèle vertébré alternatif repose sur les opportunités majeurs et uniques qui ont motivé et validés son utilisation pour une meilleure compréhension de nombreuses infections virales et bactériennes 19,22,23,24,25,26,27,28,29. Contrairement à la plupart des autres modèles animaux, embryons de poisson zèbre sont optiquement transparent, ce qui permet l'imagerie de fluorescence non invasive 30. Cette has conduit à étudier M. abscessus infecté embryons de poisson zèbre avec des détails sans précédent, culminant avec la description de Cording extracellulaire, qui représentent un exemple de plasticité morphologique bactérienne. Cording représente un nouveau mécanisme de subversion du système immunitaire et un mécanisme essentiel dans la promotion pathogenèse de M. aiguë infection abscessus 19.

Ce rapport décrit les nouveaux outils et les méthodes utilisant l'embryon de poisson zèbre à déchiffrer les traits physiopathologiques de M. abscessus infection et d'étudier les interactions intimes entre le bacille et le système immunitaire inné. Tout d'abord, la micro-injection d'un protocole détaillé qui comprend le traitement de l'inoculum bactérien, la préparation de l'embryon, et l'infection en soi, est présentée. Méthodes spécifiquement adaptés pour évaluer M. virulence abscessus par la mesure de différents paramètres, tels que la survie de l'hôte et de la charge bactérienne, sont présentés. Une attention particulière est donnée sur la façonà surveiller, à un niveau spatio-temporel, et le sort progression de l'infection et la réponse immunitaire de l'hôte à M. abscessus par microscopie vidéo. En outre, pour enquêter sur la contribution et le rôle des macrophages lors de M. abscessus infection, les méthodes pour générer des macrophages-appauvri embryons (en utilisant des approches soit génétiquement ou chimiquement base-) sont décrites. Enfin, les protocoles de visualiser les interactions spécifiques avec les macrophages ou les neutrophiles en utilisant soit des embryons fixes ou vivant sont documentés.

Le but de ce rapport est de stimuler de nouvelles études pour jeter une lumière nouvelle sur M. les mécanismes de virulence abscessus et notamment le rôle de Cording dans la mise en place d'un processus d'infection aiguë et incontrôlée.

Protocol

Procédures expérimentales de poisson zèbre doivent se conformer aux réglementations institutionnelles et gouvernementales compétentes. Pour la présente étude, les expériences de poisson zèbre ont été effectuées à l'Université de Montpellier, selon les directives de l'Union européenne pour la manipulation des animaux de laboratoire (http://ec.europa.eu/environment/chemicals/lab_animals/home_en.htm) et approuvés sous la référence CEEA-LR-13007. 1. Préparation des réac…

Representative Results

Bien que différents sites anatomiques peuvent être injectés 32, les injections de veine caudale sont souvent utilisés pour générer une infection systémique pour les analyses ultérieures, y compris les expériences de survie, la détermination de la charge bactérienne, une activité de phagocytose ou la formation du cordon. Les injections dans les muscles de la queue sont utilisés pour évaluer le recrutement des macrophages au site d'injection (figure 3A). Pour étudier et de co…

Discussion

Le poisson zèbre a récemment émergé comme un excellent système de modèle vertébré pour étudier la dynamique de l'infection bactérienne utilisant large champ et imagerie confocale en temps réel 36. La combinaison de suspensions mycobactériennes dispersées (protocole 2.2) ainsi que les méthodes de micro-injection (protocole 4) permet infections reproductibles systémiques, et le suivi ultérieur et la visualisation de la progression de l'infection avec un accent particulier sur les interac…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Les auteurs sont reconnaissants à K. Kissa pour des discussions utiles et pour fournir lipo-clodronate et L. Ramakrishnan pour le don généreux de pTEC27 et pTEC15 qui permettent l'expression de tdTomato et Wasabi, respectivement. Ce travail fait partie des projets de l'Agence Nationale de la Recherche française (ZebraFlam ANR-10-MIDI-009 et DIMYVIR ANR-13-BSV3-007-01) et septième programme-cadre de la Communauté européenne (FP7-PEOPLE-2011-ITN) en vertu de convention de subvention aucune. PITN-GA-2011-289209 pour le Marie-Curie de formation initiale Réseau FishForPharma. Nous tenons également à remercier l'Association Gregory Lemarchal et Vaincre La Mucoviscidose (RF20130500835) pour le financement CM Dupont.

