Trasplante ortotópico de hígado en ratas es un modelo experimental indispensable para la investigación biomédica. A continuación les presentamos nuestros procedimientos quirúrgicos de trasplante ortotópico de hígado de rata con la reconstrucción arterial hepática mediante un injerto parcial del 50%.
Trasplante hepático ortotópico (THO) en ratas utilizando un injerto total o parcial es un modelo indispensable para la investigación experimental del trasplante, tales como los estudios sobre la preservación del injerto y la isquemia-reperfusión 1,2 lesiones, reacciones inmunológicas 3,4, 5,6 hemodinámica y pequeños para su tamaño síndrome de 7. La OLT rata es uno de los modelos animales más difíciles de la cirugía experimental y requiere conocimientos avanzados de microcirugía que toman mucho tiempo para aprender. Por consiguiente, el uso de este modelo ha sido limitada. Puesto que la fiabilidad y reproducibilidad de los resultados son componentes clave de los experimentos en los que tales modelos animales se utilizan complejos, es esencial para los cirujanos que están involucrados en OLT rata para ser entrenado en procedimientos bien estandarizados y sofisticado para este modelo.
Si bien las técnicas y modificaciones de OLT en ratas se han reportado 8 desde el primer modelo estaba describiendoed por Lee et al. 9 en 1973, la eliminación de la reconstrucción arterial hepática 10 y la introducción de la técnica de anastomosis del manguito por Kamada et al. 11 fueron un gran avance en este modelo, ya que simplifica los procedimientos de reconstrucción a un gran grado . En el modelo por Kamada et al., El rearterialization hepática también fue eliminado. Dado que las ratas podían sobrevivir sin el flujo arterial hepática después del trasplante hepático, hubo una controversia considerable sobre el valor de arterialización hepática. Sin embargo, la superioridad fisiológica del modelo arterializada se ha reconocido cada vez más, especialmente en términos de preservar el sistema de conductos biliares 8,12 y la integridad hígado 8,13,14.
En este artículo, presentamos los detalles del procedimiento quirúrgico para un modelo de rata de la OLT con la reconstrucción arterial hepática utilizando un injerto parcial del 50% después de la resección del hígado ex vivoción. Los procedimientos de reconstrucción para cada recipiente y el conducto biliar se llevan a cabo mediante los siguientes métodos: una sutura de polipropileno 7-0 continuo para la supra-y la vena cava infradiafragmática; una técnica de manguito de la vena portal, y una técnica de stent para la arteria hepática y el conducto biliar.
El primer modelo de rata OLT fue informado por Lee et al. En 1973 9, en el que todos los buques, incluidos la arteria hepática se reconstruyeron mediante un método de cosido a mano y la derivación portosistémica extracorpórea se utiliza. Este modelo era técnicamente complicado y difícil de realizar. El siguiente modelo fue uno sin reconstrucción arterial hepática y la derivación extracorpórea, desarrollado por los mismos autores 10 en 1975. Posteriormente, en 1979, Kamada et al. Introdujo la técnica de anastomosis manguito para el modelo sin rearterialization hepática 11. Con estas modificaciones, OLT en ratas se ha simplificado con un tiempo de anhepática acortado en las operaciones de receptores y ha sido ampliamente utilizado como un modelo experimental aceptada.
Sin embargo, ha habido una considerable controversia desde entonces sobre el significado de arterialización hepático en rata OLT 8 porque la arterialización era una tarea exigente, pero did no afecta a la supervivencia después del trasplante. Numerosos estudios sobre la arterialización hepática utilizando diversas técnicas de reconstrucción se han reportado 8, tal como un segmento de la aorta-a-aorta anastomosis 3,9,17, una técnica de anastomosis manguito 18,19,20, una técnica telescópica 5, una técnica de stent 13, 16, y una técnica de anastomosis manguito 12,21-23. Si bien la técnica para OLT rata no es todavía hoy estandarizado, el modelo arterializada ha sido cada vez más favorecida en cuanto a su superioridad fisiológica 8,12,13,14. Entre las técnicas antes mencionadas, una técnica de stent que era simple y rápido para realizar fue reportado por Lehmann et al. 16 en 2005. El estudio mostró resultados excelentes: no se observó incidencia de oclusión en la arteria hepática reconstruida a 8 h, 24 h, y 6 meses después de la reperfusión. Hemos adoptado esta técnica para arterialización hepática.
Nos PERFORma cosido a mano anastomosis para la reconstrucción de la SHVC y IHVC. Este método proporciona el sitio de la anastomosis con una condición fisiológica óptima, lo que conduce a la reducción en la incidencia de trombosis 8, y es la mejor simulación de la microcirugía y la formación para los cirujanos. Además, la anastomosis puede ser posible incluso con muñones vasculares bajo. Con respecto a la anastomosis de IHVC, este método no requiere un IHVC largo en el lado del injerto en comparación con la técnica de anastomosis del manguito. Por lo tanto, cuando la vena renal de donante es disecado para hacer el injerto a largo IHVC, este método es aplicable a trasplante de un injerto pequeño que necesita una IHVC largo, tal como un injerto 30% que consiste de lóbulos derecho lateral y caudado con un intrahepática corto la vena cava sin SHVC 2.
En cuanto a las técnicas de resección hepática en ratas, hasta la fecha, varios métodos han sido reportados, las dos técnicas principales son la técnica de ligadura en masa clásicay la técnica de recipiente orientado 24. Llevamos a cabo la técnica de ligadura clásica para la resección hepática 50% 15, pero bajo un microscopio quirúrgico para realizar el procedimiento más fina, y para evitar daños a los lóbulos restantes y estructuras.
