Development of a Uterosacral Ligament Suspension Rat Model

Beverly J. Miller; Brian K. Jones; Jonathan S. Turner; Steven R. Caliari; Monique H. Vaughan

doi:10.3791/64311

JoVE Journal > Medicine

Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.

의학

Ontwikkeling van een Uterosacraal Ligament Suspension Rat Model

Published: August 17, 2022

doi:

10.3791/64311

Beverly J. Miller¹, Brian K. Jones², Jonathan S. Turner³, Steven R. Caliari^1,3, Monique H. Vaughan⁴

¹Department of Chemical Engineering,University of Virginia, ²Electrophysiology Division,Abbott, ³Department of Biomedical Engineering,University of Virginia, ⁴Department of Obstetrics and Gynecology, Division of Pelvic Medicine and Reconstructive Surgery,University of Virginia

Summary

Bekkenorgaanprolaps treft miljoenen vrouwen over de hele wereld en toch hebben sommige veel voorkomende chirurgische ingrepen faalpercentages tot 40%. Het ontbreken van standaard diermodellen om deze aandoening te onderzoeken belemmert de vooruitgang. We stellen het volgende protocol voor als model voor uterosacrale ligamentsuspensie en in vivo trekproeven.

Abstract

Bekkenorgaanverzakking (POP) is een veel voorkomende bekkenbodemaandoening (PFD) met het potentieel om de kwaliteit van leven van een vrouw aanzienlijk te beïnvloeden. Ongeveer 10% -20% van de vrouwen ondergaat een bekkenbodemreparatieoperatie om verzakking in de Verenigde Staten te behandelen. PFD-gevallen resulteren alleen al in de Verenigde Staten in een totale jaarlijkse kosten van $ 26,3 miljard. Deze multifactoriële aandoening heeft een negatieve invloed op de kwaliteit van leven en toch zijn de behandelingsopties in het recente verleden alleen maar afgenomen. Een veel voorkomende chirurgische optie is uterosacraal ligament suspension (USLS), die meestal wordt uitgevoerd door het vaginale gewelf aan te brengen op het uterosacrale ligament in het bekken. Deze reparatie heeft een lagere incidentie van complicaties in vergelijking met die met mesh-augmentatie, maar is opmerkelijk voor een relatief hoog uitvalpercentage van maximaal 40%. Gezien het gebrek aan standaard diermodellen om bekkenbodemdisfunctie te bestuderen, is er een dringende klinische behoefte aan innovatie op dit gebied met een focus op het ontwikkelen van kosteneffectieve en toegankelijke diermodellen. In dit manuscript beschrijven we een rattenmodel van USLS met een volledige hysterectomie gevolgd door fixatie van het resterende vaginale gewelf op het uterosacrale ligament. Het doel van dit model is om de procedure na te bootsen die bij vrouwen wordt uitgevoerd om het model te kunnen gebruiken om vervolgens reparatiestrategieën te onderzoeken die de mechanische integriteit van de ligamentaanhechting verbeteren. Belangrijk is dat we ook de ontwikkeling beschrijven van een in situ trekproefprocedure om de integriteit van de interface te karakteriseren op gekozen tijdstippen na chirurgische ingreep. Over het algemeen zal dit model een nuttig hulpmiddel zijn voor toekomstige studies die behandelingsopties voor POP-reparatie via USLS onderzoeken.

Introduction

Bekkenorgaanverzakking (POP) is een veel voorkomende bekkenbodemaandoening die miljoenen vrouwen wereldwijd treft met het potentieel om vele aspecten van het leven van een vrouw aanzienlijk te beïnvloeden, vooral met de leeftijd van¹ jaar. Met name ongeveer 13% van de vrouwen in de Verenigde Staten zal een operatie ondergaan voor verzakking of urine-incontinentie². Een aandoening die het meest voorkomt na zwangerschap en bevalling, verzakking wordt gekenmerkt door de afdaling van bekkenorganen, voornamelijk de verschillende compartimenten van de vagina en / of baarmoeder, buiten hun normale positie in de peritoneale holte. Dit leidt tot vervelende symptomen van vaginale uitstulping of druk, darm, blaas en seksuele disfunctie, en algehele verminderde kwaliteit van leven. Andere risicofactoren voor POP zijn obesitas, tabaksgebruik, chronische hoest en constipatie³.

