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Engenharia

Proton transfert et la conformation des protéines photosensibles dans la dynamique des protéines par résolution temporelle étape-scan à transformée de Fourier spectroscopie infrarouge

Published: June 27, 2014
doi:
10.3791/51622
,
1Experimental Molecular Biophysics,Freie Universität Berlin

Summary

Key steps of protein function, in particular backbone conformational changes and proton transfer reactions, often take place in the microsecond to millisecond time scale. These dynamical processes can be studied by time-resolved step-scan Fourier-transform infrared spectroscopy, in particular for proteins whose function is triggered by light.

Abstract

Suivi de la dynamique de protonation et de protéines squelette changements de conformation au cours de la fonction d'une protéine est une étape essentielle vers la compréhension de son mécanisme. Protonation et de conformation modifications affectent le modèle de vibration de chaînes latérales d'acides aminés et de la liaison peptidique, respectivement, qui tous deux peuvent être sondé par infrarouge (IR) de la différence. Pour les protéines dont la fonction peut être répétitive et reproductible déclenché par la lumière, il est possible d'obtenir des spectres de différence avec infrarouge (sous) la résolution d'une microseconde sur une large plage spectrale en utilisant la technique infrarouge étape de numérisation de transformation de Fourier. Avec ~ 10 2 -10 3 répétitions de la photo-réaction, le nombre minimal de terminer un balayage à haute résolution spectrale raisonnable et la largeur de bande, le niveau de bruit dans les spectres de différence d'absorption peut être aussi faible que ~ 10-4, suffisante pour suivre la cinétique d' protonation des modifications d'un seul acide aminé. Inférieurdes niveaux de bruit peuvent être accomplies par calcul de la moyenne de plus de données et / ou un traitement mathématique. La quantité de protéine nécessaire pour un résultat optimal se situe entre 5 à 100 ug, en fonction de la technique d'échantillonnage utilisée. En ce qui concerne des exigences supplémentaires, la protéine doit être d'abord concentré dans un tampon de faible force ionique, puis séché pour former un film. Le film de protéine est hydratée avant l'expérience, soit avec de petites gouttelettes d'eau ou sous une humidité atmosphérique contrôlée. Le niveau d'hydratation atteint (g d'eau / g de protéine) est évaluée à partir d'un spectre d'absorption IR. Pour mettre en valeur la technique, nous avons étudié la photocycle de la bactériorhodopsine la pompe à protons lumière entraîné dans son environnement natif de membrane pourpre, et du canal ionique channelrhodopsin-2-lumière fermée solubilisé dans un détergent.

Introduction

Pour élucider pleinement comment les protéines exercent leur fonction, il est nécessaire de les mesurer comme ils travaillent, c'est à dire le long d'un chemin de réaction qui implique souvent une série d'intermédiaires et s'étend de plusieurs ordres de temps. Les étapes clés de la fonction des protéines ont souvent lieu dans la microseconde à la milliseconde intervalle de temps 1, en ​​particulier squelette changements conformationnels et les réactions de transferts de protons dans les protéines membranaires. Cristallographie aux rayons X, sans doute le pilier de la biologie structurale, fournit des densités électroniques statiques (moyenne temporelle) de bien-diffraction des cristaux de protéines, notoirement difficiles à cultiver avec des protéines de la membrane 2. Un modèle 3D atomique peut être construite sur la base des densités d'électrons, bien que rarement y compris la localisation des atomes d'hydrogène. Des progrès remarquables en temps résolu cristallographie aux rayons X, en s'appuyant soit sur ​​Laue diffraction 3 ou femtoseconde impulsions de rayons X 4, ajoute la dimension temporelle de l'information structurelle élevée àinhérents à la cristallographie aux rayons X 5. Mais la mise de côté des défis techniques et analytiques, le réseau cristallin peut nuire squelette changements de conformation et de modifier la dynamique des protéines, une lacune inévitable des méthodes basées sur des cristaux de protéines 5. Par conséquent, les aspects dynamiques de protéines sont encore mieux couverts par des méthodes optiques, comme lancée par photolyse éclair 6,7, mais avec l'inconvénient général de perspicacité structurel limité.

La spectroscopie infrarouge transformée de Fourier (FT-IR) combine la résolution temporelle des spectroscopies optiques avec une sensibilité utile de la structure des protéines, la dernière caractéristique exploité dans les enquêtes structurelles et fonctionnelles statiques innombrables sur les protéines de membrane 11.8. En particulier, la spectroscopie de différence FT-IR s'est avéré être un outil idéal pour étudier de minuscules changements spectraux comme une protéine transits d'un état ​​métastable à un autre 12-19.

Studies sur la dynamique des protéines autres que au niveau de la molécule unique 20,21, nécessitent un processus de déclenchement pour la synchronisation. Une réaction est initiée rapide et non invasive utilisant la lumière comme déclencheur, comme cela se fait dans l'étude des protéines avec photoréactions cycliques. Un défi majeur associé à des études résolues en temps est la réalisation de la résolution de suffisamment de temps, tout en maintenant une bonne résolution spectrale et rapport approprié signal-sur-bruit. Il est également essentiel de couvrir un éventail suffisamment large spectrale et temporelle. Spectroscopie FT-IR en temps résolu étape balayage excelle dans tous ces aspects 22, avec des exemples publiés couvrant des domaines spectraux aussi large que 3,900-850 cm -1 et dynamique s'étendant ~ 9 ordres de temps, avec un maximum de 3,5 cm -1 spectrale et 30 résolution temporelle ns 23-28.

Spectromètres à transformée de Fourier IR montrent un bruit réduit et une meilleure précision photométrique sur les dispersants 29. Cepener, dans le mode d'enregistrement rapide balayage normal spectromètres FT-IR souffrent d'un temps de résolution limité à ≥ 5 à 10 ms à la suite de la durée minimum du miroir mobile de l'interféromètre nécessite pour terminer un balayage. Avec la technique de l'étape de balayage, par contre, la dépendance du temps de l'événement dynamique est découplée de la durée de balayage de l'interféromètre. En bref, les mobile se déplace de miroir en étapes discrètes plutôt que de rechercher en permanence pour compléter un balayage. A chacune de ces étapes, le (mobile) miroir est maintenu fixe et un transitoire est enregistrée. Ainsi, le temps de résolution est limitée par le temps de montée du mercure-cadmium-tellurure (MCT) détecteur, qui est typiquement dans la gamme de 10 à 100 ns. Dans la pratique, la grande dynamique de l'interférogramme (contenant un signal intense dans les signaux centerburst et petits dans les ailes), nécessite pour une numérisation correcte convertisseur analogique / numérique (ADC) avec pas moins de 16 à 24 bits qui conduit à un échantillonnage taux pas plus élevés que ~ 200 kHz(5 microsecondes) 30. Nanoseconde résolution peut être effectuée en mesurant seulement les variations de l'interférogramme, pour lequel un bit ADC 12.8 est suffisante 23,31-33. Les aspects techniques 30,34,35 et applications 36-38 de temps résolu étape de balayage ont été examinées en détail par ailleurs.

Le but de la contribution actuelle est de fournir un protocole décrivant les modalités pratiques de l'étape de balayage spectroscopie résolue dans le temps FT-IR sur les protéines membranaires photosensibles. Ici, la performance de la technique est indiquée pour deux méthodes d'échantillonnage: transmission et de réflexion totale atténuée (ATR). L'utilisation de l'ATR permet de travailler en présence d'un excès d'eau, ce qui assure non seulement des conditions d'hydratation complète pour la protéine, mais également permet le contrôle de l'échantillon aigu pH et la force ionique 49,50. Expériences étape de numérisation sont illustrés sur deux systèmes sélectionnés: bactériorhodopsine et channelrhodopsin-2.

