Summary

Spesifikasjonen av Telencephalic glutamatergic Neurons fra menneskelige pluripotente stamceller

Published: April 14, 2013
doi:

Summary

Denne prosedyren gir telencephalic nevroner ved å gå gjennom sjekkpunkter som er lik de som ble observert i løpet av menneskelig utvikling. Cellene tillates å spontant skille, er utsatt for forhold som presse dem mot den nevrale avstamning, er isolert, og er belagt på dekkglass for å tillate terminal differensiering og modning.

Abstract

Her har en trinnvis prosedyre for effektivt å generere telencephalic glutamatergic nevroner fra menneskelige pluripotente stamceller (PSCs) blitt beskrevet. Differensieringen prosessen initiert ved å bryte menneskelige PSCs inn klumper som runder opp til å danne aggregater når cellene er plassert i en suspensjon kultur. Aggregatene dyrkes så i hESC medium fra dag 1-4 for å tillate spontan differensiering. I løpet av denne tid, vil cellene har evne til å bli en av de tre bakterie lag. Fra dager 5-8, blir cellene plassert i et nevralt induksjon middels å presse dem inn i den nevrale avstamning. Rundt dag 8, blir cellene tillatt å feste på 6 brønners plater og skille hvorav tid neuroepithelial celler form. Disse neuroepithelial celler kan isoleres ved dag 17. Cellene kan deretter holdes så neurospheres før de er klare til å bli belagt på dekkglass. Ved hjelp av en enkel medium uten caudalizing faktorer, neuroepithelial celler er specified til telencephalic forløpere, som deretter kan ytterligere differensiert i dorsal telencephalic forfedre og glutamatergic nevroner effektivt. Samlet gir systemet vårt et verktøy for å generere menneskelige glutamatergic nevroner for forskere å studere utviklingen av disse nevronene og sykdommer som påvirker dem.

Introduction

Menneskelige pluripotente stamceller (PSCs), inkludert både menneskelige embryonale stamceller (hESCs) og indusert pluripotent stamceller (iPSCs), har kapasitet til å generere hver celletype i kroppen, inkludert nerveceller 1-3. Rettet differensiering av ulike nevrale subtyper fra menneskelige PSCs har nøkkelen for anvendelse av disse cellene i regenerativ medisin. Den generasjonen av funksjonelle nevrale subtyper under utvikling er en kompleks prosess som involverer induksjon av nevrale avstamning, spesifikasjonen av regionale stamfedre langs Rostro-caudal aksen, og differensiering av post-mitotiske Nevron typer fra de regionale forfedre 4,5. Starten i 2001, har flere systemer er etablert for å generere nevrale avstamning fra hESCs, som har gitt en plattform for den påfølgende generasjonen av nevrale subtyper 6,7. Basert på utviklingsmessige prinsipper, flere neuron som for eksempel spinal motor 8-12 nevroner, midbrain dopaminergic nevroner 13-15, og nevrale retinal celler 16,17 er effektivt spesifisert fra menneskelige PSCs. Dette ble gjort ved å bruke kritiske morphogens som er viktige for spesifisering av disse neuron typer under in vivo utvikling. Andre protokoller er også utviklet for å fremme differensieringen av hESCs i nevroner ved hjelp av enten ytterligere faktorer 18-20 for eksempel små molekyler, eller ved ko-dyrking med andre celletyper å bidra til å fremme differensiering 21.

Den menneskelige neocortex er høyt utviklet og inneholder mange celletyper, inkludert glutamatergic nevroner som spiller en viktig rolle i læring, hukommelse og kognitiv funksjon 22,23. Det første trinnet i å generere glutamatergic nevroner i kultur er å spesifisere telencephalic stamceller. Yoshiki Sasai gruppe først rapporterte rettet differensiering av telencephalic forløpere fra mus ESCs (mESCs) med en serum-free suspension kulturen i nærvær av NOK1 (som hemmer Wnt signalering) samt LeftyA (som hemmer nodal signalering) 24. Senere har flere grupper inkludert vår også rapportert spesifisering av telencephalic forløpere fra menneskelige PSCs i serum fritt medium 25-27. Generering av telencephalic forløpere fra menneskelige PSCs krever ikke bruk av eksogene morphogens og effektiviteten i å generere disse forløperne er mye høyere enn det fra mESCs 26,27. Her har et kjemisk definert system for neural induksjon som var godt etablert av Zhang gruppe 7 blitt beskrevet. Uten tilsetning av eksogene caudalizing faktorer, genererer denne protokollen effektivt telencephalic forløpere fra menneskelige PSCs 27. Disse stamfedre kan deretter differensiert i dorsal eller ventral stamfedre ved å regulere signalering av Wnt og sonic hedgehog (ssh). De dorsale stamfedre kan videre skille ut glutamatergic nevroner efficiently 27. I tillegg fungerer denne protokollen også godt for generering av glutamatergic nevroner fra menneske 28 iPSCs, som gjør det mulig for generering av pasient-spesifikke nevroner som kan benyttes til å utforske virkningsmekanismen så vel som potensielle terapi for et stort utvalg av sykdommer . Dessuten gir systemet vårt også en plattform for å utforske utvikling og spesifisering av ulike nevrale typer i telencephalon.