Bij gezonde vrouwen worden de bekkenbodemorganen ondersteund door de levator ani-spieren, uterosacrale ligamenten (USL’s), kardinale ligamenten, bindweefselaanhechtingen aan de bekkenzijwand en de distale structuren van het perineale lichaam ^4,5. De USL’s behoren tot de belangrijkste apicale ondersteunende structuren voor zowel de baarmoeder als de apicale vagina en worden daarom vaak gebruikt bij chirurgische correctie van POP (figuur 1). Structurele ondersteuning van de USL komt voort uit het dichte collageenachtige bindweefsel in het sacrale gebied dat overgaat in dicht opeengepakte gladde spieren. Door deze compositorische gradiënt raakt de USL verweven met de baarmoeder en vaginale musculatuur om de bekkenorganen stevig te ondersteunen ^6,7. In de uterosacrale ligamentsuspensie (USLS) worden de USL’s na een hysterectomie aan het vaginale gewelf bevestigd, waardoor de vagina en de omliggende structuren worden hersteld naar hun anatomische positie in het abdominale compartiment. Ongeacht een transvaginale of laparoscopische route wordt de USLS-procedure echter geplaagd door een relatief hoog uitvalpercentage van maximaal 40% in sommige onderzoeken ^8,9. Het recidiefpercentage van hinderlijke vaginale uitstulpingssymptomen 5 jaar na reparatie voor apicale compartimentprolaps, zoals USL’s, was ongeveer 40% in een grote multicenter gerandomiseerde gecontroleerde studie⁹. In hetzelfde onderzoek was de herbehandeling voor recidiverende prolaps na 5 jaar ongeveer 10%. Het mechanisme van dit hoge uitvalpercentage is niet onderzocht, maar het herstellen van de vagina en de omliggende structuren naar hun anatomische positie vereist hechtplaatsing in het dichte collageengebied van de USL^10,11 in plaats van het gladde spiergebied. Daarom kan het hoge uitvalpercentage te wijten zijn aan de mechanische en compositorische mismatch van de chirurgisch gevormde vagina-USL-interface in vergelijking met de volledige integratie die wordt gezien in de inheemse cervicale-USL-hechting.

De economische impact van de behandeling van deze aandoeningen is ook opmerkelijk, met ongeveer $ 300 miljoen jaarlijks uitgegeven in de VS aan ambulante zorg¹², en meer dan $ 1 miljard jaarlijks uitgegeven aan directe kosten voor chirurgische ingrepen¹³. Ondanks de enorme economische middelen die zijn gewijd aan de behandeling van deze aandoeningen, blijven de complicaties die voortvloeien uit veel verzakkingsoperaties ontmoedigend. Polypropyleen op gaas gebaseerde apicale prolapsreparaties, zoals sacrocolpopexie, bieden bijvoorbeeld hogere slagingspercentages in vergelijking met inheemse weefselreparaties¹⁴, maar ten koste van mogelijke complicaties zoals blootstelling aan gaas of erosie. De FDA ontving alleen al tussen 2008 en 2010 bijna 3.000 klachten met betrekking tot mesh-complicaties. Dit culmineerde in een bevel van de FDA om de productie en verkoop van alle transvaginaal geplaatste mesh-producten voor POP in april 2019^{te stoppen 15}. Daarom is er een sterke klinische behoefte aan andere materialen dan polypropyleen en modellen om ze te testen, die inheemse weefselprolapsreparaties kunnen vergroten en de slagingspercentages kunnen verhogen in vergelijking met traditionele technieken met alleen hechting.

