Summary

Bilaminar Co-cultivo de neuronas de rata primaria cortical y la glía

Published: November 12, 2011
doi:

Summary

Aquí les ofrecemos un protocolo para el cultivo de neuronas de rata cortical en presencia de una capa alimentadora glial. Los cultivos de neuronas de establecer la polaridad y la creación de sinapsis, y se puede separar de la glía para su uso en diversas aplicaciones, tales como la electrofisiología, imágenes de calcio, los ensayos de supervivencia de las células, inmunocitoquímica, y ADN / ARN / aislamiento de las proteínas.

Abstract

Este video le guiará en el proceso de cultivo de neuronas de rata cortical en presencia de una capa alimentadora glial, un sistema conocido como bilaminar o el modelo de co-cultivo. Este sistema es adecuado para una variedad de necesidades experimentales de solicitar un sustrato de vidrio o de plástico y el crecimiento también puede ser utilizado para el cultivo de otros tipos de neuronas.

Las neuronas corticales de rata obtenidos a partir de la última etapa embrionaria (E17) se colocan sobre un cubreobjetos de vidrio o platos de cultivo de tejidos frente a una capa de alimentación de las células de crecer en los platos o laminillas de plástico (conocido como Thermanox), respectivamente. La elección entre las dos configuraciones depende de la técnica específica experimental utilizado, que puede requerir, o no, que las neuronas se producen en el vidrio (por ejemplo, imágenes de calcio en comparación con Western blot). La capa de alimentación gliales, una cultura astroglía enriquecida de las células de secundaria mixta, es preparado por separado a partir de las cortezas de las crías recién nacido (P2-4) con anterioridad a la neuronaldisección.

Una gran ventaja de este sistema de cultivo en comparación con una cultura de neuronas sólo es el soporte del crecimiento neuronal, la supervivencia y la diferenciación proporcionada por factores tróficos secretada por la capa de alimentación gliales, que se asemeja más precisión el entorno del cerebro in vivo. Por otra parte, el co-cultivo pueden ser usados ​​para estudiar las interacciones neuronales-gliales 1.

Al mismo tiempo, la contaminación de las células de la capa neuronal es prevenir por diferentes medios (la cultura de baja densidad, además de inhibidores de la mitosis, la falta de suero y el uso de medio de cultivo optimizado) que conduce a una capa neuronal prácticamente pura, comparable a otros métodos establecidos 1 -3. Las neuronas pueden ser fácilmente separada de la capa gliales en cualquier momento durante el cultivo y se utilizan para diferentes aplicaciones experimentales que van desde la electrofisiología 4, biología celular y molecular 05.08, bioquímica 5, imágenes y micrófonoroscopy 4,6,7,9,10. Las neuronas primarias se extienden axones y dendritas para formar sinapsis funcionales 11, un proceso que no se observa en líneas de células neuronales, aunque algunas líneas celulares se extienden los procesos.

Un protocolo detallado de las neuronas del hipocampo de rata de cultivo que utilizan este sistema de co-cultivo ha sido descrita previamente 4,12,13. Aquí detallamos un protocolo modificado adecuado para las neuronas corticales. Ya que aproximadamente 20×10 6 células se recuperan de cada embrión de rata, este método es especialmente útil para los experimentos que requieren un gran número de neuronas (pero no se preocupa acerca de una población neuronal altamente homogénea). La preparación de las neuronas y la glía es necesario planificar de una manera y plazos específicos. Vamos a ofrecer el protocolo paso a paso para el cultivo de neuronas de rata cortical, así como el cultivo de células gliales de apoyo a las neuronas.

Protocol

1. Disección de la glía (alrededor de 2 semanas antes de las neuronas chapado) Para prepararse para las herramientas de disección lugar estéril en el 70% de etanol, añadir 4 ml de medio de disección fría para placas de 60 mm (un plato por el cerebro), y el lugar del 2,5% de tripsina y DNasa en el hielo se descongele (ver detalles acerca de las herramientas quirúrgicas en la tabla VI ). Utilice unas tijeras grandes para decapitar a 2-4 días de edad los cachorros y los jefes de una cápsula e…

Discussion

Este protocolo proporciona un método para el cultivo de neuronas corticales primarias de rata en la presencia de células de la glia, al tiempo que permite que las neuronas se pueden aislar fácilmente para el análisis experimental. El apoyo al desarrollo de las células de un fenotipo neuronal sanos, mientras que las respuestas neuronales también la modulación a los tratamientos experimentales de una forma fisiológicamente relevantes. Además, por pases antes de la glía principal cultivo de neuronas con esta pobl…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Los autores agradecen a los miembros anteriores de laboratorio que han contribuido al perfeccionamiento de este protocolo y los NIH para el apoyo en los últimos años (DA19808 y DA15014 a OM). Anna Abt 1 es un miembro de la "Formación de Investigación Interdisciplinaria y traslacional en neuroSIDA" (T32-MH078795), por lo que este trabajo fue apoyado en parte por los Institutos Nacionales de Salud, bajo Ruth L. Kirschstein Premio de Investigación del Servicio Nacional de 5T32MH079785.

Materials

Reagent Concentration
Glucose 16 mM
Sucrose 22 mM
NaCl 135 mM
KCl 5 mM
Na2HPO4 1 mM
KH2PO4 0.22 mM
HEPES 10 mM
pH 7.4
Osmolarity 310±10 mOsm

Table 1. Dissection Medium.

