Demostramos inyección intraperitoneal en adultos de pez cebra. Nosotros usamos un 10 l microjeringa NanoFil controlado por un controlador Micro4 y III UltraMicroPump. Esta demostración incluye el uso de agua fría como un anestésico.
Un método conveniente para tratar químicamente el pez cebra es introducir el reactivo en el agua del tanque, donde será absorbido por los peces. Sin embargo, este método hace que sea difícil saber la cantidad de reactivo es absorbido o tomado por los peces. Algunas de las preguntas experimentales, en particular los relacionados con los estudios metabólicos, pueden ser mejor atendidos por la entrega de una cantidad determinada a cada uno de los peces, en función del peso. Aquí presentamos un método para intraperitoneal (IP) la inyección en adultos de pez cebra. La inyección es en la cavidad abdominal, por detrás de la cintura pélvica. Este procedimiento es una adaptación de los métodos de uso veterinario para peces más grandes. Es seguro, como hemos observado la mortalidad cero. Además, hemos visto el sangrado en el sitio de la inyección en sólo 5 de cada 127 inyecciones, y en cada uno de esos casos, el sangrado fue breves segundos, durando varios meses, y la cantidad de sangre perdida era pequeño. Éxito con este procedimiento requiere de un manejo suave de los peces a través de varias medidas incluyendo el ayuno, con un peso, anestesia, la inyección, y la recuperación. Las precauciones son necesarias para reducir al mínimo el estrés durante el procedimiento. Nuestras precauciones incluyen el uso de un volumen de inyección de pequeñas y una aguja 35G. Usamos solución Cortland sal como el vehículo, que es equilibrada por ósmosis de peces de agua dulce. Aireación de las branquias se mantiene durante el procedimiento de inyección, en primer lugar con lo que el pescado en un plano quirúrgico de anestesia, que permite movimientos lentos opérculo, y en segundo lugar, mediante la celebración de los peces en un canal dentro de una esponja saturada de agua durante la inyección en sí. Demostrar la utilidad de la inyección de IP mediante la inyección de glucosa y el control de la elevación del nivel de glucosa en la sangre y su posterior regreso a la normalidad. Ya que el estrés se sabe que aumenta la glucosa en sangre en los peces teleósteos, se comparan los niveles de glucosa en sangre en adultos inyectados con vehículo y no inyecta-y demostrar que el procedimiento no causa un aumento significativo de la glucosa en sangre.
Inyección intraperitoneal de cinco pasos: en ayunas, con un peso, anestesia, la inyección, y la recuperación. Para cada etapa existen las mejores prácticas que pueden garantizar el éxito. El éxito incluye un paciente saludable de peces, así como un buen resultado del experimento.
Ayuno: Un ayuno de 24 horas debe vaciar el bulbo intestinal. Esta práctica se ha tomado de la literatura de pescado veterinaria (por ejemplo, Brown 1993). Consideraciones adicionales en ayunas se discuten a continuación.
A largo plazo en ayunas: Hemos descubierto que un ayuno de 72 horas es necesario para disminuir la glucosa en sangre a un nivel de referencia antes de la inyección (Eames et al, 2010).. También hemos encontrado que para los estudios de la glucosa son varios los procedimientos que se requieren para garantizar que el pescado en ayuno correctamente. Comience con un tanque limpio (sin restos en la parte inferior). Los tanques deben estar fuera de línea, claramente etiquetados como "ayuno", y en un lugar donde entusiasta personal de atención de los peces no les dará de comer. Evaluar el ambiente externo de la cisterna y tomar medidas para evitar que los peces se hizo hincapié en las perturbaciones, como el estrés se sabe que aumentan la glucosa en sangre (Chavín y Young, 1970;. Groff et al, 1999). Por ejemplo, tuvimos un experimento de ayuno en la que fue operado de una radio a diario en el banco que llevaba los tanques de peces. Se encontró que la glucosa en sangre fue inusualmente alta y llegó a la conclusión de que el pescado se destacó por las vibraciones. Otro factor de estrés es el hacinamiento. El pescado debe mantenerse a una densidad que cumpla con las buenas prácticas de cría de peces. Para recomendaciones, consulte Brand et al. (2002) y Westerfield (1995). Hemos tenido buenos resultados en ayunas nuestros peces a una densidad de 10 a 12 peces en un tanque de 9 litros (con 3 capas de mármoles de tomar parte de ese volumen). La separación de los sexos puede causar estrés, por lo que se recomienda mantener una población de ambos sexos durante el ayuno. Esto significa que los huevos pueden ser puestos, y los huevos deben ser secuestrado para que no se comen. Una manera sencilla de capturar los huevos es para cubrir el fondo del tanque con 2-3 capas de canicas. La calidad del agua debe mantenerse mediante la eliminación de los huevos y los desechos y mediante la sustitución de alrededor del 10-15% del agua del tanque, todos los días. Para la eliminación de los huevos y los residuos, sifón funciona bien.