<p class="jove_content"> La bactériorhodopsine la pompe à protons à commande optique (BR) a fait l'objet de nombreuses études biophysiques plus de quarante ans 39,40, ce qui rend la protéine de membrane mieux compris jusqu'à présent. Parmi les nombreuses techniques appliquées à l'étude de la spectroscopie FT-IR fonctionnalité BR a sans doute exercé une des plus grandes répercussions. À savoir, la spectroscopie FT-IR a été la clé pour résoudre les groupes impliqués dans le transfert de protons à travers la membrane comme représenté ailleurs 13,41,51.

Channelrhodopsin (CHR) est la première chaîne d'ions lumière fermée trouvés dans la nature 42,43. Une lumière d'excitation de ChR conduit à l'ouverture transitoire d'un canal ionique. Sa découverte a réglé la voie au développement de optogenetics, où les processus moléculaires sont contrôlées par la lumière 44,45. ChR appartient, en tant que BR, à la famille de rhodopsines microbiens mais contrairement à BR, beaucoup on connaît moins son mécanisme fonctionnel 52. ChR2 combine sa fonction de ion canal à activité protonique 46,47 pompage. Récemment, nous avons appliqué la spectroscopie FT-IR étape-scan en temps résolu à résoudre intra-protéine réactions de transfert de protons et de la dynamique des protéines squelette conformation changements dans ChR2 48.

