JoVE Journal > Biology
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Resultados
Discussion
Declarações
Acknowledgements
Materials
Referências
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Biologia

Bıldırcın-ördek Chimeras kullanma Kraniyofasiyal Kalkınma için Türlere özgü Katılımlar değerlendirilmesi

Published: May 31, 2014
doi:
10.3791/51534
,
1Department of Orthopaedic Surgery,University of California at San Francisco

Summary

Bu makalede, kraniofasiyal gelişimine nöral ve / veya diğer dokuların türe özgü katkılar test etmek için tasarlanmıştır kimerik embriyolar oluşturmak için bir yöntemi tarif etmektedir.

Abstract

Kimerik embriyoların nesil cep kaderlerini, doku etkileşimleri ve histolojik ve omurgalı embriyolarının morfolojik gelişimine türe özgü katkılarını araştırmak için yaygın ve güçlü bir yaklaşımdır. Özellikle, kimerik embriyo kullanımı kraniofasiyal kompleksinin türe spesifik bir morfolojiye yönlendirilmesinde nöral önemini oluşturmuştur. Burada tarif edilen yöntem, oldukça farklı kraniofasiyal morfolojiye sahip, iki kuş türleri, ördek, bıldırcın ve kullanır. Bu yöntem büyük ölçüde kraniofasiyal kompleksi türe özgü desen moleküler ve hücresel düzenleme soruşturma kolaylaştırır. Bıldırcın ve ördek kimerik embriyolar deneyler zaten nöral krest aracılı doku etkileşimleri ve kraniofasiyal iskelet, kas, ve kabuklarıyla türe özgü desen düzenleyen hücre özerk davranışlar ortaya koymuştur. Nöral krest türevlerinin büyük çeşitlilik önemli bir potansiyele işaretomurgalı geliştirme, hastalık ve evrimini anlamak için bıldırcın-ördek kimerik sisteminin gelecekteki uygulamalar için.

Introduction

Yüz iskelet ektodermal ve Endodermal epitel katmanları 1-11 çevrili nöral ve mezodermal mezenşimden oluşan birden fazla yüz süreçlerin büyüme ve füzyon gelişir. Her süreçte morfojenetik olaylar mezenşimin ve çevresindeki epitelya 12-16 arasında belirgin sinyal etkileşimler tarafından yönetilir. Bu sinyal etkileşimleri ve / veya onların aşağı efektörlere değişiklikler hastalık fenotipleri katkıda bulunmak ve aynı zamanda kraniofasiyal iskelet 17, 18 evrimi ile ilgili olabilir. Bu nedenle, doku etkileşiminin zamanlamasını ve niteliğini durulaştırmada yüz iskeletinin gelişimsel ve evrimsel biyoloji anlayışımızı arttırmak için büyük bir potansiyele sahiptir.

Doku etkileşimleri araştırmak için kimerik embriyoların kullanılması gelişimsel biyoloji içinde uzun bir geçmişi vardır. Bu yaklaşım Hans Spemann ve onun laboratuar tarafından öncülük edilmiştirFarklı amfibi türlerin embriyolarının arasındaki dokuların nakli ile embriyonik "organizatörleri" keşfetti. Spemann el becerileri özel araçlar, özellikle Spemann pipet yaptığı kalkınma tarafından tamamlanmaktadır mikro-cerrahi teknikleri bir usta oldu. Viktor Hamburger Spemann Nobel ödülünü neden orijinal nakli deneyler yapıldı, hangi zaman, 1920'lerde Freiburg Hans Spemann laboratuvarında bir yüksek lisans öğrencisi oldu. Hamburger 1935 yılında St Louis Washington Üniversitesi taşındı, o Deneysel Embriyoloji 19 onun Kılavuzunda bir Spemann mikropipet yapma sürecini ayrıntılı. Drew Noden Massachusetts, Amherst Üniversitesi ve daha sonra Cornell Üniversitesi taşındıktan sonra, Noden imalatı ve bıldırcın-civciv kuruntulardan ilgili yaptığı cerrahi nakli için Spemann mikropipetler kullanmaya devam etti. 1972'ye kadar Washington Üniversitesi'nde Hamburger laboratuvarında bir yüksek lisans öğrencisi oldu. &# 160;. Bir yüksek lisans öğrencisi, 1995-1998 Cornell Drew Nodén eğitimli yazarlar (Rich Schneider) biri Spemann mikropipet yapmak için aşağıdaki protokol Hamburger ve Nodén tarafından yazılı açıklamalara göre, ve sonradan yaptığınız değişiklikleri içerir iken Schneider tarafından.