Protocol

1. Generasjon av Human pluripotent Stem Cell Aggregater (D1-D4) Humane pluripotent stamceller dyrkes i mus embryonale fibroblast (MEF) forer i nærvær av hESC medium supplert med grunnleggende fibroblast vekstfaktor (bFGF, 4 ng / ml). Etter 5-7 dager i kultur når koloniene er stor, men likevel udifferensiert, er de klare for neste trinn. Enzym-oppløsningen bør først forberedt. I en 50 ml rør, oppløse dispase (eller kollagenase) ved 1 mg / ml konsentrasjon i DMEM/F12 medium. Siden disse løsni…

Representative Results

Her, med en protokoll differensiere menneskelige PSCs inn telencephalic glutamatergic nevroner gjennom flere kritiske trinn: dannelsen av PSC tilslag, har induksjon av neuroepithelial celler, produksjon av telencephalic progenitorer og terminal differensiering av disse stamfedre inn telencephalic nevroner (figur 1) blitt beskrevet. Dette systemet er robust og effektivt i produksjon av telencephalic forfedre og glutamatergic nevroner. Som et eksempel (figur 2), uten tilsetning av caudali…

Discussion

Det er flere kritiske trinnene under nevrale differensiering prosessen. Det er viktig å sikre at de menneskelige PSCs er pluripotent fordi ellers cellene kan allerede være forutinntatt mot å bli en ikke-nevronale avstamning. Dette kan bekreftes ved farging menneskelige PSCs med antistoffer mot pluripotency markører som Oct4, Sox2, Nanog, og Tra-1-60 1-3. Hvis de menneskelige PSCs ikke feste veldig godt etter passaging dem, kan ROCK inhibitor (Y27632) legges til hjelp. For de som har vanskeligheter med å …

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Forfatterne ønsker å takke dr. Y. Sasai for sjenerøst gi FOXG1 antistoff. Dette arbeidet ble støttet av Connecticut stamcelleforskning Grants (08-SCB-UCHC- 022 og 11-SCB24) og spastisk paraplegi Foundation.

Materials

Reagent Supplier Catalog #
Dulbecco’s modified eagle medium with F12 nutrient mixture (DMEM/F12) Gibco 11330-032
Knockout Serum Replacer Gibco 10828-028
L-glutamine (200 mM) Gibco 25030
Non Essential Amino Acids Gibco 1140-050
2-Mercaptoethanol (14.3 M) Sigma M-7522
Neurobasal medium Gibco 21103-049
N2 Gibco 17502-048
B27 Gibco 12587-010
Heparin Sigma H3149
Poly-L-ornithine hydrobromide (polyornithine) Sigma 116K5103
Laminin (human) Sigma L-6274
Laminin (mouse) Invitrogen 23017-015
FBS Gemini 100-106
Bovine serum albumin (BSA) Sigma A-7906
Dispase Gibco 17105-041
Collagenase Invitrogen 17104-019
Accutase Innovative Cell Technologies AT104
ROCK Inhibitor Stemgent 04-0012
SB431542 Stemgent 04-0010
Dorsomorphin Stemgent 04-0024
Fibroblast growth factor 2 (FGF2, bFGF) Invitrogen 13256-029
Trypsin inhibitor Gibco 17075
0.1% gelatin Millipore ES-006-B
Foxg1 antibody Dr. Y. Sasai  
Hoxb4 antibody (1:50) Developmental Studies Hybridoma Bank I12
Pax6 antibody (1:5000) Developmental Studies Hybridoma Bank PAX6
Nkx2.1 antibody (1:200) Chemicon MAB5460
Tbr1 antibody (1:2000) Chemicon AB9616
vGLUT1 antibody (1:100) Synaptic Systems 135302
Brain derived neurotrophic factor (BDNF) PrepoTech Inc. 450-02
Glial derived neurotrophic factor (GDNF) PrepoTech Inc. 450-10
Insulin growth factor 1 (IGF1) PrepoTech Inc. 100-11
Cyclic AMP (cAMP) Sigma D-0260
Sonic hedgehog (SHH) R&D 1845-SH
50 ml tubes Becton Dickinson (BD) 352098
15 ml tubes BD 352097
6 well plates BD 353046
24 well plates BD 353047
T25 flasks (untreated) BD 353009
T75 flasks (untreated) BD 353133
Coverslips Chemiglass Life Sciences 1760-012
6 cm Petri dishes BD 353004
9” glass pipetes Fisher 13-678-20D
Steriflip filters (0.22 μM) Millipore SCGP00525
Stericup filters 1,000 ml (0.22 μM) Millipore SCGPU10RE
Phase contrast microscope (Observer A1) Zeiss R2625
Carbon dioxide incubator (Hera Cell 150) Thermo Electron Corporation  
Biosafety hood (Sterilgard III Advance) The Baker Company  
Centrifuge (5702 R) Eppendorf  