Protocol

1. Aspects généraux de l'échantillon et préparation Instrument Utilisez un spectromètre FT-IR commercial équipé pour l'étape de balayage des mesures résolues en temps. Pour de meilleurs résultats placent le spectromètre FT-IR sur le dessus d'une table de vibration découplé. Évacuer le compartiment optique de quelques mbar. Purger le compartiment d'échantillon avec de l'air sec ou de l'azote. Placer un matériau transparent au rayonnement IR opaque visible à l'avant du détecteur MCT du spectromètre FT-IR. Cette précaution est indispensable pour éviter des artefacts de l'impulsion laser excitant au cours des expériences étape de numérisation. Remarque: Nous utilisons un germanium (Ge) fenêtre de 25 mm de diamètre. Son indice de réfraction élevé provoque intensité indésirable perd, en grande partie évité en utilisant un filtre Ge avec revêtement antireflet. Refroidir le détecteur MCT Dewar d'azote liquide. Remarque: L'utilisation de détecteurs photovoltaïques MCT est préféré à cause de leur photoconductives réponse linéaire et, par conséquent, supérieure photometric exactitude et la fiabilité de référence 31,53. Pré-concentrer l'échantillon utilisé pour les expériences est d'au moins 2 mg de protéine / ml dans un tampon de faible (<20 mM) de force ionique pour prévenir la formation de cristaux de sel, tout en séchant la suspension de protéines pour former un film de protéine homogène. Pour les échantillons qui sédimentent, laver / les concentrer en appliquant ultracentrifugation (par exemple, les protéines de la membrane dans une liposomes ou dans des parcelles de la membrane cellulaire). Utilisation centricons de coupure appropriée pour des protéines qui ne sont pas des sédiments (par exemple, les protéines membranaires solubilisées de détergent). Pour des résultats optimaux utilisation: a) des préparations de protéines pure et active que possible; b) les rapports lipide / protéine ≤ 3 en poids de protéines dans des patches de la membrane cellulaire ou dans des liposomes reconstitués; c) les rapports détergent / protéine ≤ 1 de poids pour les protéines de détergent solubilisé. Éviter l'utilisation de détergents ou de lipides dont les bandes de vibration se chevaucher avec celles de la protéine (par exemple, CHAPS). </ol> 2. Préparation de totale atténuée expériences de réflexion sur la bactériorhodopsine Montez l'accessoire ATR dans le compartiment du spectromètre FT-IR échantillon. Remarque: Nous utilisons un ATR ZnSe / diamant avec 5 réflexions actifs. Eviter les matériaux semi-conducteurs tels que le germanium ou le silicium comme élément de réflexion interne (IRE) de l'accessoire ATR, alors que leurs propriétés optiques sont affectées par le laser visible excitant. Mesurer une large gamme (env. 4,000-800 cm -1) spectre d'énergie à 4 cm -1 résolution de la surface IRE propre par spectroscopie classique FT-IR balayage rapide. Utiliser ce spectre comme un spectre de référence pour calculer le spectre d'absorption à un stade ultérieur. Couvrez la surface IRE de l'ATR avec 20 ul du tampon utilisé plus tard pour réhydrater l'échantillon (par exemple, 4 M de NaCl et 100 mM NaPi à pH 7,4). Mesurer l'absorption infrarouge de la mémoire tampon. Retirez le tampon et rincer la surface IRE wie l'eau. Évitez de toucher la surface. Enlever le liquide résiduel de la surface IRE par un flux d'air intense. Étaler ~ 3 pi de bactériorhodopsine (BR) dans les membranes pourpres (~ protéine de 6 mg / ml dans de l'eau déminéralisée) au-dessus de la surface IRE (~ 0,2 cm 2 de surface). Sécher la suspension de protéines sous un léger courant d'air sec jusqu'à ce que le film est atteint. Mesurer le spectre de la pellicule sèche d'absorption (voir figure 1). Ajouter délicatement 20-40 ul d'un tampon de force ionique élevée pour réhydrater le film sec (par exemple, 4 M de NaCl et 100 mM NaPi à pH 7,4). Remarque: La force ionique élevée empêche un gonflement excessif de la pellicule de membrane, ce qui permet de conserver autant de protéine que possible à proximité de la surface palpée (Figure 2). Couvrir le support ATR muni d'un couvercle pour empêcher l'évaporation de l'eau. Éventuellement, placer un couvercle-veste relié à un bain circulatoire fixé à 25 ° C pour le contrôle de la température. Pour les protéines avec de longues photocycles (& #62; secondes), contrôle de la température pourrait augmenter la stabilité de base. Mesurer un spectre d'absorbance. Estimer le pourcentage de l'échantillon restant à proximité de la surface après la réhydratation de la pellicule en soustrayant le spectre d'absorption du tampon (Figure 3). Confirmer la stabilisation du film de gonflement en enregistrant les spectres d'absorption à des intervalles de 5 à 20 min après réhydratation (figure 4). Cette étape est facultative mais recommandée. 3. Réaliser des expériences de transmission sur Détergent solubilisé channelrhodopsin-2 Ajouter 10 ul de CHR2 (~ 10 mg de protéine / ml) dissous dans 5 mM de NaCl, 5 mM d'HEPES (pH 7,4) et décyl-maltoside (DM) au centre d'une fenêtre BaF 2 de 20 mm de diamètre. L'étaler à l'aide de la pointe de la micropipette à un diamètre de 8.6 mm (de densité de surface de la protéine de ~ 200 pg / cm 2). Former une USI de filmng un léger flux d'air sec. Pour obtenir les meilleurs résultats en sorte que le film est homogène et a un diamètre correspondant à peu près la taille du faisceau IR à la plus grande ouverture. Hydrater le film en ajoutant 3-5 pl d'un mélange de glycérol / eau distribuée dans 3-5 gouttes dans le film sec, et fermer hermétiquement avec une deuxième fenêtre à l'aide d'un joint torique en silicone plat de ≥ 1 mm d'épaisseur. Note: Le rapport du mélange glycérol / eau contrôle le taux d'humidité relative entre les fenêtres 54. Pour les échantillons hygroscopiques utilisent un rapport 3/7 ou 2/8 glycérol / eau (w / w). Les gouttes de glycérol / eau ne doit jamais être en contact direct avec le film de protéine. Insérez les BaF 2 fenêtres en sandwich dans un support. Empêcher la lumière rectiligne d'atteindre le détecteur, en recouvrant la fenêtre d'échantillonnage d'une matière opaque IR, tel que du papier, avec un trou correspondant à la taille de la pellicule hydratée. Placer le support dans le compartiment à échantillons. Contrôler la température du support à 25 °C par une chemise thermostatique reliée à une température contrôlée de bain circulatoire. Mesurer un spectre d'absorption. Assurez-vous que le maximum d'absorption dans la région amide I (~ 1,700-1,620 cm -1) est de l'ordre de 0,6-1,0. Estimer la masse et le rapport molaire de la protéine / détergent / eau à partir du spectre de la pellicule hydratée de l'absorption (figure 5) en utilisant le coefficient d'extinction des spectres de référence pour l'eau, DM, et des protéines membranaires de représentation (figure 6). Attendez que le niveau d'hydratation se stabilise avant de réaliser des expériences pas-scan (≥ 1 h). 4. Réglage et synchronisation du laser d'excitation Pour les expériences sur bR utilisent la seconde harmonique de l'émission d'un laser pulsé Nd: YAG (λ = 532 nm) pour déclencher le photocycle. Pour les expériences impliquant ChR2, utiliser une excitation λ = 450 nm fournie par un oposcillateur paramétrique tique (OPO) tirée par la troisième harmonique (λ = 355 nm) d'un laser Nd: YAG. Assurez-vous que l'impulsion laser est suffisamment court (~ 10 ns) pour minimiser secondaire photo-excitation. Remarque: L'énergie des impulsions laser soit aussi constante que possible. Dans notre configuration, l'intensité du laser fluctue ≤ 10% autour de la valeur moyenne, comme confirmé par la mesure d'un réflexe du laser par une photodiode reliée à un enregistreur de transitoires et de l'intégration de la réponse (Figure 8). Coupler le laser à l'échantillon. Régler la densité d'énergie du laser sur l'échantillon à 2-3 mJ / cm 2 par impulsion à l'aide d'un wattmètre. Pour la configuration ATR, utiliser une fibre optique placée au sommet du couvercle ATR. Pour les expériences de transmission, utiliser des miroirs pour amener le laser à l'échantillon et, si nécessaire, des lentilles soit à collimater ou diverger le faisceau laser à un diamètre légèrement supérieur à la taille de l'échantillon de film. Synchroniser le laser impulsion avec l'enregistrement des données par le spectromètre. Utilisez la synchronisation à impulsion TTL Q-switch de l'électronique du laser Nd: YAG pour déclencher le spectromètre. Fixer le taux de la Nd d'excitation: YAG laser à 10 Hz pour le BR et 0,25 Hz pour ChR2, respectivement. Utiliser un générateur de retard d'impulsion (PDG) pour contrôler le taux d'excitation laser si la fréquence de répétition du laser Nd: YAG n'est pas facilement réglable. Connectez la lampe de synchronisation sur le laser Nd: YAG à l'entrée de déclenchement externe PDG. Le PDG fournit une sortie ~ 190 ps impulsion TTL retardé à la Q-switch de synchronisation en entrée du laser Nd: YAG pour déclencher l'effet laser. Porte le PDG d'accepter un déclenchement externe seulement après un certain laps de temps depuis le dernier déclenchement acceptée (100 ms pour Br ou 4 secondes pour ChR2). 