Kraniofasiyal geliştirme çalışmaları için ve özellikle nöral krest hücrelerinin katkılarını anlamak için bıldırcın-civciv kimeralarının kullanımı Le Douarin ark 20 yorumlanan 1970'lerin başında Nodén tarafından ve Le DOUARIN tarafından öncülük edilmiştir. Bu yaklaşım genel olarak birçok çalışma ve çok sayıda diğer araştırmacılar 1, 4, 5, 21-38 tarafından kabul edilmiştir. Büyüme ve bıldırcın ve civciv morfolojisi eşdeğer oranları hücre kaderinin ve soy izleme çalışması için içlerinde nakli idealdir. Ancak, bıldırcın ve civciv arasındaki benzerlikler, morfolojik değişimler inddonor hücreler tarafından uced deşifre etmek zordur. Buna karşılık, diğer kuş kimerik sistemleri 39-50 embriyolar anatomik olarak farklı yapmak mekanizmaları incelemek için bir yol olarak yerli ördek dahil ettik. Daha spesifik olarak, bıldırcın-ördek kimerik sistemi ev sahibi, ve tersi üzerinde donörün etkilerini sezmek için birden çok yarar sağlar. İlk olarak, bıldırcın ve ördek embriyolar gen ekspresyonu (Şekil 1 A ve B) 'nin diferansiyel etki için tahlil ile oluşum arasında verici veya konak-spesifik mekanizmaları keşfetmek için doğrudan bir yol sağlar vücut boyutu ve şekli, içinde farklıdır. İkincisi, bıldırcın ve ördek embriyo bıldırcın 17 günde çıkım ve ördek 28 gün içinde kuluçka ile, olgunlaşma oldukça farklı fiyatlar var. Nakledilen sinir ucu ana ortam içindeki iç olgunlaşma oranını muhafaza eder ve bu nedenle, geçici gen ekspresyonunda değişiklikler, doku etkileşimlerinin, histogenez ve morfojenezinin tanımlanması mümkündür51-57. Son olarak, anti-bıldırcın nükleer antikor (PN ¢ Q) verici ve ev sahibi hücresel katılım her yerde bulunan bir bıldırcın hücrelerinde ifade ancak ördek hücrelerinde bulunmaz bir proteini tanıma ile birbirinden ayırt kalıcı olmasını sağlar.