Referências

  1. Takahashi, K., Tanabe, K., et al. Induction of pluripotent stem cells from adult human fibroblasts by defined factors. Cell. 131, 861-872 (2007).
  2. Thomson, J. A., Itskovitz-Eldor, J., et al. Embryonic stem cell lines derived from human blastocysts. Science. 282, 1145-1147 (1998).
  3. Yu, J., Vodyanik, M. A., et al. Induced pluripotent stem cell lines derived from human somatic cells. Science. 318, 1917-1920 (2007).
  4. Jessell, T. M. Neuronal specification in the spinal cord: inductive signals and transcriptional codes. Nat. Rev. Genet. 1, 20-29 (1038).
  5. Wilson, S. I., Edlund, T. Neural induction: toward a unifying mechanism. Nat. Neurosci. 4, 1161-1168 (2001).
  6. Reubinoff, B. E., Itsykson, P., et al. Neural progenitors from human embryonic stem cells. Nat. Biotechnol. 19, 1134-1140 (2001).
  7. Zhang, S. C., Wernig, M., Duncan, I. D., Brustle, O., Thomson, J. A. In vitro differentiation of transplantable neural precursors from human embryonic stem cells. Nat. Biotechnol. 19, 1129-1133 (2001).
  8. Hu, B. Y., Weick, J. P., et al. Neural differentiation of human induced pluripotent stem cells follows developmental principles but with variable potency. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 107, 4335-4340 (2010).
  9. Singh Roy, N., Nakano, T., et al. Enhancer-specified GFP-based FACS purification of human spinal motor neurons from embryonic stem cells. Exp. Neurol. 196, 224-234 (2005).
  10. Lee, H., Shamy, G. A., et al. Directed differentiation and transplantation of human embryonic stem cell-derived motoneurons. Stem Cells. 25, 1931-1939 (2007).
  11. Boulting, G. L., Kiskinis, E., et al. A functionally characterized test set of human induced pluripotent stem cells. Nat. Biotechnol. 29, 279-286 (2011).
  12. Li, X. J., Du, Z. W., et al. Specification of motoneurons from human embryonic stem cells. Nat. Biotechnol. 23, 215-221 (2005).
  13. Perrier, A. L., Tabar, V., et al. Derivation of midbrain dopamine neurons from human embryonic stem cells. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 101, 12543-12548 (2004).
  14. Roy, N. S., Cleren, C., et al. Functional engraftment of human ES cell-derived dopaminergic neurons enriched by coculture with telomerase-immortalized midbrain astrocytes. Nat Med. 12, 1259-1268 (2006).
  15. Yan, Y., Yang, D., et al. Directed differentiation of dopaminergic neuronal subtypes from human embryonic stem cells. Stem Cells. 23, 781-790 (2005).
  16. Meyer, J. S., Shearer, R. L., et al. Modeling early retinal development with human embryonic and induced pluripotent stem cells. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 106, 16698-16703 (2009).
  17. Osakada, F., Ikeda, H., et al. Toward the generation of rod and cone photoreceptors from mouse, monkey and human embryonic stem cells. Nat Biotechnol. 26, 215-224 (2008).
  18. Carpenter, M. K., Inokuma, M. S., et al. Enrichment of neurons and neural precursors from human embryonic stem cells. Exp. Neurol. 172, 383-397 (2001).
  19. Chambers, S. M., Fasano, C. A., et al. Highly efficient neural conversion of human ES and iPS cells by dual inhibition of SMAD signaling. Nat. Biotechnol. 27, 275-280 (2009).
  20. Chambers, S. M., Qi, Y., et al. Combined small-molecule inhibition accelerates developmental timing and converts human pluripotent stem cells into nociceptors. Nat. Biotechnol. 30, 715-720 (2012).
  21. Kawasaki, H., Mizuseki, K., et al. Induction of midbrain dopaminergic neurons from ES cells by stromal cell-derived inducing activity. Neuron. 28, 31-40 (2000).
  22. Rubenstein, J. L., Beachy, P. A. Patterning of the embryonic forebrain. Curr. Opin. Neurobiol. 8, 18-26 (1998).
  23. Hevner, R. F., Hodge, R. D., Daza, R. A., Englund, C. Transcription factors in glutamatergic neurogenesis: conserved programs in neocortex, cerebellum, and adult hippocampus. Neurosci. Res. 55, 223-233 (2006).