5. Préparation et réglages Étape-scan en temps résolu Placer un filtre optique passe-bas dans le chemin optique. Pour effectuer l'étape de balayage des mesures résolues en temps dans la 1,800-850 cm -1 gamme spectrale, utilisent un filtre opaque ci-dessus 1,950 cm -1 et avec une bonne transmission (> 50-80%) en dessous de 1800 cm -1 (figure 7). Changer le détecteur de CA en mode couplage DC. Remarque: Après le réglage du signal d'interférogramme ne sera plus osciller autour de zéro, mais autour d'une valeur connue sous le niveau DC. Utiliser la plus grande ouverture possible du faisceau du spectromètre pour ultérieure flux de photons, et donc un meilleur rapport signal-sur-bruit, mais dans les limites de linéarité du détecteur. Apportez le niveau DC de l'interférogramme à zéro et réajuster le gain électronique à faire un meilleur usage de la plage dynamique du convertisseur analogique numérique converti (ADC). DC atteindre le niveau de décalage en appliquant une tension de polarisation au signal fourni par le pré-amplificateur. Remarque: Cette option est incluse dans les spectromètres FT-IR modernes. Sinon, un dispositif externe fait maison peut être utilisé à la place, placé entre le préamplificateur et l'ADC 38. Soins est alorsnécessaire pour faire en sorte que l'électronique du dispositif sont telles rapide et linéaire. Lancer le menu étape de balayage du spectromètre FT-IR. Régler la largeur de bande spectrale cible pour la mesure à l'étape de balayage 1,975.3-0 cm -1. Ajuster la largeur de bande spectrale à une fraction du nombre d'onde de laser He-Ne (1/8 ème dans le cas présent), légèrement supérieure à la fréquence de coupure du filtre optique. Désactiver un filtre électronique passe-haut pour éviter les distorsions de la cinétique à un moment ultérieur. Un filtre électronique passe-bas peut être bénéfique lorsque sa fréquence de coupure est de l'ordre ou au-dessus du taux de l'ADC (réduit le bruit aliasing) d'échantillonnage. Régler la résolution spectrale et de phase à 8 cm -1 et 64 cm -1, respectivement. Réglez le mode d'acquisition de l'interférogramme à un seul côté de l'avant. Avec ces options, un interférogramme nécessite environ 500 points. Régler la vitesse de l'ADC d'échantillonnage à la plus élevée disponible dans le spectromètre (par exemple, 160 kHz, ou 6,25 ps). Définir le «déclencheur pour l'expérience" sur "externe", c'est à dire, le laser est le maître. Définissez le nombre de points de données linéairement espacées pour être enregistrées: 7000 BR (jusqu'à 42 ms) et 20 000 pour ChR2 (jusqu'à 125 ms). Remarque: plus longues échelles de temps peuvent être couverts sans débordement de la mémoire de l'ADC à l'aide d'un quasi-logarithmique impulsions TTL externes espacés dans le temps à partir d'un générateur d'onde pour déclencher l'acquisition de données 38, ou à l'aide de deux enregistreurs de transitoires parallèles comme substituts de l'ADC interne 31, 32. Enregistrer environ 100 points de pré-déclenchement comme une référence pour l'état sombre de l'échantillon. Remarque: Dans l'échelle de temps de la milliseconde la qualité des données est souvent limitée par les fluctuations dans le miroir mobile. L'augmentation des points de pré-déclenchement au-dessus de 100 est, par conséquent, ne devrait pas s'améliorer de façon significative la qualité des données. Définissez le nombre de co-ajouts, à savoir, le nombre de moyennes de la réaction photochimique par miroir position. Pour BR, utiliser 20 co-additions (20 min de mesurer le temps à 10 taux d'excitation Hz). Pour ChR2 utiliser deux co-additions (70 min de mesurer le temps à 0,25 le taux d'excitation Hz) Répétez l'expérience 10x pour BR, et 35x sur trois films différents échantillons pour ChR2, d'avoir enfin ~ 200 co-additions par la position du miroir. 6. Traitement des données Confirmer l'état de l'échantillon en comparant le spectre IR de la différence induite par la lumière obtenue à partir de la première et de la dernière mesure. Considérons en supprimant toutes les mesures où l'intensité du spectre de différence tombe en dessous de 60% de la première mesure. Moyenne des interférogrammes enregistrés. Utilisation du logiciel OPUS du spectromètre FTIR sélectionner les interférogrammes résolues en temps à la moyenne et les ajouter à la "Spectrum Calculator". Cliquez sur "=" pour obtenir la moyenne des interférogrammes. Remarque: Lors de la phase de l'interférogrammeest constante au cours de la mesure, il est indifférent à interférogrammes moyenne ou spectres mono-canal. Une phase constante peut être confirmée par le calcul et la comparaison du spectre de phase pour le premier et le dernier interférogramme enregistré. Effectuer la transformée de Fourier des interférogrammes résolues en temps moyennées pour obtenir la moyenne des spectres de seul canal en temps résolu. En utilisant le même logiciel que dans l'étape 6.2.1, sélectionnez l'interférogramme résolue dans le temps moyenne et cliquez sur l'icône "interférogramme à des spectres". Utilisez la méthode Mertz correction de phase, un facteur zéro remplissage de 2 (deux points numériques par la résolution instrumentale), et une fonction d'apodisation (par exemple, triangle, Blackman-Harris 3-plan, etc.) Cliquez sur le fond "convertir" à transformer l'interférogramme en temps résolu en spectres en temps résolu. Exporter les données de canal unique résolues en temps comme un "tableau de points de données" ou un "; "Fichier en utilisant le" matlab enregistrer sous "icône dans le logiciel OPUS. Poursuivre le traitement de données dans un programme externe. Moyenne des spectres de canal unique avant le laser, et de convertir les données d'un seul canal résolue en temps de la différence de spectres d'absorption résolue en temps. Calculer un vecteur pour l'écart type du bruit prévu dans les spectres de différence en fonction du nombre d'onde (figure 12), en utilisant l'écart type de bruit, ε, et signifie, S 0 (ν), des spectres de seul canal 100 qui précède le laser: ε / S 0 (ν). La valeur de ε est estimée en soustrayant les spectres consécutive à un seul canal et le calcul de la déviation standard corrigée par √ 2. Retirer les régions spectrales trop bruyants pour être d'utilisation (par exemple, au-dessus 1825 cm-1 et en dessous de 850 cm -1). Effectuez une moyenne quasi-logarithmique (par exemple, 20 spectres / heure décennie). Le appearanCE des données permettra d'améliorer et le nombre de spectres sera réduit de 10 ~ 4 à ~ 10 2 sans aucune information significative perdu (figure 9). Augmenter quatre fois la densité spectrale de points (1 point / cm -1) en utilisant l'interpolation de Fourier (poster zéro de remplissage). Note: Nous effectuons les étapes 6.4.1 à 6.4.4 dans un programme fait maison en cours d'exécution dans MATLAB. Traiter les spectres en temps résolu obtenu (Figure 10A) avec décomposition de valeur singulière, SVD, (figure 13). Réaliser un débruitage de données par la reconstruction des données avec un nombre limité de composants de SVD significatifs (Figure 10B). Note: Nous effectuons SVD dans MATLAB, en utilisant la fonction intégrée "svd".