Protocol

1.. Tungsten iğneler hazırlayın Çubuk viraj değil ki tel kesiciler kullanarak yarısında bir tungsten çubuk kesti. 5 borosilikat cam 3/4 Pasteur pipet konik ucundan çubuk geçirin. Camdan dışarı çubuk yapışma yaklaşık 3/4 bırakarak, bir tutkal tabancası için kullanılan tutkal sopa "sıcak eriyik yapışkan" (HMA), küçük bir boncuk ile pipet için çubuk uygun. HMA hızlı bir şekilde tutkal yakmak ve siyah duman üretmek için özen gösterilerek, bir alkol alev eridi olmalıdır. Forseps bir çift kullanarak, 45 ° 'lik açı ulaşana kadar (yaklaşık 1/4 üst ucundan olarak) tungsten çubuğunun uç viraj. Pasteur pipeti tutarak, bir propan meşalesi alev içine tungsten çubuğun ucunun yaklaşık 1/8 yerleştirin. Ucu sabit ve aleve tam dik tutun. Alevin dışarı iğne çekin an Tungs küçücük bir turuncu lekeiğne kapalı on sinekler. 2.. Spemann Pipetler hazırlayın Kısa konik ötesinde cam erimeye başlayana kadar bir Bunsen beki kullanarak, bir Pasteur pipet dar ucuna ısı. Alev çıkarın ve pipet mühürlü olana kadar ucu çekin. Yaklaşık 0.7-1.0 mm OD sahip şevli kısmının bir kısmı kalır emin olun. Konik yaklaşık 4 cm kapalı mühürlü ucunu kırın. Pipet geniş (açık) ucuna lastik tüp yaklaşık 2 ft (60 cm) takın. Hava Pasteur pipet şevli kısmı ile geçiş sağlamak için kauçuk hortumun diğer ucunda darbe. Bağlı bir kalem ile bir alev meşale propan yakıt silindir kullanarak, sadece konik başından altında pipet bir tarafında bir oval alan ısı. Basınç cüzi bir miktarı (lette başlangıcını söylemek için gerekli basınç yaklaşık miktarı ile kauçuk borular yoluyla, çok yavaşça ve sürekli üfleyinkonuşma düzeyinde r "P"). Cam bir tarafta yumuşak olur ve dışa toka başladığında, hızla alevden pipet kaldırmak ve lastik borular yoluyla sabit ve istikrarlı darbe. Bu ısıtılmış cam parçası ince olduğu, pop sosis şeklinde bir kabarcık oluşmasına neden olur. Kabarcık çok küçük ise, erime ve tekrar cam üfleme deneyin. Camda son açık pencere geniş uzun (12.7 mm) 'in 0,5 (6,35 mm), 0.25 civarında olmalıdır. Sivri ucunu işaret yukarıya, yavaşça pipet girmesini cam parçaları önlemek için tüp yoluyla üflerken cam atık kabı içine balonu kazıyın. Propan alev kullanarak, kabarcık ve yangın lehçe açık pencerenin kenarları arasında kalan kenarlarını yakmak. Pipet şaftı eritmek için özen gösterin. Bir elmas nokta kalem kullanarak, penceresinden (30 mm) yaklaşık 1.25 pipet sivri ucunu puan ve ucu koparakforseps ile pipet açılış temiz (kırık veya düzensiz ipuçları ile ıskarta pipet) kesilir böylece. Forseps kullanılarak ve bükük kısmı dikey bir düzlemde olacak şekilde, bir alkol, bir brülör ile alev kenar, yaklaşık 60 ° 'lik bir açı için ucundan (9.5 mm)' de pipet 0.375 dar kısmını viraj sırasında pencere açma solak kullanım için sağ-elli kullanım ve 11:00 için 01:00 pozisyondadır. Bu adım en bir taslak serbest muhafaza yapılır. Yangın lehçe bir mikroskop altında alkol alev kullanarak ucu. Ucunu kapatmak değil yuvarlak açılış tutmak ve herhangi bir daralma olmadan düzeltmek için değil emin olun. , Kauçuk borudan yapılmış bir 1 (25 mm) parça kesin% 70 etanol ile boru parça sprey ve pencere açıklığı tamamen kapalı kadar pipet milin üzerine boru kaydırın. Bu Spemann pipet "diyafram" olarak çalışır. Bir lateks kauçuk 2 ml ampul yerleştirinpipet açık alt bitti. Ampul Spemann pipet negatif basıncı korur. , Spemann bir pipet kullanarak uygulama, bir mikroskop altında bir başka belirgin bir noktaya bir Petri kabındaki belirgin bir nokta çapı, yaklaşık 100-200 um'lik kromatografisi boncuk aktarın. Spemann pipet temizlemek için, alt pamuk veya gazlı bez ile kaplı ve distile su ve cam deterjan ile dolu uzun bir beher içinde, aşağı ucu, kauçuk ampulü ve yer pipet kaldırmak. 3.. Yumurta Sterilize ve inkübe % 70 etanol ile yumurta silin ve plastik yumurta tepsiler üzerinde yumurta yerleştirin. 37.5 ° C ve 85-87% ısıtılmış bir inkübatör yumurta ayarlayın. Onlar HH9.5, bıldırcın ve ördek için 48 saat boyunca yaklaşık 26 saat ulaşana kadar kuluçkaya. 4. Pencere Yumurta Iç kabuk m ponksiyon için özen, forseps ile yumurtanın üst dış kabuk küçük bir parça kaldırmazarı böylesine. 1 inç iğne ile bir 18 G ile bir şırınga kullanarak, yumurta en dar ucunda bir delik açmak ve albümin yaklaşık 1-2 ml geri. Kabuğunda delik ve delinme işareti üzerinde şeffaf bant yerleştirin. Kavisli makas kullanılarak (saydam bant üzerinden) yumurtanın üst yüzeyi boyunca bir "pencere" kes. 5.. Embriyolar canlandırın ve Cerrahi hazırlanın Bir cam çubuk kullanılarak, yavaşça embriyo üzerinde Nötr Kırmızı küçük bir miktar (Hank BSS içerisinde 0.02 g / ml) fırça. Vitellin membran kesin ve bir alev bilenmiş tungsten iğne kullanılarak embriyo üzerinden çekin. Pencere üzerinde saydam bant koyarak yumurtayı yeniden mühürlemek. 6.. Donör Embriyo gelen Donör Doku ayırın Donör embriyo yumurtanın üzerinde penceresinden bandı çıkarın. Donör embriyo komşu ektodermden sinir kat kesmek için, sid hem yarıklar yapmak(yukarıda tarif edildiği gibi imal edilmiştir) bir alev keskinleştirilmiş tungsten iğne kullanılarak nöral tüp es. Daha sonra, greft istenilen ön ve arka seviyede nöral tüpü boyunca kesilmiş ve nöral tüpün geri kalanından ayrı greft. Bir Spemann pipet veya mikropipet diğer türlerinden birini kullanarak donör embriyo sinir kat çıkarın. Sonra, ev sahibi yumurta üzerine penceresinden bandı çıkarın ve nakli alacak nöral tüp bölgeye bitişik ev sahibi embriyo yanında donör sinir kat yerleştirmek için Spemann pipet kullanın. 7. Ana Doku ayırın ve Donör doku nakli Donör ile yapıldığı gibi, ev sahibi embriyo nöral tüp sinir kat ayırın. Donör doku olarak eşit büyüklükte bir greft çıkarmak için özen. Yavaşça uzak embriyo bu konak doku itin. Daha sonra, kör bir iğne veya bir tungsten mi yuvarlatılmış ucu ilecropipette, yavaşça uygun ön-arka ve ön-ventral yönelimleri bakımı, donör sinir konak nöral tüp içine kat taşıyın. Greft kenarlarında sıkışmış olduğundan emin olun, ancak karıştırmak veya alttaki dokulara zarar değil emin olun. Orijinal yönü notun Nötr Kırmızı gelen donör doku veya diferansiyel boyama herhangi bir asimetri izlemenize yardımcı olmak için. Biz de fotoğraf-belge eşlik kesilmiş doku yanı sıra kimerasıyla donör embriyo hemen ameliyatı takiben. Ev sahibi embriyo kuruma belirtileri gösteriyorsa, steril tuzlu yumurta ilave edilmelidir. Şimdi, dikkatle yeniden mühür ve yumurta etiket ve yavaşça kimerik embriyo analizi için istenilen aşamaya gelişebilir bir yüksek nem inkübatör (% 70-80) iade. Kimeralar 8. Koleksiyonu Taze yapılmış soğuk Serra'nın sabitleştirici kimerik embriyolar toplamak ve hemen bir ro üzerine koyun emin olunBir O / N tespit boyunca 4 ° C'de cker. Bu, anti-bıldırcın antikoru ile bıldırcın hücrelerin daha hassas bir şekilde tespit sağlayacaktır. Gen ifadesi RT-QPCR ile analiz için, önceden RNA ekstre sıvı azot içinde doğrudan embriyolar dondurma.

