Summary

Labeling imuno dos microtúbulos no Dendrites neurônio sensorial, traquéias, e Músculos no Drosophila Wall Corpo Larva

Published: November 10, 2011
doi:

Summary

Para compreender como as formas de células complexas, como dendritos neuronais, são alcançados durante o desenvolvimento, é importante ser capaz de precisão organização de microtúbulos ensaio. Aqui nós descrevemos um método imuno etiquetagem robusta para analisar a organização dos microtúbulos dos dendritos arborização dendrítica neurônio sensorial, traquéia, músculos e outros<em> Drosophila</em> Larva tecidos parede do corpo.

Abstract

Para entender como as diferenças de formas complexas de células são alcançados, é importante seguir precisamente organização de microtúbulos. A Drosophila parede do corpo larval contém vários tipos de células que são modelos para o estudo celular e morfogênese do tecido. Por exemplo traquéias são usados ​​para examinar morfogênese tubo 1, ea arborização dendrítica (DA) neurônios sensoriais da larva Drosophila tornaram-se um sistema primário para a elucidação da geral e neurônio-específico de classe mecanismos de diferenciação 05/02 dendríticas e degeneração 6 .

A forma de ramos dendríticos podem variar significativamente entre as classes de neurônios, e até mesmo entre os diferentes ramos de um único neurônio 7,8. Estudos genéticos em neurônios DA sugerem que a organização do citoesqueleto diferencial pode subjacentes diferenças morfológicas na forma ramo dendríticas 4,9-11. Nós fornecemos um método de etiquetagem robusta imunológica a umssay in vivo organização de microtúbulos em DA neurônio sensorial dendrite arbor (Figuras 1, 2, Movie 1). Este protocolo ilustra a dissecção e imunomarcação de larva de primeiro ínstar, uma fase em conseqüência dendrito ativo neurônio sensorial e organização ramificação está ocorrendo 12,13.

Além da coloração neurônios sensoriais, este método obtém etiquetagem robusta de organização de microtúbulos nos músculos (Filmes 2, 3), traquéia (Figura 3, Movie 3), e tecidos outra parede do corpo. É valioso para pesquisadores que desejam analisar a organização de microtúbulos in situ na parede do corpo quando se investiga os mecanismos que o tecido de controle e forma da célula.

Protocol

1. Preparação de reagentes Notas antes de começar: dissecção e coloração imuno-histoquímica são realizadas em uma câmara magnética ea larva é preso utilizando os pinos de insetos com formato especial. Instruções detalhadas sobre a construção de uma câmara magnética, ea preparação desses pinos pode ser encontrada nas referências relacionadas 14,15. Em resumo, um buraco quadrado 1x1cm é cortada em uma folha magnética e uma lamela afixada na part…

Discussion

Para entender o quão complexo formas de células são alcançados, é importante ser capaz de precisão organização de microtúbulos ensaio. Aqui nós descrevemos um método etiquetagem robusta imuno ensaio para a organização de microtúbulos dos dendritos arborização dendrítica de neurônios sensoriais. Além da coloração neurônios sensoriais, este método obtém coloração imuno robusto de traquéia, músculos e tecidos outra parede do corpo.

Nós usamos esse protocolo para exa…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Agradecemos a RIKEN para financiamento. P10-Gal4 foi um presente tipo de Alain Vincent (Université Paul Sabatier, Toulouse, França).

Materials

Name of the reagent Company Catalogue
number
Comments
(optional)
Forceps Dumont 11251-20  
Microscissors FST 15000-08  
Mouse anti-α-tubulin (Clone: DM1A) Sigma T9026 Dilution 1/1000
Mouse anti-Futsch (Clone: 22C10),
supernatant
Developmental
Studies
Hybridoma Bank
22C10 Dilution 1/1000
Rat anti-CD8 (Clone: 5H10) Caltag MCD0800 Dilution 1/1000
Alexa Fluor 488 anti-mouse IgG Invitrogen A-11001 Dilution 1/500
Cy3 anti-Rat IgG Jackson Immunoresearch 712-166-150 Dilution 1/200