Representative Results

La figure 1 montre un spectre d'un film sec de bR déposée sur la surface de l'élément de réflexion interne de diamant utilisé pour la spectroscopie d'absorption ATR. Bandes caractéristiques des vibrations de la liaison peptidique (amide A, amide I et amide II) se distinguent nettement. L'épaisseur approximative du film sec peut être estimée comme ~ 1 um, compte tenu de la quantité de protéine ajoutée (18 pg) et de la surface de l'ATR (~ 0,2 cm 2), et en prenant la densité de la protéine en tant que ~ 1,4 g / cm 3, 58 et de lipides en tant que 1,0 g / cm 3, 59 et un rapport lipide / protéine de 1/3 (p / p) dans la membrane pourpre 60. Le film sec a été réhydratée avec un excès de 4 M de NaCl, 100 mM NaPi à pH 7,4 (figure 3). La concentration de niveau d'hydratation et la protéine efficace dans le volume sondé par l'onde évanescente peut être déduite à partir du facteur d'échelle nécessaire pour supprimer des bandes d'absorption numériquementde l'eau. Le facteur d'échelle optimal était de 0,87, ce qui signifie que dans ce cas le tampon occupe 87% de l'échantillon et 13% du volume proche de la surface. Tenant compte de la protéine et de la densité des lipides et le rapport lipides / protéines dans les membranes pourpres (voir ci-dessus), on peut en déduire une concentration de protéine efficace de 125 mg / ml dans le volume sondé par l'onde évanescente. Nous pouvons en déduire le niveau d'hydratation, dans ce cas particulier, l'épaisseur du film de l'échantillon élargi ~ 6 fois lors de la réhydratation, de ~ 1 à ~ 6 pm. Pour un angle d'incidence de 45 °, typiquement de ses dérivés et pour la plupart des arrangements d'ATR, la profondeur de pénétration du champ évanescent (d p) pour un film de protéine hydratée varie entre 0,3 et 0,6 um dans la 1,800-850 cm -1 intervalle 61. Parce que le champ évanescent est pratiquement insensible à l'échantillon situé au-dessus de deux fois d p 61, on en déduit que la quantité de protéine utilisée dans l'expérience ATR pourrait être, en principe, réduit 5x without perte significative de signaux. Lors de l'utilisation des tampons de force ionique inférieure du film se dilate plus, et la quantité de protéine dans le volume sondé par le champ évanescent est réduite (figure 2). La dépendance exacte entre le gonflement du film et de la force ionique du tampon dépendra, entre autres facteurs, de la nature des lipides. Par exemple, un film similaire gonflement tel qu'il est obtenu ici pour bR à l'aide de membrane pourpre 4 M de NaCl a été obtenue pour une protéine de la membrane reconstituée dans polaire E. lipides coli en utilisant seulement 0,1 M de NaCl 62. Si l'échantillon occupe moins de 5% du volume sondé envisager de refaire l'étape d'hydratation en utilisant un tampon de force ionique plus élevée. Film gonflement après hydratation nécessite un certain temps pour atteindre la stabilisation (figure 4). Br dans la membrane pourpre le processus est monoexponentielle, avec une constante de temps de 12 min: il ne prend pas plus de 30-60 min pour avoir un film réhydraté stable <pclass > La figure 5 représente un spectre d'un film de ChR2 hydraté obtenu par la transmission d'absorption IR. Ici, l'hydratation a été obtenue en exposant le film à une atmosphère sèche d'humidité contrôlées fournies par un mélange de glycérol / eau. Le spectre peut être décomposé en des contributions de l'eau, du détergent et la protéine. Nous pourrions estimer le montant de chacun d'eux en utilisant le coefficient spectres d'extinction, redimensionnée à la taille du spectre expérimental. Pour l'eau, nous avons pris le spectre du coefficient d'extinction de la littérature 63, et pour DM nous avons mesuré à partir d'une solution de 100 mg / ml (Figure 6). Nous avons également utilisé des coefficients d'extinction pour deux protéines de la membrane mitochondriale représentatifs: le transporteur ADP / ATP 64 et BR (figure 7). Le facteur d'échelle indique une densité de surface de masse de l'eau et de DM 260 pg / cm 2 et 200 pg / cm 2 dans le film, respectivement. L'absorption résiduelle (Figure 5, ligne rouge) provient principalement de la protéine, estimée à une densité de surface de 250 g / cm 2 en utilisant le coefficient d'extinction amide II à partir de deux protéines membranaires différentes (voir figure 6). Le rapport molaire de protéine / détergent / eau a été calculée à l'aide d'1/60/2000 une masse moléculaire de 35 kDa, 480 Da, Da et 18, respectivement. Un tracé 3D de l'étape de balayage expérience typique de temps résolu FT-IR sur bR est présenté dans la figure 10A, obtenu par ATR et impliquant 200 min d'acquisition de données. Spectra peut être extraite à des moments précis, par exemple lorsque le L, M et N intermédiaires de la photocycle bR devraient atteindre leur plus haut population (figure 11). Leurs caractéristiques spectrales ont été largement décrites 13,41,65 et ne seront pas discuté davantage ici. Figure 12 montre temps-traces à certains nombres d'onde sélectionnées. À savoir, l'augmentation de la cinétique à 1762 cm -1 (t 1/2 ~ 60 ps) rend compte de la dynamique de Asp85 protonation de la base de Schiff de la rétine 66, et son déclin à zéro indique sa déprotonation lors de la récupération de rez-de-sate 67. La hausse négatif de la cinétique à 1740 cm -1 (t 1/2 ~ 1 ms) rend compte de la déprotonation de Asp96 chaîne latérale, le donneur de protons à la base de Schiff 68. La décroissance de l'intensité à zéro des rapports sur son reprotonation du cytoplasme 67. La dynamique des changements de conformation des protéines peuvent être sondés par les changements d'absorption dans la région amide I et amide II, qui atteint un maximum à changement ~ 3 msec à température ambiante 67,69. L'application de la maladie vésiculeuse du porc à spectroscopiques problèmes a été examiné avant 55,56. Brièvement, SVD factorise les données expérimentales, disposées dans une matrice A, comme: A = U S <strong> V T. Cette factorisation peut être modifié pour tenir compte de la dépendance de bruit sur ​​le nombre d'onde et de pénaliser les fluctuations / dérives dans la base 57. Les colonnes de U et V contiennent des spectres orthonormée et des traces temporelles de vecteurs pour chaque composante de SVD, respectivement. S est une matrice diagonale contenant les valeurs dites singulières. Les (résumé) composantes spectro-temporelles en U et V apparaissent dans la diminution de l'intérêt pour décrire les données expérimentales dans le sens des moindres carrés, quantifiés par leur valeur singulière associée. Figure 13 montre les valeurs singulières en fonction du numéro de composant, et reproduit les huit premiers colonnes / composants de U (spectres résumé, figure 13B) et V (résumé temps-traces, figure 13C). Le signal est concentrée dans les cinq premiers composants (comme prévu pour un photocycle contenant cinq états intermédiaires), avec des composants ci-dessus largement dominés par le bruit aléatoire et d'autres sources d'erreurs. Les données expérimentales a été reconstruit en utilisant uniquement les cinq premières colonnes de U et V, et les cinq premières colonnes et des rangées de S. Les données reconstruites par SVD représente la meilleure approximation des moindres carrés des données expérimentales à une matrice de rang cinq. Les données reconstruite montre l'amélioration de la qualité (Figure 10B). À savoir, le bruit est largement réduite, ainsi que des fluctuations et dérives peine perceptibles dans la ligne de base (communes en temps résolu étape balayage spectroscopie 25). SVD traitement est particulièrement bénéfique pour améliorer la qualité des traces temporelles expérimentales dans l'ordre de la milliseconde (lignes rouges dans la figure 12). Données étape-scan en temps résolu pour la photocycle ChR2 ont été obtenus en utilisant le protocole décrit ci-dessus pour la transmission expériences de Sion (Figure 14A), impliquant environ 120 h de mesures accumulées. Les données en temps résolu recueillies par étape balayage s'étend de 6,25 microsecondes à 125 ms. Le photocycle de ChR2 nécessite environ 60 s pour un rétablissement complet. La dernière partie de la photocycle peut être couvert en utilisant balayage rapide FT-IR, et à la fois l'étape de balayage et des ensembles de données rapide balayage fusionné comme présentée ailleurs 48. Les modifications spectrales de ChR2 sont ~ 10 fois plus petites que celles obtenir de bR, rendant les mesures plus difficile. Spécialement, les oscillations de la ligne de base de la gamme de la milliseconde deviennent clairement à ces changements d'absorption faibles. Celles-ci sont dues à de petites oscillations du miroir mobile de l'échelle de temps de 25 millisecondes. Les oscillations, conjointement avec une partie du bruit, peuvent être en grande partie éliminés par SVD, d'améliorer remarquablement l'apparence des données (Figure 14B). gure 1 "fo: contenu width =" 5 po "src =" / files/ftp_upload/51622/51622fig1highres.jpg "width =" 500 "/> Figure 1. Spectre d'absorption du BR dans la membrane pourpre séché sur la surface de diamant d'un accessoire ATR. Bandes de vibrations de la liaison peptidique (amide I, II et A) sont indiqués. Figure 2. Spectre d'un film de bR après réhydratation en utilisant des tampons de diverses forces ioniques d'absorption (dilutions de 4 M de NaCl, 100 mM de Na 2 HPO 4 / NaH 2 PO 4 à pH 7,4). Notez la diminution de la bande amide II, à savoir, l'augmentation de film de gonflement, avec une diminution de la force ionique du tampon. (Insérer) Le dosage de la protéine près de la surface, quantifiée par l'intensité de l'absorption à 1541 cm -1 (amide II maximum) après subtractisur de la contribution d'absorption du tampon. Figure 3. Spectre d'absorption d'un film de bR réhydraté avec un tampon en vrac (4,3 M de force ionique) et après soustraction de la contribution de tampon. Le facteur de soustraction, de 0,87, a été choisi pour éliminer l'absorption d'eau forte entre 3,700-3,000 cm -1 et pour obtenir une ligne de base plate entre 2,700-1,800 cm -1. Figure 4. Spectre d'absorption de bR après réhydratation avec un tampon 4,3 M de force ionique (absorption de tampon a été soustraite de clarté sur la figure 3). L'insert montre l'évolution du gonflement du film après rehydration, suivie par l'absorbance protéine amide II à 1541 cm -1. Un ajustement à une seule exponentielle indique une constante de temps pour le film gonflement stabilisation de 12 min. Figure 5. Spectre d'un film hydraté de ChR2 mesurée par transmission (ligne bleue) d'absorption. Le spectre d'extinction de coefficient d'eau (ligne orange en pointillés) et DM (ligne cyan pointillés) a été mis à l'échelle et soustrait (ligne rouge). Figure 6. Reproduit coefficient d'extinction de spectres de masse à 25 ° C pour l'eau liquide (http://www.ualberta.ca/ ~ jbertie / JBDownload.HTM # Spectra) et pour un film hydraté de l'/ ATP ADP (AAC) 64 . </s> Le spectre de coefficient d'extinction de masse a été mesurée dans une solution de DM (100 mg / ml), et un film hydraté pour bR. Figure 7. Transmission du filtre optique utilisé dans les scan-scan mesures FT-IR résolue en temps. . Figure 8 Performance des impulsions laser fournies par le second harmonique (532 nm) d'un laser Nd:. YAG laser Histogramme de la variation de l'énergie relative de 1000 impulsions laser, et s'adapter à une distribution gaussienne avec un écart-type de 0,05. 1622/51622fig9highres.jpg "width =" 500 "/> Figure 9. Induite par la lumière des changements d'absorbance de la BR à trois nombres d'ondes représentatives au moment uniforme espacement des intervalles (vert, noir, et lignes bleues) et après étalement quasi-logarithmique à ~ 20 points / décennie (lignes rouges). Notez la réduction du bruit après moyenne logarithmique, révélant oscillation du temps retrace dans l'ordre de la milliseconde. Figure 10. Représentation 3D des changements d'absorbance de lumière induite par BR enregistrées par ATR à pH 7,4 (4 M de NaCl, mM NaPi 100). A) Les données brutes. B) Les données reconstruites avec cinq composants SVD. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure. <p class="jove_content" fo: keep-together.within page = "always"> Figure 11. FT-IR les spectres d'absorption de la différence de la photocycle bR à trois moments choisis où le L (12,5 us), M (300 microsecondes), et N (6 msec) intermédiaires sont plus enrichie. Figure 12. Transfert de protons et dynamique des protéines du squelette dans le photocycle bR comme résolu par étape d'analyse par spectroscopie de différence FT-IR résolue en temps. L'absorbance des changements à 1762 cm -1 rapports sur la dynamique protonation / déprotonation de Asp85, et à 1741 cm -1 sur la dynamique déprotonation / de reprotonation de Asp96 (y compris les changements de liaison H avant 300 ps). Les délais traces à 1670 et 1555 cm -1changements de rapport amide I et II, à la fois les vibrations sensibles à la conformation du squelette peptidique. Les traces de dos correspondent aux données brutes, et les rouges à données SVD-traités. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure. Figure 13. Décomposition singulière de valeur (SVD) de l'étape de balayage des données expérimentales en temps résolu FT-IR de la photocycle bR (voir figure 10A). SVD a été effectuée après avoir pesé les données expérimentales en tenant compte de l'écart type du bruit dépendance à l'égard de nombre d'onde (Figure 15); combinée à la 1 ère dérivée de réduire le poids statistique de fluctuations de ligne de base, comme décrit précédemment 57. A) & #160; Terrain des valeurs singulières relatives des 50 premiers éléments (cercles noirs). Les cinq premiers composants sont affectés à signaler composants (cercles rouges). Le reste des composants décroissance exponentielle comme prévu pour bruit-composants (voir la ligne en pointillés gris). B) Premier huit résumé spectres (U 1 à U 8). C) Premier huit abstraits temps-traces (V 1 à V 8). Les spectres abstrait et temps-traces attribué à un signal sont représentés en traits rouges, et avec des lignes noires autrement. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure. Représentation Figure 14. 3D de changements absorbance IR induits par la lumière pour ChR2 enregistrées par étape balayageen mode de transmission. Les données de l'étape de balayage s'étend jusqu'à 125 ms, ne couvrant une partie de la photocycle. A) de données brutes. B) Les données reconstruites avec cinq composants SVD. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure. Figure 15 niveau. Du bruit estimé dans un spectre d'absorption FT-IR. Différence à 6,25 ps temporelle et 8 cm -1 résolution spectrale pour une expérience impliquant une position de co-addition/mirror (500 photoréactions) ou ~ 200 position de co-addition/mirror 10 (5) photoréactions. Les valeurs sont indiquées pour la réflexion totale atténuée (ATR) et la configuration de la transmission.

