Summary

重金属や微細藻類の生産性に関するその他の無機汚染物質の定量

Published: July 10, 2015
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Summary

Integration of microalgal cultivation with industrial flue gas will ultimately introduce heavy metals and other inorganic compounds into the growth media. This study presents a procedure used to determine the end fate and impact of heavy metals and inorganic contaminants on the growth of Nannochloropsis salina grown in photobioreactors.

Abstract

再生可能燃料の需要の増加は、微細藻類などの代替原料の実現可能性を調査する研究者を持っています。固有の利点は、高電位収量、廃棄物の流れと非耕地と統合の使用を含みます。大規模な微細藻類の生産システムの栄養要件は、排煙や排水からの栄養分からの二酸化炭素などの産業廃棄物の資源、と栽培システムの結合が必要になります。これらの廃棄物中に存在する無機汚染物質は潜在的にマイナスの生産性に影響を与え、最終用途を制限する微細藻類バイオマスに生物蓄積につながることができます。この研究は、影響の実験的評価とNannochloropsis·サリナの成長の14無機汚染物質(として、カドミウム、コバルト、クロム、銅、水銀、マンガン、ニッケル、Pb、SbおよびSeの、Snを、VおよびZn)の運命に焦点を当てて。微細藻類は、成長mはpH7で984マイクロモルメートル-2秒で照明光バイオリアクターで栽培-1維持しましたEDIA商業石炭排煙システムに見られる組成に基づいて予想されるレベルで無機汚染物質で汚染。バイオマスおよび7日間の成長期間の終了時に培地中に存在する汚染物質は分析的に、水銀のためと同様に、カドミウム、コバルト、クロム、銅、マンガン、ニッケルのための誘導結合プラズマ質量分析法を通して冷蒸気原子吸光分析法を介して定量化しましたPb、SbおよびSeの、錫、VおよびZn。結果はNを示しますサリナは、これらの汚染物質の導入yieldwithバイオマスにおける統計減少した多金属環境に敏感株です。ここで紹介する技術は、藻類の成長を定量化し、無機汚染物質の運命を決定するための適切です。

Introduction

伝統的な地上の作物に比べて微細藻類は、固有の高い太陽光変換効率1,2に起因する高いバイオマスおよび脂質収率を達成することが示されています。高い生産速度での微細藻類の培養は、外部の炭素源を含む様々な栄養素の供給を必要とします。これは、大規模な成長設備は、生産コストを最小限に抑えると同時に、環境の改善を提供するために、このような産業煙道ガスなどの産業廃棄物の流れと統合されることが期待されます。産業廃棄物の炭素は、気体の二酸化炭素の形で、典型的には負微細藻類の生産に影響を与える可能性があり、汚染物質を含有することができます。具体的には、石炭から誘導された煙道ガスは、以下を含む様々な汚染物質を持っているが、燃焼生成物の水と二酸化炭素、ならびに硫黄および窒素、細塵、ダイオキシン類およびフランなどの有機汚染物質の酸化物、及び無機詐欺に限定されるものではありません重金属など汚染物。微細藻類の生産性の重金属として知られているそれらのいくつかと無機物を含むこれらの汚染物質の大部分の影響が検討されていません。これらの要素のいくつかは、しかし、より高い濃度で、それらは細胞機能不全および死3を生成することができ、適切な濃度での栄養素であることができます。

産業煙道ガスと微細藻類の統合直接増殖培地中に無機汚染物質を導入する可能性を有します。石炭ベースの煙道ガスは低に、種々の濃度の無機元素( 例えば、として、カドミウム、コバルト、クロム、銅、水銀、マンガン、ニッケル、Pb、SbおよびSeの、Snを、VおよびZn)の様々なそのうちのいくつかを持っています濃度は、微細藻類の成長のための栄養素を表します。無機汚染物質は、微細藻類に特異的に結合すると、さらに栄養輸送体を介して内部的に吸着され、高い親和性を有します。一部の無機汚染物質( すなわち、コバルト、銅、亜鉛およびMn)が関与する酵素の一部を形成する栄養素であります光合成、呼吸およびその他の機能3,4中のd。しかし、過剰の金属及びメタロイドに毒性であり得ます。このような鉛、カドミウム、錫、Sbを、セレン、As及び水銀のような他の要素は、任意の濃度で細胞機能をサポートし、負培養増殖3,5,6に影響与える可能性があり、非栄養素の金属を表すことが知られていません。これらの汚染物質のいずれかの存在は、微細藻類の細胞機能に対する負の効果をもたらす可能性を有します。さらに、微細藻類で複数の金属の相互作用は、成長動力学を複雑にし、成長に影響を与える可能性を有します。