Pesaje: Al pesar los peces que no están anestesiados, se debe tener cuidado para reducir al mínimo la transferencia de agua de la red en el vaso, para garantizar la exactitud de pesaje. Si la red (con pescado) se transfirieron a las toallas de papel, la mayor parte del exceso de agua se puede quitar, y el peso se puede medir con precisión. Puede ser más fácil para anestesiar a los peces antes del pesaje, pero no hemos probado los posibles efectos de la anestesia un pescado dos veces en un día. Hemos probado nuestra técnica pesando los primeros peces con la red / secante método y volver a pesar el pescado después de haber sido anestesiado, y suavemente borrado en seco. No se encontraron diferencias significativas en el peso entre los métodos (p = 0,7927, t-test). Además, hemos probado si esta red / secante de glucosa en la sangre método afectadas, en comparación con la simple transferencia de los peces en el vaso tan pronto como se anotó (sin borrar). No se encontraron diferencias significativas en el nivel de glucosa en sangre entre los dos métodos de transferencia (P = 0,2241, t-test).
Anestesia: La anestesia química puede ser adecuado para muchos estudios. Aquí hemos demostrado anestesia agua fría como una alternativa, ya que anestésicos muchos (incluyendo tricaine/MS-222 (Brown, 1993)), elevar la glucosa en la sangre. En estudios anteriores, hemos determinado que el agua fría no elevan la glucosa en la sangre en el pez cebra (Eames et al., 2010).
Para la anestesia de agua fría, la temperatura debe reducirse lentamente. La tasa de disminución parece depender del tamaño de los peces, con peces más pequeños va en más rápido que los peces más grandes. Después de la inyección, se puede observar que el pescado se está recuperando muy lentamente de la anestesia (ver más abajo). Esto puede dar lugar, cuando sea la temperatura inicial es demasiado bajo, o cuando la temperatura se reduce demasiado rápido. La temperatura inicial es muy baja si la curva de pescado lateralmente al entrar en el agua. Si la temperatura inicial es correcta, los peces mantener su equilibrio inicial. Girará sus aletas pectorales a una posición horizontal, jadear y tener movimientos rápidos opérculo. Por lo general, se va a nadar. A medida que disminuye la temperatura, los movimientos se reducirá y el pescado pierda el equilibrio. Un plano quirúrgico de anestesia se alcanza cuando los peces se pueden manejar sin reaccionar. Para mantener a los peces bajo anestesia quirúrgica, los dedos deben estar fríos, por lo que mantenerlos en el agua antes de manipular el pescado. La esponja también deben mantenerse en frío a la misma temperatura que el agua utilizada para anestesiar a los peces. Es importante para saturar la esponja con agua que se sufficiently fría para mantener la anestesia una vez que el pescado se coloca en la misma.
Inyección: Antes de las inyecciones de empresa, es posible que desee analizar por lo menos un pescado para tener una idea del espesor de pared del cuerpo. Esto puede ayudarle a juzgar hasta qué punto la aguja tiene que insertar a entrar en la cavidad abdominal. Además, al insertar la aguja, se puede sentir la pared del cuerpo "dar" cuando la aguja entra en la cavidad abdominal. Durante la inyección, tomar medidas para mantener al paciente feliz. Asegúrese de que la esponja se satura con la temperatura del agua fría correcta para evitar que el pescado de reactivación durante la inyección. Una esponja muy suave y saturado es importante para minimizar los daños a las escalas y el moco que cubre de la piel. Una esponja bien saturada es también importante para mantener las branquias aireado. Le recomendamos la esponja de espuma se enumeran a continuación en Materiales. Finalmente, una vez que el pescado esté anestesiado, trabajar con rapidez para minimizar el tiempo que el pescado es bajo.
Recuperación: El pescado debe recuperarse de la anestesia prácticamente al entrar en el tanque de agua caliente. Si el pescado no comienzan a nadar inmediatamente, agitar suavemente el agua hacia sus branquias para acelerar la recuperación. Si la recuperación es lenta, entonces los peces se hundió muy rápido y se debe ajustar el procedimiento de anestesia adecuada. Las posibles causas de la lenta recuperación se discuten en La anestesia.
The authors have nothing to disclose.
Este estudio fue apoyado por la Juvenile Diabetes Research Foundation conceder 5-2007-97 (a VEP), por el Instituto Nacional de Diabetes y Enfermedades Digestivas y Renales subvenciones R01DK064973 (a VEP), R01DK48494 (a LHP), T32DK07074 (apoyo SCE), K01DK083552 (a MDK), y por P60DK20595 a la Universidad de Chicago Investigación de la Diabetes y el Centro de Formación. El contenido es responsabilidad exclusiva de sus autores y no representan necesariamente la opinión oficial de la NIDDK oa los NIH.
Material Name | Tipo | Company | Catalogue Number | Comment |
---|---|---|---|---|
Foam Sponge | Jaece Industries | L800-D | ||
60 mm Petri dish | ||||
Pipet tip box lid | not too deep, e.g. 1.5 cm | |||
Plastic storage container | deep, e.g. 7 cm | |||
Thermometer | ||||
Crushed ice | made from facility water | |||
Warm facility water | 1 liter or more | |||
500 ml beaker | for weighing | |||
NanoFil syringe | World Precision Instruments (WPI) | NANOFIL | or Hamilton syringe | |
35 gauge needle | WPI | NF35BV-2 | beveled | |
Silflex tubing | WPI | SILFLEX-2 | ||
UltraMicroPump III and Micro4 controller | WPI | UMPS-1 | ||
Foot switch | WPI | 15867 | ||
Dissecting microscope | ||||
Plastic wrap | ||||
Paper towels | ||||
Cortland salt solution |