Representative Results

Önce, daha fazla analiz için, transplantın etkinliği test edilmesi gerekmektedir. Histolojik için, morfolojik, veya gen ekspresyon doku örneklerinin analizleri, bıldırcın hücreleri 36 anlatıldığı gibi Q ¢ PN antikoru kullanılarak immunohistokimyasal tarafından tespit edilmelidir. RNA analizleri için, ilgi konusu dokulara türe özgü katkılar, PCR tabanlı bir strateji 58 kullanılarak hesaplanabilir. Nakli etkinliği doğrulandıktan sonra, bundan başka morfolojik veya moleküler parametreler kimeralar olarak değerlendirilebilir. Donör nöral krest hücreleri ve uygun histogenezi ve kraniofasiyal kompleksinin morfogenetiğine altında yatan çevreleyen konak-kaynaklı dokular arasındaki etkileşim, önceden yoğun çalışmalar yapılmıştır. Özellikle, nöral tepe mezenşimin yüzün türe özel bir morfoloji 7, 13, 51, 59, tüy model 52, kas model 56 yönlendirir </s kadar> ve kıkırdak 53, konak gen ifadesinin düzenlenmesi yoluyla 57. Örneğin, nöral krest mesenkimi zamansal BMP4 ifadeyi 55 düzenleyerek mandibulada zaman kemik formları belirler. Son zamanlarda, araştırmalar çok erken kraniofasiyal gelişiminde meydana gelen doku etkileşimleri üzerinde yoğunlaşmış. Bu bağlamda, bıldırcın-ördek kimeralar kullanan deneyler, ev sahibi embriyolar morfolojik sınırları saptanmasıyla sinir ucu değiştirmeye etki göstermiştir. Bu kimerik quck embriyolarda, donör bıldırcın nöral krest hücrelerinin bir ördek gibi kalıp (Şekil 1D) olarak konak ördek çene kavisi içine göç vardır. Nöral krest nüfusun büyüklüğüne bu konak katkısına rağmen, donör nöral krest bıldırcın gibi boyut ve şekil (Şekil 1E) olan bir alt çene iskeleti üretmeye devam etmektedir. e 1 "fo: İçerik-width =" "fo: src =" 6in / files/ftp_upload/51534/51534fig1highres.jpg "src =" / files/ftp_upload/51534/51534fig1.jpg "/> Şekil 1. Bıldırcın-Duck Chimeric Sistemi. Oluşturmak için (A) ve Quail (B) ördek kafatası boyutu ve şekli önemli ölçüde farklılıklar gösterebilir ve bu şekilde, en iyisi (Tokia et al. 56 değiştirilerek) kraniofasiyal gelişimini incelemek için bir kimerik sistemi kullanmak için uygundur. (C) Deney tasarımı evre-uyumlu HH9.5 bıldırcın ve ördek embriyolar tek taraflı kimerik quck embriyolar. Nöral kat bıldırcın embriyo bir taraftan uzaklaştırılır ve ördek embriyolara nakledilen sinir kıvrımın eşdeğer bir parça sonra kaldırıldı. (D) Quail verici hücreler (yeşil), bir anti-bıldırcın antikoru (Q kimeralar ile takip edilebilir HH12 kimerik embriyo ventral görünümünde gösterildiği gibi) PN ¢. (F) HH38 de quck çeneleriyle olarak, bıldırcın Meckel verici türetilmiş7, s kıkırdak daha büyük ve eğri olan karşı taraftaki ördek ev sahibi türevli Meckel kıkırdak için gözlenenden daha kısa ve daha düz olduğunu. Yayımlanmaktadır Tokita et al., Dev. Bio. 306, 377 (2007) Elsevier izni ile.