Sinds de aankondiging van de FDA in 2019 zijn de meeste bekkenchirurgen gestopt met het gebruik van transvaginaal geplaatst gaas voor verzakkingsreparaties, wat onderzoekers ertoe aanzet om nieuwe weefselmanipulatiebenaderingen te zoeken om inheemse weefselreparaties^{te vergroten 16,17,18}, zoals met mesenchymale stromale cellen (MSC’s)^9,20 . Met deze verschuiving in focus is er een dringende behoefte aan de verfijning van diermodellen die kunnen helpen bij de ontwikkeling van nieuwe materialen; De uitdaging in dit proces is het balanceren van klinische relevantie met kosten. Hiertoe hebben basiswetenschap en klinische onderzoekers die bekkenorgaanprolaps bestuderen tot nu toe gebruik gemaakt van verschillende diermodellen, waaronder ratten, muizen, konijnen, schapen, varkens en niet-menselijke primaten¹⁹. Het proces van het identificeren van een optimaal diermodel is een uitdaging, omdat mensen tweevoetig zijn, geen staart hebben en een traumatisch geboorteproces hebben in vergelijking met andere zoogdiersoorten²⁰. Varkens²¹ zijn gebruikt om robotische sacrocolpopexie te simuleren, terwijl schapen zijn gebruikt om vaginale prolapsreparaties te simuleren²². Deze diermodellen, hoewel klinisch relevant, zijn beperkt in haalbaarheid door kosten en onderhoud. Niet-menselijke primaten zijn gebruikt om de pathogenese van verzakking te bestuderen; Vooral eekhoornapen zijn een van de weinige andere soorten dan mensen die spontane verzakking kunnen ontwikkelen, waardoor ze een van de meest relevante diermodellen zijn²⁰. Niet-menselijke primaten zijn ook gebruikt om gynaecologische chirurgische procedures zoals sacrocolpopexie²³ en baarmoedertransplantatie²⁴ te bestuderen. Net als hun tegenhangers van schapen en varkens, is de primaire beperking van niet-menselijke primaten als een diermodel van verzakking de kosten van onderhoud, verzorging en pensionering¹⁹.

Hoewel het knaagdierbekken horizontaal is georiënteerd met een veel kleinere verhouding tussen de grootte van het hoofd-geboortekanaal in vergelijking met mensen¹⁹, zijn ratten geschikt voor kleine dierstudies van USLS-chirurgie omdat ze vergelijkbare USL-anatomie, cellulariteit, histologische architectuur en matrixsamenstelling hebben in vergelijking met de menselijke USL²⁵. Bovendien zijn ze gunstig op het gebied van onderhoud en boarding. Ondanks deze gunstige eigenschappen zijn er geen gepubliceerde rapporten van een rattenmodel van USLS-reparatie. Daarom is het doel om een protocol voor hysterectomie en USLS in de multiparous Lewis rat te beschrijven. Dit protocol zal gunstig zijn voor onderzoekers die de pathofysiologie en chirurgische componenten van POP willen bestuderen met behulp van dit toegankelijke diermodel.

Figuur 1: Verzakking van het bekkenorgaan. (A) De normale oriëntatie van organen in de peritoneale holte en (B) de dramatische orgaandescensie bij verzakking. Na hysterectomie herstelt (C) uterosacrale ligamentsuspensie de vagina en de omliggende structuren naar hun juiste anatomische positie. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Protocol