Se describen los resultados representativos de las ratas receptoras en nuestro modelo, las ratas sobrevivieron durante el período de observación de 7 días sin complicaciones aparentes. El modelo puede ser modificado para distintos fines de experimentación mediante la elección de las diferentes opciones, tales como el almacenamiento prolongado en frío, caliente isquemia prolongada que incluye la donación después de muerte cardiaca, y el uso de injertos de hígado o injertos más pequeños a partir de modelos experimentales de lesión hepática o enfermedades.
En nuestra experiencia, hay tres factores clave a través de los procedimientos que pueden afectar la supervivencia después del trasplante, el parámetro más fiable para los resultados de la OLT rata: la cantidad de pérdida de sangre, el tiempo de operación, eespecialmente de sujeción momento de la vena porta y IHVC, y la adecuación de la reconstrucción de cada buque, lo que podría dar lugar a estenosis, trombosis o hemorragia. En un período de entrenamiento de este modelo, la mayor parte de los fracasos probablemente podría estar relacionada con esos factores. En este artículo, vídeo, se presenta paso a paso las instrucciones para los procedimientos quirúrgicos para nuestro modelo de rata de la OLT parcial con reconstrucción arterial hepática. Mientras que un modelo de rata de la OLT es complicada y requiere habilidades avanzadas de microcirugía, este artículo ofrece un montón de información práctica, que debería servir como una buena guía para la formación y el aprendizaje de este modelo. El aprendizaje de este modelo eficiente es particularmente importante para acortar el periodo de aprendizaje, lo que reduce el número de animales y los costos necesarios para la práctica, y después reproducir resultados fiables en los experimentos. Esto está en consonancia con el concepto de las 3R (reemplazo, reducción y refinamiento) de los experimentos con animales, que fue postulada por Russell y Burch en1959 25.
The authors have nothing to disclose.
Los autores agradecen a Pascal Paschenda y Mareike Schulz por su asistencia técnica.
Name | Company | Catalogue number | Comments |
Surgical microscope | Leica | M651 | |
Light source | Schott | KL1500LCD | |
Cotton swabs | NOBA Verbandmittel | 974202 | |
Gauze swabs (5×5 cm) | Fuhrmann | 10002 | |
povidone-iodine solution | Mundipharma | 6108022.00.01 | |
Oil-based clay | Debika corporation | 090148 | |
TachoSil | Takeda Pharmaceuticals International GmbH | EU/1/04/277/001-004 | Applied to resected liver surface |
Scalpel blade No. 11 | Pfm medical | 200130011 | Preparation of cuff and stents |
14-gauge catheter | B. Braun | 4268210S | Cuff for PV |
18-gauge catheter | B. Braun | 4268130S | Perfusion via PV |
24-gauge catheter | B. Braun | 4269071S | Stent for BD and HA |
4-0 silk suture | Resorba | H3F | Liver resection |
6-0 silk suture | Resorba | H1F | |
7-0 Prolene (polypropylene) suture | Ethicon | 8701H | SHVC and IHVC |
4-0 Vicryl suture | Ethicon | V304H | Abdominal closure |
5-ml syringe | Terumo | SS+T05ES1 | Back pillow |
Heating pad | Thermo | 190 x 260 mm | |
Magnetic fixator retraction system | Fine Science Tools Inc. | 18200-01 18200-02 18200-03 18200-12 |
|
Cold water bath | Huber | 740.000X | Graft preservation |
Bipolar forceps | Söring | MBC-200 | |
Mosquito forceps | BONIMED | 451-476-03 | Two pairs used |
Adson micro forceps | Dimeda | 10.176.12 | |
Curved micro forceps | AESCULAP | FD281R | |
Straight micro forceps | Bonimed | 451-476-03 | |
Curved micro scissors | Medicon | 05.15.83 | |
Straight micro scissors | AESCULAP | FD12 | Fine incision |
Scissors | AESCULAP | BC211W | |
Micro needle holder | AESCULAP | FD241R | Reconstruction |
Mayor-Hegar Needle holder | Mizuho Ikakogyo | 06-798-00 | Abdominal closure |
DeBakey Bulldog clamp (straight) | ULRICH | CV3054 | |
DeBakey Bulldog clamp (curved) | CODMAN | 37-1062 | |
Satinsky clamp | Mizuhoika | 09-230-24 | |
Peripheral vascular clamp | Teleflex Medical | 353494 | Recipient SHVC |
Micro vessel clamp (disposable) | AROSurgical Instruments Corporation | TKM-1-60 g | PV, graft IHVC, and recipient HA |
Micro vessel clamp (metal) | Fine Science Tools Inc. | 18052-01 | Recipient IHVC |
Lactated Ringer solution | Fresenius Kabi | 6150917.00.00 | |
Normal saline solution | DeltaSelect | 1299.99.99 | |
HTK solution | Dr. Franz Köhler Chemie GmbH | 31268.00.00 | Preservation solution |
Heparin-Natrium | Ratiopharm | 5394.02.00 | 500 IU before graft perfusion |
8.4% sodium bicarbonate | Fresenius Kabi | 4399.97.99 | 0.5 ml after reperfusion |
5% Glucose solution | B. Braun | 6714567.06.00 | 1.0 ml after reperfusion |
Cefuroxim sodium | Fresenius Kabi | 38985.01.00 | Antibiotic, 16 mg/kg |
Buprenorphine | Essex Pharma | 997.00.00 | Painkiller, 0.1 mg/kg |
Intensive Care Unit Cage | Brinsea Products Ltd. | Vetario S10 | Postoperative care |