Discussion

Nöral krest embriyo boyunca yoğun göç ve kraniofasiyal iskeletine katkıda kondrosit ve osteoblast dahil olmak üzere çeşitli hücre tipleri, içine ayırır geçici embriyonik hücre popülasyonu. Bıldırcın-ördek kimerik sisteminde nöral kret nakli kraniofasiyal iskelet gelişimini düzenleyen doku etkileşimleri ve sinyal yollarının anlayışımıza büyük katkıda bulunmuştur. Ancak, düz kas hücreleri, adipositleri, melanosit, Schwann hücreleri ve nöronlar oluşturmak için nöral büyük potansiyeli göz önüne alındığında, bıldırcın-ördek kimera sistem özellikle kök hücre biyolojisi hızlı ilerlemesi ile birlikte gelecek uygulamaları için muazzam bir potansiyele sahiptir ve rejeneratif tıp. Bıldırcın ve ördek hem ticari yetiştirilen türler olduğu için, nispeten ucuz döllenmiş yumurta hazır bir tedarik Çiftliklerin çeşitli edinilebilir. Böylece, bu teknik araştır erişilebilir olmalıdıronun bütçeleri ve tesis alanı geniş bir aralıkta faaliyet göstermektedir.

Bu teknik çok güçlü olmasına rağmen, bazı sınırlamalar da kalır. Diğer cerrahi teknikleri gibi, bıldırcın-ördek kimeralarının kalitesi ve canlılığı araştırmacı cerrahi beceri güveniyor, ve bu nedenle, bu tür olanlar kullanan fare gibi diğer modellere kıyasla gibi deneyler arasında daha arası ve içi bireysel farklılıklar olacaktır genetik. Ayrıca, yeniden üretilebilirlik ve her nakli başarısına katkıda gelişimi ve bireysel embriyolar aşamalarının oranlarında varyasyon da vardır. Avian embriyoları, aynı zamanda su kaybı çok duyarlıdır ve ameliyat sırasında bu nedenle önemli bir adım minimuma mikroskop altında, düşük zaman ışık seviyelerini tutmak arasında, mümkün olduğu kadar çok yumurta bantla kapatılır, ve ameliyat sonrası inkübatör içinde yüksek nem kurumayı önlemek.

Kimeralar canlılığı, u açısındanbu oranlar eski toplama aşamasını azaltabilirsiniz rağmen sually arasında% 50-75, hayatta. Cerrahi tipik 4-6 saat oturumda, deneyimli bir cerrah 10-15 kuruntulardan üretebilir. Nakli başarısı da araçların kalitesine büyük ölçüde bağlıdır. İyi araçları daha tutarlı, tekrarlanabilir sonuçlara yol. Tungsten iğne yapmak için bir propan meşale kullanarak son derece keskin iğneler yapılmasını sağlar. Bu alevin boyutunu denetler, çünkü kullanılan meşale türü büyük bir fark yaratıyor. Elektrolitik bileme da kullanılabilir, ancak bu yaklaşım bile keskin iğneler üreten yakın gelmiyor. Iğneler düz yapılabilir böylece yerine biriktirilen tel tungsten çubuklar kullanın.

Spemann mikropipet, zaman alıcı ve yapmak zor, doku transferi için ideal bir araç iken. Pipet, farklı büyüklükte açıklıkları ile özelleştirilebilir, ve tekrar tekrar kullanılabilir. Istimal için kritik bir faktörga Spemann mikropipet embriyo yüzeyine ucu dokunmadan önce pipet bazı sıvı sahip olmaktır. Iletişim embriyo üzerinde menisküs ile yapıldığında sıvı bir kısmı her zaman dışarı akar. Biraz diyafram kadar izin yavaşça pipet içine donör greft dokusu berbat ise diyafram basılması, sıvı ve greft dokusu çok hassas dışarı sağlar. Diyafram pozitif basınç biraz bakımı aktarımı sırasında pipet ucu da verici aşı doku tutar ve diyafram küçük bir ek basınç verici doku grefti kasıtlı olarak konakta yerleştirilmesini sağlar.