Discussion

L'un des premiers aspects qui doivent considération lors de l'exécution l'étape de balayage des expériences FT-IR à résolution temporelle sur une protéine est la préparation d'un échantillon sous une forme appropriée pour la spectroscopie IR. L'absorption IR à partir de substances autres que la protéine d'intérêt doit être réduite, en particulier celle de l'eau. L'approche la plus courante consiste à évaporer l'eau de la masse de l'échantillon pour former un film. Le film peut être réhydraté soit en ajoutant quelques gouttes d'une solution aqueuse ou par exposition du film à une atmosphère d'humidité contrôlées. Nous avons montré que, dans les deux cas, il est possible d'estimer le niveau d'hydratation obtenu au moyen de la spectroscopie d'absorption infrarouge (voir figure 3 et figure 5). Bien que les niveaux d'hydratation obtenus peuvent apparaître faibles par rapport à ceux de solution, ils sont en fait proches de ceux trouvés dans les cellules vivantes 70, ce qui rend l'étude de films hydratés de protéines fonctionnellement pertinents. Outre l'eau, ilest également important de connaître et de contrôler la quantité de lipide ou de détergent dans l'échantillon. Les deux doivent être conservés assez faible pour avoir un impact spectroscopique réduite à l'absorption IR, mais suffisamment élevé pour préserver l'intégrité et la fonctionnalité de la protéine d'intérêt.

Spectroscopie étape-scan en temps résolu n'est carrément applicable aux protéines qui présentent des réactions réversibles qui peuvent être déclenchés de manière reproductible par la lumière (mais voir des progrès dans le couplage étape-scan avec échange de tampon rapide) 71. Dans l'étape-scan de la réaction doit être reproductible au moins ~ 500x, le nombre minimum d'achever un interférogramme couvrant la 1,800-850 cm -1 à 8 cm -1 résolution. En pratique, cependant, plus de la moyenne des données est généralement nécessaire de pousser le niveau de bruit. Pour 200 positions de co-additions/mirror (10 5 répétitions de la réaction) d'un spectre de 6,25 ps résolution de différence d'absorbance peut afficher une station de bruitndard écart entre 2 x 10 -5 et 2 x 10 -4 pour un ATR et entre 5 x 10 -6 et 3 x 10 ~ 5 pour une expérience de transmission (figure 15). Merci à son supérieur photon débit, la transmission permet de ~ 7 niveaux de bruit inférieurs à ceux des ATR, un aspect essentiel pour étudier avec succès des échantillons donnant des changements d'absorption faibles comme ChR2. D'autre part, ATR nécessite 5 à 25 fois moins que l'échantillon d'une expérience de transmission.

L'application de la spectroscopie FT-IR étape-scan en temps résolu est problématique pour des protéines présentant photocycles lents: l'enregistrement d'un interférogramme par étape-scan peut devenir impraticable longtemps. Certaines solutions ont été présentées pour traiter de tels cas 72,73, souvent basées sur l'utilisation de plusieurs échantillons échangeables à accélérer les mesures au coût de l'augmentation de la consommation de protéines et de la complexité expérimentale 27,74. Dans certains cas, il est possible de contourner ce problème par excitant l'échantillon avant la photocycle est strictement terminée. Pour ChR2, avec un photocycle exigeant après photo-excitation 60 s pour 99% de récupération, la récupération à 4 sec est déjà de 80% 48. Avec un rendement de 10% de l'excitation par impulsion laser, 98% des molécules sont CHR2 dans l'obscurité état 4 secondes après la photo-excitation, ce qui rend possible de réaliser des expériences à une fréquence de répétition du laser de 0,25 Hz.

Le traitement des données est un aspect technique final nécessaire pour atteindre les meilleurs résultats possibles. Moyenne logarithmique réduit le bruit et, également important, réduit la taille des données sans distorsions, un indispensable de la fonction d'analyse des données postérieures en utilisant une décomposition en valeurs singulières ou montage global. Calcul de la moyenne logarithmique est, cependant, pas un grand succès dans la moyenne des fluctuations dans les traces temporelles provoquées par les oscillations dans le miroir mobile et d'autres sources de bruit 1 / f pendant les mesures (Figure 9). Ces fluctuations de la ligne de basepeut dépasser le bruit dans l'ordre de la milliseconde et de la qualité de corrompre les données. Décomposition en valeurs singulières met à profit la redondance des données en vue de réduire le bruit, et avec quelques modifications 57 il peut ainsi réduire les fluctuations de la ligne de base.

Enfin, la partie la plus difficile et la plus de temps d'une étape de balayage expérience FT-IR résolue dans le temps correspond à l'affectation de bandes et à l'interprétation spectrale et cinétique des données. Pour bactériorhodopsine beaucoup de groupes qui apparaissent dans la différence des spectres IR ont été affectés ou interprétées grâce au travail accumulé de nombreux groupes de chercheurs depuis des décennies. Pour une protéine beaucoup moins étudiés, comme channelrhodopsin-2, les expériences IR ci-dessus présentés résolues en temps besoin d'être accompagnés par des expériences parallèles sur des mutants dirigée sur le site et combinées avec des informations à partir de techniques complémentaires pour atteindre une interprétation mécaniste 48.

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

This work was supported by grants from the Deutsche Forschungsgemeinschaft to J.H. (FOR-1279, SFB-1078, B3). We thank Tom Resler and Björk Süss for helpful comments.