大規模な経済学は、直接栽培システム7-19の生産にリンクされています。それは質量の99.9と99.4%で、それぞれ20を表すようにまた、オープン軌道池(ORP)またはフォトバイオリアクターのいずれかのための微細藻類の成長システム(PBR)中の培地のリサイクルは重要です。メディア中の無機汚染物質の存在は、最終的にMが制限される可能性がicroalgaeの生産性とによる汚染物質の蓄積へのメディアの再利用。この研究は、実験的に微細藻類培養システムの統合から期待される濃度で、14無機汚染物質(AS、カドミウム、コバルト、クロム、銅、水銀、マンガン、ニッケル、Pb、SbおよびSeの、錫、VおよびZn)の影響を決定しました石炭は、Nの生産性に、煙道ガスを導出してサリナは空輸PBRSで増殖させました。本研究で用いた汚染物質は、石炭ベースの煙道ガスが、一般廃棄物系の煙道ガス、バイオソリッドベースの煙道ガス、都市下水、生成水、減損地下水や海水21-23に存在しないことが示されています。この研究で使用した濃度は、微細藻類の成長システムは、商用PBRシステム20において実証取り込み効率で石炭ベースのCO 2源と統合された場合に予想されるものに基づいています。重金属や無機汚染物質の濃度を支援する詳細な計算はNapanに提示されています 24の分析技術は、バイオマス、メディア環境における金属の大部分の分布を把握するために使用されました。提示される方法は、無機汚染物質のストレスとそのエンド運命の定量化の下で微細藻類の生産能力の評価を可能にしました。

Protocol

1.成長システム 図1.微細藻類の成長システム。(A)空気ロートメーター、(B)CO 2ロートメーター、ソレノイドと(C)pHコントローラー、(D)データロガー、(E)、インラインエアフィルタ、(F)の空気分?…

Representative Results

バイオマス収量 Nの生産この研究のために使用されるPBR方式でサリナ 8.5±0.19グラム/ Lには1g / L -1の成長-1(N = 12)対照反応器および4.0±0.3グラム/ L -1(N = 12)多金属7日間で汚染。実験は三連の反応器及び複数のバッチ全体で再現可能データを生成した。 図2(a)は、3つの独立したPBRSからのサンプリングに基づいて、非常…

Discussion

生理食塩水の微細藻類のN.サリナが正常に再現性のある結果と高いバイオマス収率で設計された成長システムに成長させることができます。空輸は、7日間の成長期間にわたって最小の沈降または生物付着とよく混合懸濁培養のために許可された混合します。蛍光灯バンク全体で最小の光の変動も成長に顕著な差が生じていないことが示されています。

研究では、?…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

The authors would like to acknowledge funding from the National Science Foundation (award # 1335550), Utah Water Research Laboratory, Professor Joan McLean and Tessa Guy for their help during the metal/metalloids analysis. The authors also thank Laura Birkhold for her support with the data collection and Danna Olbright.