Depolama ve sterilizasyon sırasında Spemann pipet korunması için, geniş ucundan ampulü çıkarın ve dikkatli ampul içine konik ucu takın. Alüminyum folyo ile üst kapak ve ameliyat öncesi, otoklav, bir cam test tüpünde Spemann pipet yerleştirin. Birden pipetler yeniden olduktan sonraAmeliyat için yeniden sterilize edilecek Ady, pipetler ters damıtılmış su ve cam deterjan aynı çözelti içinde kaynamaya yaklaşık onları ısı ve daha sonra damıtılmış su ile tekrar tekrar yıkanır. Bireysel tüplerin Otoklav pipetler. Bunlar karanlık ve sert olunca diyafram ve kauçuk ampulü oluşturan kauçuk boru birkaç sterilizasyonlarda sonra değiştirilmesi veya gerekir.

Bu protokolün bileşenleri çok tehlikeli ekipmanları içerir. Örneğin, Spemann Mikropipet yapmak için Prosedür üç alev tipleri hem de ısıtma, üfleme çekme, bükme, kesme, parlatma ve cam içerir. Bu nedenle, uygun kişisel koruyucu ekipman (KKE) giyen gözlük gibi güvenliği artırır ve bir laboratuvar önlüğü kritik olduğunu. Ayrıca, birçok kişi muzdarip, ya, yumurta alerji gelişebilir yumurta tutarken her zaman eldiven kullanmak için potansiyel var çünkü. Akılda bu önlemler, bıldırcın-ördek kimerik sistemi ile iBirçok gelecek uygulamalar vardır sa, güvenli, verimli, ve nispeten ulaşılabilir bir yöntemdir.

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Bu çalışma Diş Ulusal Enstitüsü ve Kranyofasyal Research (NIDCR) F32 hibe (DE021929) JLF ve RAS bir NIDCR R01 hibe DE016402 tarafından finanse edildi

Materials

1x PBS TEK TEKZR114
Hank’s BSS w/o Phenol Red Invitrogen 14025-092
Neutral Red Sigma Aldrich N4638-5G .22µm filter-sterilized
18G Needles BD 305195
5 ml syringe BD 309646
No. 5 Dumont forceps Fine Science Tools 11252-20
Straight Scissors Fine Science Tools 14028-10
Curved Scissors Fine Science Tools 14029-10
Spemann Pipet Hand-made in lab
Egg holder Glass ashtray and modeling clay
Alcohol burner Fisher 04-245-1
Transparent tape 3M Scotch 600
Glass Stirring Rod Fisher 11-380C Tip is narrowed and rounded using a flame
Tungston wire (.004 x 3 inches) A-M Systems 7190 Tip is flame-sharpened in a propane torch
Bunsun burner Fisher Scientific  S49117
Pasteur pipette Fisherbrand  22-183-632 9-inch (229 mm) 
rubber tubing Fisher Scientific  14-178C amber, thin wall natural rubber; wall thickness: 0.0625 inches/1.6 mm; O.D.: 0.375 inches/9.5 mm; I.D.: 0.25 inches/6.4mm
 Propane fuel cylinder BernzOmatic UL2317  TX-9 with torch style "A" with a screw-on brass "pencil flame" torch  
Diamond point pencil Fisher Scientific  22-268912
Rubber bulbs Fisherbrand S32325
DOWNLOAD MATERIALS LIST