Volg alle richtlijnen van het Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) en verkrijg goedkeuring voor alle dierprocedures voordat u begint. Eisen voor aseptische chirurgietechniek zijn te vinden in De Gids26 en de Dierenwelzijnsregeling27. De studie werd goedgekeurd door de University of Virginia Institutional Animal Care and Use Committee protocolnummer 4332-11-20. Zorg voor multiparous (twee nest) vrouwelijke fokkers. Ratten moeten worden gehuisvest in een vivarium dat is geaccrediteerd door de American Association for the Accreditation of Laboratory Animal Care en ad libitum van voedsel en water wordt voorzien. Dieren in deze studie waren Lewis-ratten verkregen uit Charles River en waren tussen de 4 en 6 maanden oud om aan de vereiste van twee nesten te voldoen. Dieren werden gehouden op een licht-donker cyclus van 12 uur. 1. Bekkenorgaanverzakking herstel met behulp van uterosacrale ligamentsuspensie Uitrusting en chirurgische gebiedsvoorbereiding voor chirurgie bij levende dierenBereid het operatiegebied zo voor dat de operatieplaat wordt verwarmd tot 37 °C met behulp van recirculerende warmwaterverwarmingspads samen met een steriele waterdichte pad. Zorg voor steriliteit van de chirurgische plaat en het operatiegebied met behulp van een bleekmiddelvrij desinfectiemiddel gevolgd door een 70% ethanoldoekje. Gebruik autoclaafwarmtesterilisatie om alle autoclaafveilige benodigdheden te steriliseren, inclusief chirurgische instrumenten, chirurgische sponzen (gaas), wattenstaafjes en een wegwerpdoek. Zorg voor steriele verpakte chirurgische handschoenen. Verkrijg elektrische tondeuses, oogheelkundige zalf, ethanoldoekjes, wattenstaafjes en jodiumoplossing, samen met steriel verpakt scalpelmes en hechtingen, en plaats op de werkbank. Voorbereiding van dieren voor operaties met levende dierenPlaats het dier voorzichtig in een anesthesiekamer met 2% isofluraan en weeg het dier nadat het juiste anesthesievlak is bereikt. Een goede verdoving wordt bevestigd wanneer het dier niet reageert op een teenknijp. Plaats het dier op de operatieplaat in buikligging met de neus stevig in de anesthesiekegel die wordt geleverd met 2% isofluraan. Breng oogheelkundige zalf aan op elk van de ogen van de dieren. Dien opioïde analgeticum en NSAID-analgeticum subcutaan toe (Table of Materials). Plaats het dier in rugligging, zoals weergegeven in figuur 2, en scheer de buikvacht af van het xiphoid-proces tot aan de urethrale opening (8 cm x 4 cm). Steriliseer de buik met drie ladingen jodium en alcohol om de incisieplaats voor te bereiden.OPMERKING: Als scheren resulteert in bloedingen, bereik dan hemostase met druk voordat u de huid voorbereidt met jodium en alcoholvoorbereidingspad. Houd jodium op de huid gedurende 30 s. Als er geen chirurgische assistent beschikbaar is, deponeert u steriele benodigdheden en instrumenten op een steriele instrumentenbak, inclusief steriele wattenstaafjes, gordijnen, sponzen (gaas), chirurgisch mes, hechtingen en chirurgische marker (optioneel). Als er een chirurgische assistent beschikbaar is, kan deze stap worden weggelaten en kan de assistent de steriele instrumenten leveren na stap 1.3.1. Hysterectomie en uterosacrale ligamentsuspensie (USLS)Trek een operatiejas, hoofdbedekking, masker en steriele handschoenen aan. Drapeer het dier met een steriel veld en laat alleen de buik bloot. Maak een incisie van 7 cm langs de linea alba van net onder het xiphoid-proces naar de onderste tepellijn met behulp van een scalpelmesje. De incisie moet eindigen ~ 0,5-1,0 cm rostral van de urethrale opening. Maak vervolgens een incisie door de spierlaag eronder. Vermijd het bloedvat van de buikwand om bloedingen te