Reagent Concentration
DMEM 90%
FBS 10%
Gentamicin 50 μg/mL

Tabe 2. Glia Plating Medium.

Reagent Concentration
DMEM 90%
Horse Serum 10%

Table 3. Neuron Plating Medium.

Reagent Concentration
DMEM 98%
N2 Supplement 1%
1M HEPES 1%
Ovalbumin 50 mg/100mL

Table 4. N2 Medium.

Reagent Concentration
Boric Acid 50 mM
Sodium Borate 12.5 mM

Table 5. Borate Buffer (for poly-lysine).

Reagent Company Catalogue number
High glucose Dulbecco’s Modified Eagle
Medium (DMEM)
Invitrogen 11995-073
Fetal Bovine Serum (FBS), Heat-inactivated Hyclone 26400-044
Horse Serum, Heat-inactivated Hyclone H1138
Gentamicin (50mg/mL) Invitrogen 15750-060
N2 Supplement (100x) Invitrogen 17502-048
HEPES buffer solution Invitrogen 15630-080
Albumin from chicken egg white, Grade VI
(Ovalbumin)
Sigma-Aldrich A2512
2.5% Trypsin Invitrogen 15090-046
0.5% Trypsin-EDTA (10X) Invitrogen 15400-054
Deoxyribonuclease I from bovine pancreas
(DNase)
Sigma-Aldrich D-5025
Paraplast Fisher 12-646-106
Poly-L-lysine Sigma-Aldrich P1274
Cytosine-β-D-arabinofuranoside hydrochloride Sigma-Aldrich C6645
Stereomicroscope Leica Leica ZOOM 2000
Cover glasses, Circles, 15 mm, Thickness
0.13-0.17 mm
Carolina 633031
Thermanox sheets Grace BioLabs HS4550
Large forceps Biomedical
Pesquisa
Instruments
70-4000
Fine-tipped No.5 forceps Fine Science
Tools
91150-20
Pattern No.1 forceps Biomedical
Pesquisa
10-1400
  Instruments  
Scissors, straight, sharp-blunt Biomedical
Pesquisa
Instruments
28-1435
Micro Dissecting scissors Biomedical
Pesquisa
Instruments
11-2070
Micro Dissecting Curved scissors Biomedical
Pesquisa
Instruments
11-1395

Referências

  1. Cook, A. Interactions between chemokines: regulation of fractalkine/CX3CL1 homeostasis by SDF/CXCL12 in cortical neurons. J. Biol. Chem. 285, 10563-10563 (2010).
  2. Nicolai, J., Burbassi, S., Rubin, J., Meucci, O. CXCL12 inhibits expression of the NMDA receptor’s NR2B subunit through a histone deacetylase-dependent pathway contributing to neuronal survival. Cell. Death. Dis. 1, e33-e33 (2010).
  3. Sengupta, R. Morphine increases brain levels of ferritin heavy chain leading to inhibition of CXCR4-mediated survival signaling in neurons. J. Neurosci. 29, 2534-2544 (2009).
  4. Meucci, O. Chemokines regulate hippocampal neuronal signaling and gp120 neurotoxicity. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 95, 14500-14500 (1998).
  5. Khan, M. Z. Regulation of neuronal P53 activity by CXCR 4. Mol. Cell. Neurosci. 30, 58-66 (2005).
  6. Patel, J. P. Modulation of neuronal CXCR4 by the micro-opioid agonist DAMGO. J. Neurovirol. 12, 492-500 (2006).
  7. Shimizu, S. Role of the transcription factor E2F1 in CXCR4-mediated neurotoxicity and HIV neuropathology. Neurobiol. Dis. 25, 17-26 (2007).
  8. Khan, M. Z. The chemokine receptor CXCR4 regulates cell-cycle proteins in neurons. J. Neurovirol. 9, 300-314 (2003).
  9. Khan, M. Z. The chemokine CXCL12 promotes survival of postmitotic neurons by regulating Rb protein. Cell. Death. Differ. 15, 1663-1672 (2008).
  10. Khan, M. Z., Vaidya, A., Meucci, O. CXCL12-mediated regulation of ANP32A/Lanp, a component of the inhibitor of histone acetyl transferase (INHAT) complex, in cortical neurons. J. Neuroimmune. Pharmacol. 6, 163-170 (2011).
  11. Dotti, C. G., Sullivan, C. A., Banker, G. A. The establishment of polarity by hippocampal neurons in culture. J. Neurosci. 8, 1454-1468 (1988).
  12. Kaech, S., Banker, G. Culturing hippocampal neurons. Nat. Protoc. 1, 2406-2415 (2006).
  13. Goslin, K., Banker, G., Goslin, K., Banker, G. . Culturing Nerve Cells. , 339-370 (1998).
  14. D’Ambrosio, J., Fatatis, A. Osteoblasts modulate Ca2+ signaling in bone-metastatic prostate and breast cancer cells. Clin. Exp. Metastasis. 26, 955-964 (2009).
check_url/pt/3257?article_type=t

Play Video

Citar este artigo
Shimizu, S., Abt, A., Meucci, O. Bilaminar Co-culture of Primary Rat Cortical Neurons and Glia. J. Vis. Exp. (57), e3257, doi:10.3791/3257 (2011).

View Video