Materials

Chemicals
Sodium chloride Fisher Scientific S271-3
Calcium chloride dihydrate Fisher Scientific C79-500
Potassium chloride Fisher Scientific P217-500
Sodium meta silicate nonahydrate  Fisher Scientific S408-500
Magnesium sulfate heptahydrate  Fisher Scientific M63-500
Potassium nitrate EMD Chemical PX1520-5
Potassium phosphate monobasic  Fisher Scientific P285-500
Ammonium ferric citrate Fisher Scientific I72-500
Boric acid Fisher Scientific A73-500
Sodium molybdate, dihydrate EMD Chemical SX0650-2
Manganese chloride tetrahydrate Fisher Scientific M87-500
Zinc sulfate heptahydrate Fisher Scientific Z68-500
Cupric sulfate pentahydrate Fisher Scientific C489-500
Biotin  Acros Organics 230090010
Thiamine  Acros Organics 148990100
Vitamin B12  Acros Organics 405920010
Copper (II) chloride dihydrate  Sigma-Aldrich 221783-100G Irritant, Dangerous to the Environment
Lead (II) chloride  Sigma-Aldrich 268690-250G Toxic, Dangerous to the Environment
Sodium dichromate dihydrate  Sigma-Aldrich 398063-100G Oxidizing, Highly Toxic, Dangerous to the Environment
Cobalt (II) chloride hexahydrate  Sigma-Aldrich 255599-100G Toxic, Dangerous to the Environment
Nickel (II) chloride hexahydrate  Sigma-Aldrich 223387-500G Toxic, Dangerous to the Environment
Sodium (meta) arsenite  Sigma-Aldrich 71287 Toxic, Dangerous to the Environment
Cadmium chloride  Sigma-Aldrich 202908-10G Highly Toxic, Dangerous to the Environment
Mercury (II) chloride  Sigma-Aldrich 215465-100G Toxic, Dangerous to the Environment
Tin (II) chloride dihydrate Fisher Scientific T142-500 Corrosive. Suitable for Hg analysis. Very hazardous.
Manganese chloride tetrahydrate Fisher Scientific M87-500
Vanadium (V) oxide Acros Organics 206422500 Dangerous to the Environment
Carbon dioxide  Air Liquide I2301S-1 Compressed
Hydrogen peroxide H325-500 Fisher Scientific 30% in water
ICP-MS standard ICP-MS-6020 High Purity Standards
Mercury standard CGHG1-1 Inorganic Ventures 1000±6 µg/mL in 5% nitric acid
Argon Air Liquide Compressed
Helium Air Liquide Compressed, ultra high purity
Hydrogen Air Liquide Compressed, ultra high purity
Nitric acid Fisher Scientific A509-P212 67-70% nitric acid, trace metal grade. Caution: manipulate under fume hood.
Hydrochloric acid Fisher Scientific A508-P212 35% hydrochloric acid, trace metal grade. Caution: manipulate under fume hood.
Equipment
Scientific prevacuum sterilizer Steris 31626A SV-120
Centrifuge Thermo Fisher 46910 RC-6 Plus
Spectrophotometer Shimadzu 1867 UV-1800
pH controller Hanna BL981411 X4
Rotometer, X5 Dwyer RMA-151-SSV T31Y
Rotometer, X5 Dwyer RMA-26-SSV T35Y
Water bath circulator Fisher Scientific 13-873-45A
Compact chiller VWR 13270-120
Freeze dryer Labconco 7752020
Stir plate Fisher Scientific 11-100-49S
pH lab electrode Phidgets Inc 3550
Inductively coupled plasma mass spectrometer Agilent Technologies 7700 Series ICP-MS Attached to autosampler CETAC ASX-520
FIAS 100 Perkin Elmer Instruments B0506520
Atomic absorption spectrometer Perkin Elmer Instruments AAnalyst 800
Cell heater (quartz) Perkin Elmer Instruments B3120397
Microwave Milestone Programmable, maximum power 1200 W
Microwave rotor Milestone Rotor with 24 75 mL Teflon vessels for closed-vessel microwave assisted digestion.
Materials
0.2 micron syringe filter Whatman 6713-0425
0.2 micron syringe filter Whatman 6713-1650
0.45 micron syringe filter Thermo Fisher F2500-3
Polystyrene tubes Evergreen 222-2094-050 17×100 mm w/cap, 16 mL, polysteryne
Octogonal magnetic stir bars Fisher scientific 14-513-60 Magnets encased in PTFE fluoropolymer