Materials

BBL MGIT PANTA BD Biosciences 245114
Bovine Serum Albumin  Euromedex 04-100-811-E
Catalase from Bovine Liver  Sigma-Aldrich C40
Difco Middlebrook 7H10 Agar BD Biosciences 262710
Difco Middlebrook 7H9 Broth BD Biosciences 271310
Ethyl 3-aminobenzoate methanesulfonate salt (Tricaine) Sigma-Aldrich A5040
Oleic Acid Sigma-Aldrich O1008
Paraformaldehyde Delta Microscopie 15710
Phenol Red Sigma-Aldrich 319244
Tween 80 Sigma-Aldrich P4780
Agar Gibco Life Technologie 30391-023
Low melting agarose Sigma-Aldrich
Instant Ocean Sea Salts  Aquarium Systems Inc
Borosilicate glass capillaries  Sutter instrument Inc BF100-78-10 1mm O.D. X 0.78 mm I.D.
Micropipette puller device  Sutter Instrument Inc Flamming/Brown Micropipette Puller p-87
Microinjector Tritech Research  Digital microINJECTOR, MINJ-D
Tweezers Sciences Tools inc Dumont # M5S 
Microloader Tips Eppendorf

Referências

  1. Brown-Elliott, B. A., Wallace, R. J. Clinical and taxonomic status of pathogenic nonpigmented or late-pigmenting rapidly growing mycobacteria. Clinical Microbiology Reviews. 15 (4), 716-746 (2002).
  2. Aitken, M. L., Limaye, A., et al. Respiratory outbreak of Mycobacterium abscessus subspecies massiliense in a lung transplant and cystic fibrosis center. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 185 (2), 231-232 (2012).
  3. Gilljam, M., Lindblad, A., Ridell, M., Wold, A. E., Welinder-Olsson, C. Molecular epidemiology of Mycobacterium abscessus, with focus on cystic fibrosis. Journal of Clinical Microbiology. 45 (5), 1497-1504 (2007).
  4. Roux, A. -. L., Catherinot, E., et al. Multicenter study of prevalence of nontuberculous mycobacteria in patients with cystic fibrosis in France. Journal of Clinical Microbiology. 47 (12), 4124-4128 (2009).
  5. Lee, M. -. R., Cheng, A., et al. CNS infections caused by Mycobacterium abscessus complex: clinical features and antimicrobial susceptibilities of isolates. The Journal of Antimicrobial Chemotherapy. 67 (1), 222-225 (2012).
  6. Talati, N. J., Rouphael, N., Kuppalli, K., Franco-Paredes, C. Spectrum of CNS disease caused by rapidly growing mycobacteria. The Lancet Infectious Diseases. 8 (6), 390-398 (2008).
  7. Medjahed, H., Gaillard, J. -. L., Reyrat, J. -. M. Mycobacterium abscessus: a new player in the mycobacterial field. Trends in Microbiology. 18 (3), 117-123 (2010).
  8. Griffith, D. E., Girard, W. M., Wallace, R. J. Clinical features of pulmonary disease caused by rapidly growing mycobacteria. An analysis of 154 patients. The American Review of Respiratory Disease. 147 (5), 1271-1278 (1993).
  9. Nessar, R., Cambau, E., Reyrat, J. M., Murray, A., Gicquel, B. Mycobacterium abscessus: a new antibiotic nightmare. The Journal of Antimicrobial Chemotherapy. 67 (4), 810-818 (2012).
  10. Sanguinetti, M., Ardito, F., et al. Fatal pulmonary infection due to multidrug-resistant Mycobacterium abscessus a patient with cystic fibrosis. Journal of Clinical Microbiology. 39 (2), 816-819 (2001).
  11. Griffith, D. E., Aksamit, T., et al. An official ATS/IDSA statement: diagnosis, treatment, and prevention of nontuberculous mycobacterial diseases. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 175 (4), 367-416 (2007).