Referências

  1. Le Lièvre, C. S., Le Douarin, N. M. Mesenchymal derivatives of the neural crest: analysis of chimaeric quail and chick embryos. J Embryol Exp Morphol. 34, 125-154 (1975).
  2. Le Lièvre, C. S. Participation of neural crest-derived cells in the genesis of the skull in birds. J Embryol Exp Morphol. 47, 17-37 (1978).
  3. Noden, D. M. An analysis of the migratory behavior of avian cephalic neural crest cells. Dev Biol. 42, 106-130 (1975).
  4. Noden, D. M. The control of avian cephalic neural crest cytodifferentiation. I. Skeletal and connective tissues. Dev Biol. 67, 296-312 (1978).
  5. Couly, G. F., Coltey, P. M., Le Douarin, N. M. The triple origin of skull in higher vertebrates: a study in quail-chick chimeras. Development. 117, 409-429 (1993).
  6. Noden, D. M., Schneider, R. A. Neural crest cells and the community of plan for craniofacial development: historical debates and current perspectives. Adv Exp Med Biol. 589, 1-23 (2006).
  7. Schneider, R. A. Developmental mechanisms facilitating the evolution of bills and quills. J Anat. 207, 563-573 (2005).
  8. Sperber, G. H. . Craniofacial embryology. , (1989).
  9. Chai, Y., Maxson, R. E. Recent advances in craniofacial morphogenesis. Dev Dyn. 235, 2353-2375 (2006).
  10. Gitton, Y., et al. Evolving maps in craniofacial development. Semin Cell Dev Biol. 21, 301-308 (2010).
  11. Szabo-Rogers, H. L., Smithers, L. E., Yakob, W., Liu, K. J. New directions in craniofacial morphogenesis. Dev Biol. 341, 84-94 (2010).
  12. Francis-West, P. H., Tatla, T., Brickell, P. M. Expression patterns of the bone morphogenetic protein genes Bmp-4 and Bmp-2 in the developing chick face suggest a role in outgrowth of the primordia. Dev Dyn. 201, 168-178 (1994).
  13. Schneider, R. A. How to tweak a beak: molecular techniques for studying the evolution of size and shape in Darwin’s finches and other birds. Bioessays. 29, 1-6 (2007).
  14. Richman, J. M., Lee, S. H. About face: signals and genes controlling jaw patterning and identity in vertebrates. Bioessays. 25, 554-568 (2003).
  15. Graham, A., Okabe, M., Quinlan, R. The role of the endoderm in the development and evolution of the pharyngeal arches. J Anat. 207, 479-487 (2005).
  16. Neubüser, A., Peters, H., Balling, R., Martin, G. R. Antagonistic interactions between FGF and BMP signaling pathways: a mechanism for positioning the sites of tooth formation. Cell. 90, 247-255 (1997).
  17. Wilkie, A. O., Morriss-Kay, G. M. Genetics of craniofacial development and malformation. Nature reviews. Genetics. 2, 458-468 (2001).
  18. Fish, J. L., et al. modularity, and the evolvability of the vertebrate jaw. Evol Dev. 13, 549-564 (2011).
  19. Hamburger, V. . A Manual of Experimental Embryology. , (1942).
  20. Le Douarin, N. M., Creuzet, S., Couly, G., Dupin, E. Neural crest cell plasticity and its limits. Development. 131, 4637-4650 (2004).
  21. Baker, C. V., Bronner-Fraser, M., Le Douarin, N. M., Teillet, M. A. Early- and late-migrating cranial neural crest cell populations have equivalent developmental potential in vivo. Development. 124, 3077-3087 (1997).
  22. Baker, C. V., Stark, M. R., Marcelle, C., Bronner-Fraser, M. Competence, specification and induction of Pax-3 in the trigeminal placode. Development. 126, 147-156 (1999).
  23. Borue, X., Noden, D. M. Normal and aberrant craniofacial myogenesis by grafted trunk somitic and segmental plate mesoderm. Development. 131, 3967-3980 (2004).
  24. Cobos, I., Shimamura, K., Rubenstein, J. L., Martinez, S., Puelles, L. Fate map of the avian anterior forebrain at the four-somite stage, based on the analysis of quail-chick chimeras. Dev Biol. 239, 46-67 (2001).
  25. Couly, G., Le Douarin, N. M. Head morphogenesis in embryonic avian chimeras: evidence for a segmental pattern in the ectoderm corresponding to the neuromeres. Development. 108, 543-558 (1990).
  26. Couly, G. F., Coltey, P. M., Le Douarin, N. M. The developmental fate of the cephalic mesoderm in quail-chick chimeras. Development. 114, 1-15 (1992).
  27. Köntges, G., Lumsden, A. Rhombencephalic neural crest segmentation is preserved throughout craniofacial ontogeny. Development. 122, 3229-3242 (1996).
  28. Noden, D. M., Francis-West, P. The differentiation and morphogenesis of craniofacial muscles. Dev Dyn. 235, 1194-1218 (2006).
  29. Le Douarin, N. M. A biological cell labelling technique and its use in experimental embryology. Dev Biol. 30, 217-222 (1973).
  30. Lwigale, P. Y. Embryonic origin of avian corneal sensory nerves. Dev Biol. 239, 323-337 (2001).
  31. Marcucio, R. S., Cordero, D. R., Hu, D., Helms, J. A. Molecular interactions coordinating the development of the forebrain and face. , (2005).
  32. Noden, D. M. The Role of the Neural Crest in Patterning of Avian Cranial Skeletal, Connective, and Muscle Tissues. Dev Biol. 96, 144-165 (1983).
  33. Noden, D. M. Patterning of Avian Craniofacial Muscles. Dev Biol. 116, 347-356 (1986).