Referências

  1. Dismukes, G. C., Carrieri, D., Bennette, N., Ananyev, G. M., Posewitz, M. C. Aquatic phototrophs: efficient alternatives to land-based crops for biofuels. Curr Opin Biotechnol. 19 (3), 235-240 (2008).
  2. Moody, J. W., McGinty, C. M., Quinn, J. C. Global evaluation of biofuel potential from microalgae. Proceedings of the National Academy of Sciences. 111 (23), 8691-8696 (2014).
  3. Pinto, E., et al. Heavy metal-induced oxidative stress in algae. J Phycol. 39 (6), 1008-1018 (2003).
  4. Gupta, A., Lutsenko, S. Evolution of copper transporting ATPases in eukaryotic organisms. Curr Genomics. 13 (2), 124-133 (2012).
  5. Perales-Vela, H. V., Peña-Castro, J. M., Cañizares-Villanueva, R. O. Heavy metal detoxification in eukaryotic microalgae. Chemosphere. 64 (1), 1-10 (2006).
  6. Sandau, E., Sandau, P., Pulz, O. Heavy metal sorption by microalgae. Acta Biotechnol. 16 (4), 227-235 (1996).
  7. Amer, L., Adhikari, B., Pellegrino, J. Technoeconomic analysis of five microalgae-to-biofuels processes of varying complexity. Bioresour Technol. 102 (20), 9350-9359 (2011).
  8. Benemann, J. R., Goebel, R. P., Weissman, J. C., Augenstein, D. C. Microalgae as a source of liquid fuels. Final Technical Report, US Department of Energy, Office of Research. , (1982).
  9. Benemann, J. R., Oswald, W. J. Report No. DOE/PC/93204–T5 Other: ON: DE97052880; TRN: TRN. Systems and economic analysis of microalgae ponds for conversion of CO2 to biomass. , (1996).
  10. Chisti, Y. Biodiesel from microalgae. Biotechnol Adv. 25 (3), 294-306 (2007).
  11. Davis, R., Aden, A., Pienkos, P. T. Techno-economic analysis of autotrophic microalgae for fuel production. Applied Energy. 88 (10), 3524-3531 (2011).
  12. Jones, S., et al. Process design and economics for the conversion of algal biomass to hydrocarbons: whole algae hydrothermal liquefaction and upgrading. U.S. Department of Energy Bioenergy Technologies Office. , (2014).
  13. Lundquist, T. J., Woertz, I. C., Quinn, N. W. T., Benemann, J. R. A realistic technology and engineering assessment of algae biofuel production. Energy Biosciences Institute. , (2010).
  14. Nagarajan, S., Chou, S. K., Cao, S., Wu, C., Zhou, Z. An updated comprehensive techno-economic analysis of algae biodiesel. Bioresour Technol. 145, 150-156 (2011).
  15. Pienkos, P. T., Darzins, A. The promise and challenges of microalgal-derived biofuels. Biofuels Bioproducts & Biorefining-Biofpr. 3, 431-440 (2009).
  16. Richardson, J. W., Johnson, M. D., Outlaw, J. L. Economic comparison of open pond raceways to photo bio-reactors for profitable production of algae for transportation fuels in the Southwest. Algal Research. 1 (1), 93-100 (2012).
  17. Rogers, J. N., et al. A critical analysis of paddlewheel-driven raceway ponds for algal biofuel production at commercial scales. Algal Research. 4, 76-88 (1016).
  18. Sun, A., et al. Comparative cost analysis of algal oil production for biofuels. Energy. 36 (8), 5169-5179 (2011).
  19. Thilakaratne, R., Wright, M. M., Brown, R. C. A techno-economic analysis of microalgae remnant catalytic pyrolysis and upgrading to fuels. Fuel. 128, 104-112 (2014).
  20. Quinn, J. C., et al. Nannochloropsis production metrics in a scalable outdoor photobioreactor for commercial applications. Bioresour Technol. 117, 164-171 (2012).
  21. Borkenstein, C., Knoblechner, J., Frühwirth, H., Schagerl, M. Cultivation of Chlorella emersonii with flue gas derived from a cement plant. J Appl Phycol. 23 (1), 131-135 (2010).
  22. Douskova, I., et al. Simultaneous flue gas bioremediation and reduction of microalgal biomass production costs. Appl Microbiol Biotechnol. 82 (1), 179-185 (2009).
  23. Israel, A., Gavrieli, J., Glazer, A., Friedlander, M. Utilization of flue gas from a power plant for tank cultivation of the red seaweed Gracilaria cornea. Aquaculture. 249 (1-4), 311-316 (2012).
  24. Napan, K., Teng, L., Quinn, J. C., Wood, B. . Impact of Heavy Metals from Flue Gas Integration with Microalgae Production. , (2015).
  25. Eaton, A. D., Clesceri, L. S., Rice, E. W., Greenberg, A. E. 3. 1. 2. 5. B. Inductively coupled plasma/mass spectrometry (ICP/MS) method. Standard methods for the examination of water and wastewater. , (2005).
  26. Smith, M., Compton, J. S. . Matrix effects in the ICP-MS analysis of selenium in saline water samples. , (2004).
  27. Mehta, S. K., Gaur, J. P. Use of algae for removing heavy metal ions from wastewater: progress and prospects. Crit Rev Biotechnol. 25 (3), 113-152 (2005).
  28. Eaton, A. D., Clesceri, L. S., Rice, E. W., Greenberg, A. E. 3. 1. 2. 0. B. Inductively coupled plasma (ICP) method. Standard methods for the examination of water and wastewater. , (2005).

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Citar este artigo
Napan, K., Hess, D., McNeil, B., Quinn, J. C. Quantification of Heavy Metals and Other Inorganic Contaminants on the Productivity of Microalgae. J. Vis. Exp. (101), e52936, doi:10.3791/52936 (2015).

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