  12. Howard, S. T., Rhoades, E., et al. Spontaneous reversion of Mycobacterium abscessus a smooth to a rough morphotype is associated with reduced expression of glycopeptidolipid and reacquisition of an invasive phenotype. Microbiology (Reading, England). 152 (Pt 6), 1581-1590 (2006).
  13. Chardi, A., Olivares, F., Byrd, T. F., Julián, E., Brambilla, C., Luquin, M. Demonstration of cord formation by rough Mycobacterium abscessus variants: implications for the clinical microbiology laboratory. Journal of Clinical Microbiology. 49 (6), 2293-2295 (2011).
  14. Byrd, T. F., Lyons, C. R. Preliminary characterization of a Mycobacterium abscessus mutant in human and murine models of infection. Infection and Immunity. 67 (9), 4700-4707 (1999).
  15. Catherinot, E., Clarissou, J., et al. Hypervariance of a rough variant of the Mycobacterium abscessus type strain. Infection and Immunity. 75 (2), 1055-1058 (2007).
  16. Catherinot, E., Roux, A. -. L., et al. Acute respiratory failure involving an R variant of Mycobacterium abscessus. Journal of Clinical Microbiology. 47 (1), 271-274 (2009).
  17. Bernut, A., Le Moigne, V., Lesne, T., Lutfalla, G., Herrmann, J. -. L., Kremer, L. In vivo assessment of drug efficacy against Mycobacterium abscessus using the embryonic zebrafish test system. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 58 (7), 4054-4063 (2014).
  18. Oh, C. -. T., Moon, C., Jeong, M. S., Kwon, S. -. H., Jang, J. Drosophila melanogaster for Mycobacterium abscessus infection. Microbes and Infection / Institut Pasteur. 15 (12), 788-795 (2013).
  19. Bernut, A., Herrmann, J. -. L., et al. Mycobacterium abscessus cording prevents phagocytosis and promotes abscess formation. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 111 (10), E943-E952 (2014).
  20. Dubée, V., Bernut, A., et al. β-Lactamase inhibition by avibactam in Mycobacterium abscessus. Journal of Antimicrobial Chemotherapy. 70 (4), 1051-1058 (2015).
  21. Torraca, V., Masud, S., Spaink, H. P., Meijer, A. H. Macrophage-pathogen interactions in infectious diseases: new therapeutic insights from the zebrafish host model. Disease Models Mechanisms. 7 (7), 785-797 (2014).
  22. Alibaud, L., Rombouts, Y., et al. A Mycobacterium marinum TesA mutant defective for major cell wall-associated lipids is highly attenuated in Dictyostelium discoideum and zebrafish embryos. Molecular Microbiology. 80 (4), 919-934 (2011).
  23. Clay, H., Volkman, H. E., Ramakrishnan, L. Tumor necrosis factor signaling mediates resistance to mycobacteria by inhibiting bacterial growth and macrophage death. Immunity. 29 (2), 283-294 (2008).
  24. Palha, N., Guivel-Benhassine, F., et al. Real-time whole-body visualization of Chikungunya Virus infection and host interferon response in zebrafish. PLoS pathogens. 9 (9), e1003619 (2013).
  25. Mostowy, S., Boucontet, L., et al. The zebrafish as a new model for the in vivo study of Shigella flexneri with phagocytes and bacterial autophagy. PLoS pathogens. 9 (9), e1003588 (2013).
  26. Prajsnar, T. K., Cunliffe, V. T., Foster, S. J., Renshaw, S. A. A novel vertebrate model of Staphylococcus aureus reveals phagocyte-dependent resistance of zebrafish to non-host specialized pathogens. Cellular Microbiology. 10 (11), 2312-2325 (2008).