  24. Watanabe, K., Kamiya, D., et al. Directed differentiation of telencephalic precursors from embryonic stem cells. Nat. Neurosci. 8, 288-296 (2005).
  25. Watanabe, K., Ueno, M., et al. A ROCK inhibitor permits survival of dissociated human embryonic stem cells. Nat. Biotechnol. 25, 681-686 (2007).
  26. Pankratz, M. T., Li, X. J., et al. Directed neural differentiation of human embryonic stem cells via an obligated primitive anterior stage. Stem Cells. 25, 1511-1520 (2007).
  27. Li, X. J., Zhang, X., et al. Coordination of sonic hedgehog and Wnt signaling determines ventral and dorsal telencephalic neuron types from human embryonic stem cells. Development. 136, 4055-4063 (2009).
  28. Zeng, H., Guo, M., et al. Specification of region-specific neurons including forebrain glutamatergic neurons from human induced pluripotent stem cells. PLoS One. 5, e11853 (2010).
  29. Kim, D. S., Lee, J. S., et al. Robust enhancement of neural differentiation from human ES and iPS cells regardless of their innate difference in differentiation propensity. Stem Cell Rev. 6, 270-281 (2010).
  30. Zhang, X., Huang, C. T., et al. Pax6 is a human neuroectoderm cell fate determinant. Cell Stem Cell. 7, 90-100 (2010).
  31. Stern, C. D. Initial patterning of the central nervous system: how many organizers. Nat. Rev. Neurosci. 2, 92-98 (2001).
  32. Ma, L., Hu, B., et al. Human embryonic stem cell-derived GABA neurons correct locomotion deficits in quinolinic acid-lesioned mice. Cell Stem Cell. 10, 455-464 (2012).
  33. Li, W., Wei, W., et al. Generation of rat and human induced pluripotent stem cells by combining genetic reprogramming and chemical inhibitors. Cell Stem Cell. 4, 16-19 (2009).
  34. Lowry, W. E., Richter, L., et al. Generation of human induced pluripotent stem cells from dermal fibroblasts. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 105, 2883-2888 (2008).
  35. Dimos, J. T., Rodolfa, K. T., et al. Induced pluripotent stem cells generated from patients with ALS can be differentiated into motor neurons. Science. 321, 1218-1221 (2008).
  36. Ebert, A. D., Yu, J., et al. Induced pluripotent stem cells from a spinal muscular atrophy patient. Nature. 457, 277-280 (2009).
  37. Lee, G., Papapetrou, E. P., et al. Modelling pathogenesis and treatment of familial dysautonomia using patient-specific iPSCs. Nature. 461, 402-406 (2009).
  38. Park, I. H., Arora, N., et al. Disease-specific induced pluripotent stem cells. Cell. 134, 877-886 (2008).
  39. Chamberlain, S. J., Chen, P. F., et al. Induced pluripotent stem cell models of the genomic imprinting disorders Angelman and Prader-Willi syndromes. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 107, 17668-17673 (2010).
  40. Kiskinis, E., Eggan, K. Progress toward the clinical application of patient-specific pluripotent stem cells. J. Clin. Invest. 120, 51-59 (2010).
  41. Koch, P., Tamboli, I. Y., et al. Presenilin-1 L166P mutant human pluripotent stem cell-derived neurons exhibit partial loss of gamma-secretase activity in endogenous amyloid-beta generation. Am. J. Pathol. 180, 2404-2416 (2012).
  42. Walsh, R. M., Hochedlinger, K. Modeling Rett syndrome with stem cells. Cell. 143, 499-500 (2010).
  43. Egawa, N., Kitaoka, S., et al. Drug Screening for ALS Using Patient-Specific Induced Pluripotent Stem Cells. Sci. Transl. Med. 4, (2012).
  44. Kola, I., Landis, J. Can the pharmaceutical industry reduce attrition rates. Nature Reviews Drug Discovery. 3, 711-716 (2004).
check_url/pt/50321?article_type=t

Play Video

Citar este artigo
Boisvert, E. M., Denton, K., Lei, L., Li, X. The Specification of Telencephalic Glutamatergic Neurons from Human Pluripotent Stem Cells. J. Vis. Exp. (74), e50321, doi:10.3791/50321 (2013).

View Video