Materials

Name of Material/ Equipment Company Catalog Number Comments/Description
FT-IR spectrometer Bruker Vertex 80v Equipped with photovoltaic-MCT detector, an external global, and an oil-free pump. Firmware 2.3.
BaF2 windows korth Kristalle
diamond ATR accesory Smiths detection Nine-reflection DuraDisk
thermostatic bath Julabo  F25
vibration decoupled table OPTA
Pulsed Nd:YAG laser with a second harmonic generator Continuum electro-Optics Minilite 
Optical parametric oscillator (OPO) OPTA BBO-355-VIS/IR S/N 1009
Digital delay/pulse generator  Stanford Research Systems DG535
Pulsed Nd:YAG laser with a third harmonic generator Spectra-Physics Quanta-Ray
Various optical mirrors and lenses ThorLabs
OPUS 7.0  Bruker Software to control Vertex 80v spectrometer
Matlab run time Mathworks Used to run home-made executable programs to preprocess the data
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Referências

  1. Henzler-Wildman, K., Kern, D. Dynamic personalities of proteins. Nature. 450, 964-972 (2007).
  2. Lacapère, J. J., Pebay-Peyroula, E., Neumann, J. M., Etchebest, C. Determining membrane protein structures: still a challenge. Trends Biochem. Sci. 32, 259-270 (2007).
  3. Wöhri, A. B., et al. Light-induced structural changes in a photosynthetic reaction center caught by Laue diffraction. Science. 328, 630-633 (2010).
  4. Aquila, A., et al. Time-resolved protein nanocrystallography using an X-ray free-electron laser. Opt. Express. 20, 2706-2716 (2012).
  5. Neutze, R., Moffat, K. Time-resolved structural studies at synchrotrons and X-ray free electron lasers: opportunities and challenges. Curr. Opin. Struc. Biol. 22, 651-659 (2012).
  6. Austin, R. H., et al. Dynamics of carbon monoxide binding by heme proteins. Science. 181, 541-543 (1973).
  7. Alberding, N., et al. Tunneling in ligand binding to heme proteins. Science. 192, 1002-1004 (1976).
  8. Goormaghtigh, E., Cabiaux, V., Ruysschaert, J. M. Determination of soluble and membrane protein structure by Fourier transform infrared spectroscopy. III. Secondary structures. Subcell. Biochem. 23, 405-450 (1994).
  9. Tamm, L. K., Tatulian, S. A. Infrared spectroscopy of proteins and peptides in lipid bilayers. Q. Rev. Biophys. 30, 365-429 (1997).
  10. Arrondo, J. L., Goñi, F. M. Structure and dynamics of membrane proteins as studied by infrared spectroscopy. Prog. Biophys. Mol. Biol. 72, 367-405 (1999).
  11. Barth, A., Zscherp, C. What vibrations tell us about proteins. Q. Rev. Biophys. 35, 369-430 (2002).
  12. Gerwert, K. Molecular reaction-mechanisms of proteins as monitored by time-resolved FTIR Spectroscopy. Curr. Opin. Struct. Biol. 3, 769-773 (1993).
  13. Maeda, A. Application of FTIR spectroscopy to the structural study on the function of bacteriorhodopsin. Isr. J. Chem. 35, 387-400 (1995).
  14. Kandori, H. Role of internal water molecules in bacteriorhodopsin. Biochim. Biophys. Acta. 1460, 177-191 (2000).
  15. Zscherp, C., Barth, A. Reaction-induced infrared difference spectroscopy for the study of protein reaction mechanisms. Bioquímica. 40, 1875-1883 (2001).
  16. Nyquist, R. M., Heitbrink, D., Bolwien, C., Gennis, R. B., Heberle, J. Direct observation of protonation reactions during the catalytic cycle of cytochrome c oxidase. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 100, 8715-8720 (2003).
  17. Rich, P. R., Iwaki, M. Methods to probe protein transitions with ATR infrared spectroscopy. Mol. Biosyst. 3, 398-407 (2007).
  18. Noguchi, T. Light-induced FTIR difference spectroscopy as a powerful tool toward understanding the molecular mechanism of photosynthetic oxygen evolution. Photosynth. Res. 91, 59-69 (2007).
  19. Granell, M., Leon, X., Leblanc, G., Padros, E., Lorenz-Fonfria, V. A. Structural insights into the activation mechanism of melibiose permease by sodium binding. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 107, 22078-22083 (2010).
  20. Schuler, B., Eaton, W. A. Protein folding studied by single-molecule FRET. Curr. Opin. Struct. Biol. 18, 16-26 (2008).
  21. Kapanidis, A. N., Strick, T. Biology, one molecule at a time. Trends Biochem. Sci. 34, 234-243 (2009).
  22. Uhmann, W., Becker, A., Taran, C., Siebert, F. Time-resolved FT-IR absorption spectroscopy using a step-scan interferometer. Appl. Spectrosc. 45, 390-397 (1991).
  23. Dioumaev, A. K., Braiman, M. S. Two bathointermediates of the bacteriorhodopsin photocycle, distringuished by nanosecond time-resolved FTIR spectroscopy at room temperature. J. Phys. Chem. B. 101, 1655-1662 (1997).
  24. Rammelsberg, R., Huhn, G., Lübben, M., Gerwert, K. Bacteriorhodopsin’s intramolecular proton-release pathway consists of a hydrogen-bonded network. Bioquímica. 37, 5001-5009 (1998).
  25. Rödig, C., Siebert, F. Errors and artifacts in time-resolved step-scan FT-IR spectroscopy. Appl. Spectrosc. 53, 893-901 (1999).
  26. Brudler, R., Rammelsberg, R., Woo, T. T., Getzoff, E. D., Gerwert, K. Structure of the I1 early intermediate of photoactive yellow protein by FTIR spectroscopy. Nat. Struct. Biol. 8, 265-270 (2001).
  27. Remy, A., Gerwert, K. Coupling of light-induced electron transfer to proton uptake in photosynthesis. Nat. Struct. Biol. 10, 637-644 (2003).
  28. Lórenz-Fonfría, V. A., Furutani, Y., Kandori, H. Active internal waters in the bacteriorhodopsin photocycle. A comparative study of the L and M intermediates at room and cryogenic temperatures by infrared spectroscopy. Bioquímica. 47, 4071-4081 (2008).
  29. Griffiths, P. R., de Haseth, J. A. . Fourier Transform Infrared Spectrometry. , (1986).
  30. Smith, G. D., Palmer, R. A. . Handbook of vibrational spectroscopy. , (2002).
  31. Rammelsberg, R., Heßling, B., Chorongiewski, H., Gerwert, K. Molecular reaction mechanisms of protein monitored by nanosecond step-scan FT-IR difference spectroscopy. Appl. Spectrosc. 51, 558-562 (1997).
  32. Rödig, C., Chizhov, I., Weidlich, O., Siebert, F. Time-resolved step-scan Fourier transform infrared spectroscopy reveals differences between early and late M intermediates of bacteriorhodopsin. Biophys. J. 76, 2687-2701 (1999).
  33. Bromberg, S. E., et al. The mechanism of a C-H bond activation reaction in room-temperature alkane solution. Science. 278, 260-263 (1997).
  34. Rödig, C., Siebert, F. . Handbook of vibrational spectroscopy. , (2002).
  35. Braiman, M. S., Xiao, Y. . Vibrational Spectroscopy of Biological and Polymeric Materials. , 353-418 (2006).
  36. Gerwert, K. . Handbook of vibrational spectroscopy. , (2002).
  37. Koutsoupakis, C., Pinakoulaki, E., Stavrakis, S., Daskalakis, V., Varotsis, C. Time-resolved step-scan Fourier transform infrared investigation of heme-copper oxidases: implications for O2 input and H2O/H+ output channels. Biochim. Biophys. Acta. 1655, 347-352 (2004).