voorkomen. Monteer het oprolmechanisme van de buik en inspecteer de buikholte (figuur 3A). Lokaliseer met behulp van een iristang voorzichtig de linker baarmoederhoorn. De baarmoeder bevindt zich diep in de darm, wat vaak de structuur is die het eerst wordt aangetroffen bij het betreden van de peritoneale holte. Het is gunstig om eerst de eierstok (figuur 3B) en het bijbehorende ovariële vetkussen te identificeren. Til de linker baarmoederhoorn voorzichtig op met een grijper of muggenklem en begin met hysterectomie door de hoorn onder de eierstok en eileider te ligeren met behulp van een muggenklem. De eierstokken zijn delicate structuren en worden gemakkelijk beschadigd of gedevasculariseerd met manipulatie. Wees voorzichtig bij het verhogen van de baarmoederhoorns; Grijp de hoorn op een veilige afstand van de eierstok om dit te bereiken. Ga verder met de hysterectomie door aangrenzende vasculatuur, bindweefsel en vet uit de baarmoederhoorn te klemmen en te trimmen met behulp van een microschaar. Klem het bindweefsel vast voordat het wordt verwijderd om het bloeden te verminderen. Plaats de klemmen zo dicht mogelijk bij de baarmoederinterface, helemaal tot aan de uterocervicale overgang (ook wel hoornbifurcatie genoemd). Klem over de baarmoederhoorn in de buurt van het punt van bifurcatie met behulp van een muggentang (figuur 4A-C). Snijd de ipsilaterale hoorn net cefalad naar de klem om bloedingen te voorkomen. Deze bevindt zich tussen de utero-cervicale overgang (net rostral naar de baarmoederhals) en het utero-tubale ligatiepunt. Het vaginale gewelf blijft na de hysterectomie (figuur 4D).OPMERKING: Vanwege het kleine kaliber van de rattenvaten was ligatie van de baarmoederstronken met een tijdelijke klem voldoende voor deze operatie. Deze techniek kan echter naar behoefte worden aangepast met afdichting van de steeltjes met elektrocauterie of hechtligatie. Herhaal stap 1.3.3-1.3.6 op de rechter baarmoederhoorn om een totale hysterectomie uit te voeren. Pas het oprolmechanisme van de buik aan om het onderste bekken bloot te leggen. Inspecteer het blootgestelde vaginale gewelf en de bekkenbodemondersteuning ligamentale en bindweefsels, die te zien zijn bevestigd aan de vagina en baarmoederhals. Identificeer indien mogelijk de urineleider bilateraal, die net mediaal is ten opzichte van de eierstokken. Identificeer de uterosacrale ligamenten28,29, weergegeven in figuur 5A, die kan worden gevonden bevestigd aan de baarmoederhals net onder de resterende stompen van de baarmoederhoorns (vaginale gewelf). Het ligament wordt getraceerd in een cefalad-mediale oriëntatie naar het heiligbeen. Gebruik een 3-0 polydiaxanon-hechting op een kleine, taps toelopende naald en plaats een steek door het linker uterosacrale ligament. Plaats de steek hoog op het ligament, dicht bij het heiligbeen. Trek aan de steek om ervoor te zorgen dat het het baarmoederslijmvlies heeft gevangen – de USL-structuur wordt in de baarmoederhals ingebracht met de oorsprong achter het rectum waar het zich aan het heiligbeen hecht. Nogmaals, identificeer de urineleider om ervoor te zorgen dat deze niet is opgenomen in of geknikt met de baarmoederosacrale steek. Passeer vervolgens de linker polydiaxanonsteek door het linkeraspect van het vaginale gewelf (figuur 5B), met zorg voor zowel de voorste als de achterste aspecten van de vaginale manchet. Herhaal de stappen om de USLS-procedure aan de rechterkant te voltooien. Meerdere hechtingen kunnen bilateraal worden geplaatst, indien gewenst. Zodra de baarmoedersacrale hechtingen bilateraal zijn geplaatst, bindt u de hechting stevig vast met behulp van een vierkante knoop, zoals weergegeven in figuur 5C, zodat het