Referências

  1. Schottenfeld, J., Song, Y., Ghabrial, A. S. Tube continued: morphogenesis of the Drosophila tracheal system. Curr. Opin. Cell. Biol. 22, 633-639 (2010).
  2. Gao, F. B., Brenman, J. E., Jan, L. Y., Jan, Y. N. Genes regulating dendritic outgrowth, branching, and routing in Drosophila. Genes Dev. 13, 2549-2561 (1999).
  3. Corty, M. M., Matthews, B. J., Grueber, W. B. Molecules and mechanisms of dendrite development in Drosophila. Development. 136, 1049-1061 (2009).
  4. Moore, A. W. Intrinsic mechanisms to define neuron class-specific dendrite arbor morphology. Cell. Adh. Migr. 2, 81-82 (2008).
  5. Grueber, W. B., Jan, L. Y., Jan, Y. N. Tiling of the Drosophila epidermis by multidendritic sensory neurons. Development. 129, 2867-2878 (2002).
  6. Nishimura, Y. Selection of Behaviors and Segmental Coordination During Larval Locomotion Is Disrupted by Nuclear Polyglutamine Inclusions in a New Drosophila Huntington’s Disease-Like Model. J. Neurogenet. 24, 194-206 (2010).
  7. Ramon y Cajal, S. . Histology of the nervous system of man and vertebrates, 1995 translation. , (1911).
  8. London, M., Hausser, M. Dendritic computation. Annu. Rev. Neurosci. 28, 503-532 (2005).
  9. Jinushi-Nakao, S. Knot/Collier and cut control different aspects of dendrite cytoskeleton and synergize to define final arbor shape. Neuron. 56, 963-978 (2007).
  10. Li, W., Gao, F. B. Actin filament-stabilizing protein tropomyosin regulates the size of dendritic fields. J. Neurosci. 23, 6171-6175 (2003).
  11. Ye, B. Differential regulation of dendritic and axonal development by the novel Kruppel-like factor Dar1. J. Neurosci. 31, 3309-3319 (2011).
  12. Parrish, J. Z., Xu, P., Kim, C. C., Jan, L. Y., Jan, Y. N. The microRNA bantam functions in epithelial cells to regulate scaling growth of dendrite arbors in drosophila sensory neurons. Neuron. 63, 788-802 (2009).
  13. Sugimura, K. Distinct developmental modes and lesion-induced reactions of dendrites of two classes of Drosophila sensory neurons. J. Neurosci. 23, 3752-3760 (2003).
  14. Budnik, V., Gorczyca, M., Prokop, A. Selected methods for the anatomical study of Drosophila embryonic and larval neuromuscular junctions. Int. Rev. Neurobiol. 75, 323-365 (2006).
  15. Sullivan, W., Ashburner, M., Hawley, R. S. . Drosophila Protocols. , (2000).
  16. Shimono, K. Multidendritic sensory neurons in the adult Drosophila abdomen: origins, dendritic morphology, and segment- and age-dependent programmed cell death. Neural. Dev. 4, 37-37 (2009).
  17. Colomb, S., Joly, W., Bonneaud, N., Maschat, F. A concerted action of Engrailed and Gooseberry-Neuro in neuroblast 6-4 is triggering the formation of embryonic posterior commissure bundles. PLoS One. 3, 2197-2197 (2008).
  18. Dubois, L. Collier transcription in a single Drosophila muscle lineage: the combinatorial control of muscle identity. Development. 134, 4347-4355 (2007).
  19. Feng, Y., Ueda, A., Wu, C. F. A modified minimal hemolymph-like solution, HL3.1, for physiological recordings at the neuromuscular junctions of normal and mutant Drosophila larvae. J Neurogenet. 18, 377-402 (2004).
  20. Hummel, T., Krukkert, K., Roos, J., Davis, G., Klambt, C. Drosophila Futsch/22C10 is a MAP1B-like protein required for dendritic and axonal development. Neuron. 26, 357-370 (2000).
  21. Zipursky, S. L., Venkatesh, T. R., Teplow, D. B., Benzer, S. Neuronal development in the Drosophila retina: monoclonal antibodies as molecular probes. Cell. 36, 15-26 (1984).
  22. Brent, J., Werner, K., McCabe, B. D. Drosophila Larval NMJ Immunohistochemistry. J. Vis. Exp. (25), e1108-e1108 (2009).
  23. Karim, M. R., Moore, A. W. Morphological Analysis of Drosophila Larval Peripheral Sensory Neuron Dendrites and Axons Using Genetic Mosaics. J. Vis. Exp. (57), e3111-e3111 (2011).
  24. Brent, J. R., Werner, K. M., McCabe, B. D. Drosophila Larval NMJ Dissection. J. Vis. Exp. (24), e1107-e1107 (2009).
  25. Tao, J., Rolls, M. M. Dendrites have a rapid program of injury-induced degeneration that is molecularly distinct from developmental pruning. J. Neurosci. 31, 5398-5405 (2011).
  26. Yamamoto, M., Ueda, R., Takahashi, K., Saigo, K., Uemura, T. Control of axonal sprouting and dendrite branching by the Nrg-Ank complex at the neuron-glia interface. Curr. Biol. 16, 1678-1683 (2006).
  27. Mattie, F. J. Directed microtubule growth, +TIPs, and kinesin-2 are required for uniform microtubule polarity in dendrites. Curr. Biol. 20, 2169-2177 (2010).
  28. Pawson, C., Eaton, B. A., Davis, G. W. Formin-dependent synaptic growth: evidence that Dlar signals via Diaphanous to modulate synaptic actin and dynamic pioneer microtubules. J. Neurosci. 28, 11111-11123 (2008).
  29. Williams, D. W., Tyrer, M., Shepherd, D. Tau and tau reporters disrupt central projections of sensory neurons in Drosophila. J. Comp. Neurol. 428, 630-640 (2000).
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Citar este artigo
Yalgin, C., Karim, M. R., Moore, A. W. Immunohistological Labeling of Microtubules in Sensory Neuron Dendrites, Tracheae, and Muscles in the Drosophila Larva Body Wall. J. Vis. Exp. (57), e3662, doi:10.3791/3662 (2011).

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