  34. Olivera-Martinez, I., Coltey, M., Dhouailly, D., Pourquie, O. Mediolateral somitic origin of ribs and dermis determined by quail-chick chimeras. Development. 127, 4611-4617 (2000).
  35. Schienda, J., et al. Somitic origin of limb muscle satellite and side population cells. Proc Natl Acad Sci U S A. 103, 945-950 (2006).
  36. Schneider, R. A. Neural crest can form cartilages normally derived from mesoderm during development of the avian head skeleton. Dev Biol. 208, 441-455 (1999).
  37. Schneider, R. A., Hu, D., Rubenstein, J. L., Maden, M., Helms, J. A. Local retinoid signaling coordinates forebrain and facial morphogenesis by maintaining FGF8 and SHH. Development. 128, 2755-2767 (2001).
  38. Selleck, M. A. J., Bronner-Fraser, M. Origins of the avian neural crest: The role of neural plate-epidermal interactions. Development. 121, 525-538 (1995).
  39. Waddington, C. H. Developmental mechanics of chick and duck embryos. Nature. 125, 924-925 (1930).
  40. Waddington, C. H. Experiments on the Development of Chick and Duck Embryos, Cultivated in vitro. Philosophical transactions of the Royal Society of London. 221, 179-230 (1932).
  41. Hampe, A. Role of mesoderm and ectoderm of leg bud in exchanges between duck and chicken. C R Hebd Seances Acad Sci. 244, 3179-3181 (1957).
  42. Zwilling, E. Interaction between ectoderm and mesoderm in duck-chicken limb bud chimaeras. J Exp Zool. 142, 521-532 (1959).
  43. Pautou, M. P. Determining role of the mesoderm in the specific differentiation of the leg in birds. Arch Anat Microsc Morphol Exp. 57, 311-328 (1968).
  44. Sohal, G. S., et al. Development of the trochlear nucleus in quail and comparative study of the trochlear nucleus, nerve, and innervation of the superior oblique muscle in quail, chick, and duck. Journal of Comparative Neurology. 239, 227-236 (1985).
  45. Sohal, G. S. Effects of reciprocal forebrain transplantation on motility and hatching in chick and duck embryos. Brain Res. 113, 35-43 (1976).
  46. Sohal, G. S., et al. Synapse formation on quail trochlear neurons transplanted in duck embryos before naturally occurring motor neuron death. International Journal of Developmental Neuroscience. 8, 9-16 (1990).
  47. Yamashita, T., Sohal, G. S. Development of smooth and skeletal muscle cells in the iris of the domestic duck, chick and quail. Cell and Tissue Research. 244, 121-131 (1986).
  48. Yamashita, T., Sohal, G. S. Embryonic origin of skeletal muscle cells in the iris of the duck and quail. Cell and Tissue Research. 249, 31-37 (1987).
  49. Dhouailly, D. Analysis of the factors in the specific differenciation of the neoptile feathers in the duck and chicken. J Embryol Exp Morphol. 18, 389-400 (1967).
  50. Dhouailly, D. The determination of specific differentiation of neoptile and teleoptile feathers in the chick and the duck. J Embryol Exp Morphol. 24, 73-94 (1970).
  51. Schneider, R. A., Helms, J. A. The cellular and molecular origins of beak morphology. Science. 299, 565-568 (2003).
  52. Eames, B. F., Schneider, R. A. Quail-duck chimeras reveal spatiotemporal plasticity in molecular and histogenic programs of cranial feather development. Development. 132, 1499-1509 (2005).
  53. Eames, B. F., Schneider, R. A. The genesis of cartilage size and shape during development and evolution. Development. 135, 3947-3958 (2008).
  54. Lwigale, P. Y., Schneider, R. A. Other chimeras: quail-duck and mouse-chick. Methods Cell Biol. 87, 59-74 (2008).
  55. Merrill, A. E., Eames, B. F., Weston, S. J., Heath, T., Schneider, R. A. Mesenchyme-dependent BMP signaling directs the timing of mandibular osteogenesis. Development. 135, 1223-1234 (2008).
  56. Tokita, M., Schneider, R. A. Developmental origins of species-specific muscle pattern. Dev Biol. 331, 311-325 (2009).
  57. Solem, R. C., Eames, B. F., Tokita, M., Schneider, R. A. Mesenchymal and mechanical mechanisms of secondary cartilage induction. Dev Biol. 356, 28-39 (2011).
  58. Ealba, E. L., Schneider, R. A. A simple PCR-based strategy for estimating species-specific contributions in chimeras and xenografts. Development. 140, 3062-3068 (2013).
  59. Jheon, A. H., Schneider, R. A. The cells that fill the bill: neural crest and the evolution of craniofacial development. J Dent Res. 88, 12-21 (2009).

Tags

Chimeric EmbryosCell FateSpecies-specific ContributionCraniofacial DevelopmentNeural CrestQuailDuckCraniofacial MorphologyMolecular RegulationCellular RegulationSpecies-specific PatternCraniofacial SkeletonCraniofacial MusculatureCraniofacial IntegumentVertebrate DevelopmentDiseaseEvolution

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Citar este artigo
Fish, J. L., Schneider, R. A. Assessing Species-specific Contributions To Craniofacial Development Using Quail-duck Chimeras. J. Vis. Exp. (87), e51534, doi:10.3791/51534 (2014).
Baixar citação
Reimpressões e Permissões

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image