  38. Radu, I., Schleeger, M., Bolwien, C., Heberle, J. Time-resolved methods in biophysics. 10. Time-resolved FT-IR difference spectroscopy and the application to membrane proteins. Photochem. Photobiol. Sci. 8, 1517-1528 (2009).
  39. Haupts, U., Tittor, J., Oesterhelt, D. Closing in on bacteriorhodopsin: progress in understanding the molecule. Annu. Rev. Biophys. Biomol. Struct. 28, 367-399 (1999).
  40. Lanyi, J. K. Bacteriorhodopsin. Annu. Rev. Physiol. 66, 665-688 (2004).
  41. Heberle, J., Fitter, J., Sass, H. J., Büldt, G. Bacteriorhodopsin: the functional details of a molecular machine are being resolved. Biophys. Chem. 85, 229-248 (2000).
  42. Nagel, G., et al. Channelrhodopsin-1: a light-gated proton channel in green algae. Science. 296, 2395-2398 (2002).
  43. Nagel, G., et al. Channelrhodopsin-2, a directly light-gated cation-selective membrane channel. Proc. Natl. Acad. Sci U. S. A. 100, 13940-13945 (2003).
  44. Zhang, F., et al. The microbial opsin family of optogenetic tools. Cell. 147, 1446-1457 (2011).
  45. Fenno, L., Yizhar, O., Deisseroth, K. The development and application of optogenetics. Annu. Rev. Neurosci. 34, 389-412 (2011).
  46. Feldbauer, K., et al. Channelrhodopsin-2 is a leaky proton pump. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 106, 12317-12322 (2009).
  47. Nack, M., et al. Kinetics of proton release and uptake by channelrhodopsin-2. FEBS Lett. 586, 1344-1348 (2012).
  48. Lórenz-Fonfría, V. A., et al. Transient protonation changes in channelrhodopsin-2 and their relevance to channel gating. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 110, (2013).
  49. Heberle, J., Zscherp, C. ATR/FT-IR difference spectroscopy of biological matter with microsecond time resolution. Appl. Spectrosc. 50, 588-596 (1996).
  50. Nyquist, R. M., Ataka, K., Heberle, J. The molecular mechanism of membrane proteins probed by evanescent infrared waves. Chembiochem. 5, 431-436 (2004).
  51. Gerwert, K., Freier, E., Wolf, S. The role of protein-bound water molecules in microbial rhodopsins. Biochim. Biophys. Acta. 1837, 606-613 (2014).
  52. Lórenz-Fonfría, V. A., Heberle, J. Channelrhodopsin unchained: Structure and mechanism of a light-gated cation channel. Biochim. Biophys. Acta. 1837, 626-642 (2014).
  53. Carter, R. O., Lindsay, N. E., Beduhn, D. A solution to base-line uncertainty due to MCT detector nonlinearity in FT-IR. Appl. Spectrosc. 44, 1147-1151 (1990).
  54. Noguchi, T., Sugiura, M. Flash-induced FTIR difference spectra of the water oxidizing complex in moderately hydrated photosystem II core films: effect of hydration extent on S-state transitions. Bioquímica. 41, 2322-2330 (2002).
  55. Henry, E. R., Hofrichter, J. Singular value decomposition: application to analysis of experimental data. Methods Enzymol. 210, 129-192 (1992).
  56. Hendler, R. W., Shrager, R. I. Deconvolutions based on singular value decomposition and the pseudoinverse: a guide for beginners. J. Biochem. Biophys. Methods. 28, 1-33 (1994).
  57. Lórenz-Fonfría, V. A., Kandori, H. Spectroscopic and kinetic evidence on how bacteriorhodopsin accomplishes vectorial proton transport under functional conditions. J. Am. Chem. Soc. 131, 5891-5901 (2009).
  58. Fischer, H., Polikarpov, I., Craievich, A. F. Average protein density is a molecular-weight-dependent function. Protein Sci. 13, 2825-2828 (2004).
  59. Nagle, J. F., Tristram-Nagle, S. Structure of lipid bilayers. Biochim. Biophys. Acta. 1469, 159-195 (2000).
  60. Lee, A. G. Lipid-protein interactions in biological membranes: a structural perspective. Biochim. Biophys. Acta. 1612, 1-40 (2003).
  61. Goormaghtigh, E., Raussens, V., Ruysschaert, J. M. Attenuated total reflection infrared spectroscopy of proteins and lipids in biological membranes. Biochim. Biophys. Acta. 1422, 105-185 (1999).
  62. Lórenz-Fonfría, V. A., León, X., Padrós, E. Studying substrate binding to reconstituted secondary transporters by attenuated total reflection infrared difference spectroscopy. Methods Mol. Biol. 914, 107-126 (2012).
  63. Bertie, J. E., Lan, Z. D. Infrared intensities of liquids XX: the intensity of the OH stretching band of liquid water revisited, and the best current values of the optical constants of H2O(l) at 25 oC between 15,000 and 1 cm-1. Appl. Spectrosc. 50, 1047-1057 (1996).
  64. Lórenz, V. A., et al. The secondary structure of the inhibited mitochondrial ADP/ATP transporter from yeast analyzed by FTIR spectroscopy. Bioquímica. 40, 8821-8833 (2001).
  65. Heßling, B., Souvignier, G., Gerwert, K. A model-independent approach to assigning bacteriorhodopsin’s intramolecular reactions to photocycle intermediates. Biophys. J. 65, 1929-1941 (1993).
  66. Braiman, M. S., et al. Vibrational spectroscopy of bacteriorhodopsin mutants: light-driven proton transport involves protonation changes of aspartic acid residues 85, 96, and 212. 27, 8516-8520 (1988).
  67. Gerwert, K., Souvignier, G., Hess, B. Simultaneous monitoring of light-induced changes in protein side-group protonation, chromophore isomerization, and backbone motion of bacteriorhodopsin by time-resolved Fourier-transform infrared spectroscopy. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 87, 9774-9778 (1990).
  68. Gerwert, K., Hess, B., Soppa, J., Oesterhelt, D. Role of aspartate-96 in proton translocation by bacteriorhodopsin. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 86, 4943-4947 (1989).
  69. Lórenz-Fonfría, V. A., Kandori, H., Padrós, E. Probing specific molecular processes and intermediates by time-resolved Fourier transform infrared spectroscopy: application to the bacteriorhodopsin photocycle. J. Phys. Chem. B. 115, 7972-7985 (2011).
  70. Ellis, R. J., Minton, A. P. Cell biology: join the crowd. Nature. 425, 27-28 (2003).
  71. Furutani, Y., Kimura, T., Okamoto, K. Development of a rapid Buffer-exchange system for time-resolved ATR-FTIR spectroscopy with the step-scan mode. Biophysics. 9, 123-129 (2013).
  72. Rammelsberg, R., Boulas, S., Chorongiewski, H., Gerwert, K. Set-up for time-resolved step-scan FTIR spectroscopy of noncyclic reactions. Vib. Spectrosc. 19, 143-149 (1999).
  73. Rödig, C., Siebert, F. Monitoring fast reactions of slow cycling systems with time-resolved FTIR spectroscopy. Vib. Spectrosc. 19, 271-276 (1999).
  74. Rödig, C., Siebert, F. Distortion of the L→M transition in the photocycle of the bacteriorhodopsin mutant D96N: a time-resolved step-scan FTIR investigation. FEBS Lett. 445, 14-18 (1999).

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Lórenz-Fonfría, V. A., Heberle, J. Proton Transfer and Protein Conformation Dynamics in Photosensitive Proteins by Time-resolved Step-scan Fourier-transform Infrared Spectroscopy. J. Vis. Exp. (88), e51622, doi:10.3791/51622 (2014).
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