  27. Van der Sar, A. M., Appelmelk, B. J., Vandenbroucke-Grauls, C. M. J. E., Bitter, W. A star with stripes: zebrafish as an infection model. Trends in Microbiology. 12 (10), 451-457 (2004).
  28. Vergunst, A. C., Meijer, A. H., Renshaw, S. A., O’Callaghan, D. Burkholderia cenocepacia creates an intramacrophage replication niche in zebrafish embryos, followed by bacterial dissemination and establishment of systemic infection. Infection and Immunity. 78 (4), 1495-1508 (2010).
  29. Levraud, J. -. P., Disson, O., et al. Real-time observation of Listeria monocytogenes-phagocyte interactions in living zebrafish larvae. Infection and Immunity. 77 (9), 3651-3660 (2009).
  30. Meijer, A. H., Spaink, H. P. Host-pathogen interactions made transparent with the zebrafish model. Current Drug Targets. 12 (7), 1000-1017 (2011).
  31. Westerfield, M. . The Zebrafish Book: A Guide for the Laboratory Use of Zebrafish (Danio Rerio). , (2007).
  32. Benard, E. L., van der Sar, A. M., Ellett, F., Lieschke, G. J., Spaink, H. P., Meijer, A. H. Infection of zebrafish embryos with intracellular bacterial pathogens. Journal of Visualized Experiments. (61), e3781 (2012).
  33. Van Rooijen, N., Sanders, A. Liposome mediated depletion of macrophages: mechanism of action, preparation of liposomes and applications. Journal of Immunological Methods. 174 (1-2), 83-93 (1994).
  34. Adams, K. N., Takaki, K., et al. Drug tolerance in replicating mycobacteria mediated by a macrophage-induced efflux mechanism. Cell. 145 (1), 39-53 (2011).
  35. Ramakrishnan, L. Looking within the zebrafish to understand the tuberculous granuloma. Advances in Experimental Medicine and Biology. 783, 251-266 (2013).
  36. Davis, J. M., Clay, H., Lewis, J. L., Ghori, N., Herbomel, P., Ramakrishnan, L. Real-time visualization of Mycobacterium-macrophage interactions leading to initiation of granuloma formation in zebrafish embryos. Immunity. 17 (6), 693-702 (2002).
  37. Lamason, R. L., Mohideen, M. -. A. P. K., et al. SLC24A5, a putative cation exchanger, affects pigmentation in zebrafish and humans. Science (New York, NY). 310 (5755), 1782-1786 (2005).
  38. Renshaw, S. A., Loynes, C. A., Trushell, D. M. I., Elworthy, S., Ingham, P. W., Whyte, M. K. B. A transgenic zebrafish model of neutrophilic inflammation. Blood. 108 (13), 3976-3978 (2006).
  39. Hall, C., Flores, M. V., Storm, T., Crosier, K., Crosier, P. The zebrafish lysozyme C promoter drives myeloid-specific expression in transgenic fish. BMC developmental biology. 7, 42 (2007).
  40. Takaki, K., Davis, J. M., Winglee, K., Ramakrishnan, L. Evaluation of the pathogenesis and treatment of Mycobacterium marinum in zebrafish. Nature Protocols. 8 (6), 1114-1124 (2013).
  41. Stoop, E. J. M., Schipper, T., et al. Zebrafish embryo screen for mycobacterial genes involved in the initiation of granuloma formation reveals a newly identified ESX-1 component. Disease Models Mechanisms. 4 (4), 526-536 (2011).
  42. Carvalho, R., de Sonneville, J., et al. A high-throughput screen for tuberculosis progression. PloS One. 6 (2), e16779 (2011).

Play Video

Citar este artigo
Bernut, A., Dupont, C., Sahuquet, A., Herrmann, J., Lutfalla, G., Kremer, L. Deciphering and Imaging Pathogenesis and Cording of Mycobacterium abscessus in Zebrafish Embryos. J. Vis. Exp. (103), e53130, doi:10.3791/53130 (2015).

View Video