vaginale gewelf cefalad naar het heiligbeen wordt verhoogd; Hiermee is de uterosacrale ligamentsuspensie compleet. Het sluiten van de chirurgische wondVervang de buikinhoud terug in hun anatomische positie in de peritoneale holte. Sluit de diepe lagen van de buikwand (peritoneum, fascia, spier) met een continu hechtpatroon van 4-0 tot 6-0 polyglactine 910 of polydiaxanonhechting. Sluit de huid met een lopende subcuticulaire (of onderbroken) steek van 4-0 tot 6-0 polydiaxanon of polyglactine 910. Dien antibiotica subcutaan toe als dat nodig is voor profylaxe van chirurgische infectie. Voer postoperatieve monitoring uit totdat het dier voldoende bewustzijn heeft herwonnen om sternale lighouding te behouden. Breng het dier niet terug naar sociale huisvesting totdat het volledig is hersteld. Figuur 2: Voorbereiding van dieren op een levende operatie. Het verwijderen van vacht uit het gebied rond de incisieplaats is noodzakelijk voor een goede aseptische techniek. Het gebied dat wordt weergegeven in de panelen (A) en (B) zijn richtlijnen. Onderzoekers moeten voldoende haar verwijderen, zodat steriele instrumenten tijdens de operatie geen contact maken met haar. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken. Figuur 3: Behoud van de eierstokken. De baarmoederhoorns zijn meestal niet zichtbaar wanneer de buik voor het eerst wordt geopend, zoals weergegeven in (A). Zodra een hoorn is gelokaliseerd en gevolgd om (B) de eierstok en eileider te vinden waar ze verbinding maken met de hoorn, kan de bovenkant van de hoorn worden geklemd en de hoorn worden gescheiden om hysterectomie te beginnen. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken. Figuur 4: Het verwijderen van de baarmoederhoorns. Hysterectomie bij de rat omvat (A) beide baarmoederhoorns (B) geklemd op de uterocervicale overgang en (C) weggesneden. Het vaginale gewelf van elke hoorn blijft met de (D) cervicale / baarmoederstomp (pijl) die ze verbindt. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken. Figuur 5: Uterosacrale ligamentsuspensie. (A) Oriëntatie van de uterosacrale ligamenten ten opzichte van de gecreëerde vaginale gewelfstructuren. Bij het plaatsen van hechtingen voor de reparatie van de uterosacrale ligamentsuspensie (USLS), vangen (B) hechtingen het baarmoedervolgband op en passeren vervolgens zowel de voorste als de achterste aspecten van de vaginale manchet. (C) Bevestigd aan het uterosacrale ligament, is het vaginale gewelf nu verhoogd cefalad naar het heiligbeen. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken. 2. Uniaxiale trekproeven OPMERKING: Het testsysteem en de gebruikte software werden gebruikt volgens de richtlijnen van de fabrikant voor kalibratie en testen. Alle tests vonden plaats bij 22 °C. Voorbereiding van het specimenEuthanaseer de rat met behulp van een IACUC-goedgekeurde farmacologische procedure. Zorg voor de dood via secundaire fysieke methode. Hier werd CO 2-inhalatie gebruikt, gevolgd door een hartpunctie. Leg het vaginale gewelf bloot ter voorbereiding op mechanische trekproeven. Voer in de huidige studie trekproeven uit op inheemse uterosacrale ligamenten (controle), evenals op dieren die baarmoederosacrale ligamentsuspensie hadden ondergaan zoals hierboven beschreven (POP). Test ligamenten in situ 24 weken na de operatie. Een terminaal tijdspunt van minimaal 8 weken wordt voorgesteld om de volledige reabsorptie van de hechtingen mogelijk te maken.Maak na humane euthanasie een incisie langs de linea alba om de buik bloot te leggen. Begin met het ontleden van het vetweefsel totdat het vaginale gewelf zichtbaar is. Blijf de buikvetkussentjes ontleden totdat de intacte USL’s duidelijk zichtbaar zijn (controledieren, figuur 6A) of de overgang tussen het baarmoederslijmvlies en het vaginale gewelf zichtbaar is (POP-dieren, figuur 6C). Wees voorzichtig om niet aan de junctie te trekken om vetweefsel te verwijderen, maar gebruik zorgvuldige sneden met een microschaar om de consistentie tussen monsters te behouden. Meet met behulp van een flexibele liniaal de afstand tussen de baarmoederinbrenging (posterieur naar het rectum) en het vaginale gewelf. Deze waarde is de oorspronkelijke lengte van het weefsel.OPMERKING: De oorspronkelijke lengte van het weefsel, de meetlengte, voor controle-USL’s was 13,4 ± 0,5 mm, terwijl de meetlengte voor USL-reparatie 12,8 ± 0,4 mm bedroeg. Rijg navelstrengtape achter de intacte USL (controle, figuur 6B) of de USLS-junctie (POP, figuur 6D) zodanig dat het weefsel gecentreerd is op de navelstreng. Meet de hoogte en breedte van het weefsel waar het kruist met de navelstreng met behulp van digitale remklauwen. Deze waarden worden gebruikt om de dwarsdoorsnede te berekenen. Bevestig een grote compressieplaat (Table of Materials) via de basisadapter en plaats het dier zo dat het monster gecentreerd is onder de griphouder. TrekproevenProgrammeer het trektestregime in de software: voorbelasting, voorwaarde, trek naar storing. Dit volgt op eerdere bekkenbodem29 en voortplantingsweefsel30 mechanische testprotocollen. Stel het instrument in ter voorbereiding van trekproeven. Gebruik voor het huidige onderzoek een 10 N-loadcel, een 3D-geprinte greep en een basisadapter om een compressieplaat te bevestigen, zoals weergegeven in figuur 7.OPMERKING: Elke basisopstelling die de volledige grootte van het dier kan ondersteunen, is acceptabel. Gebruik een greep die de navelstreng stevig kan vasthouden. Een aangepaste 3D-geprinte houder en grip uit eerdere onderzoeken31,32 werd gebruikt in deze test. STL-bestanden werden opgenomen als aanvullende bestanden.Plaats het dier zodanig dat het monster onder de greep is gecentreerd (figuur 8A). Immobiliseer het bekkengebied rond het monster door het dier aan de plaat te bevestigen (figuur 8B). Laat de loadcel zo zakken dat de staarten van de navelstreng gemakkelijk de grip bereiken. Zet de navelstrengtape vast in de greep en laat de tape slap om manipulatie van het monster te voorkomen. Open de voorconditioneringstest in de software-interface en label de test met de voorbeeldnaam. Zorg ervoor dat de voorconditioneringsmethode de voorbelastingsstap bevat. Klik om de voorconditioneringstest te starten, waarbij het monster vooraf wordt geladen op 0,015 N. Zodra de voorbelastingskracht stabiel is, zal de test het monster gedurende 30 s conditioneren met een reksnelheid van 0,1 mm/s. Laat het weefsel 1 minuut rusten. Laad tijdens het wachten het pull-to-failure-testregime.OPMERKING: De voorbelastingskracht kan variëren afhankelijk van de beperkingen van het instrument en de testomstandigheden. Raadpleeg eerdere studies waarbij de gerapporteerde voorbelasting varieert van 0,015 N tot 0,1 N 29,33,34,35,36. Open het testregime dat is geprogrammeerd om naar een storing te trekken. Label de test met de voorbeeldnaam en klik op OK om naar het volgende venster te gaan. Voer de meetlengte van het monster in en klik vervolgens op Volgende om over te gaan naar de testpagina. Balanceer alles en klik op Start. Laat de test uitvoeren met een reksnelheid van 0,1 mm/s totdat het weefsel is uitgevallen. De test levert gegevens over de verplaatsing van de belasting op. Berekening van spanning, rek en modulus voor trekproevenBereken met behulp van de gegevens over de verplaatsing van de belasting, het doorsnedegebied en de meetlengte van het monster de spanning (MPa) en spanning (%) zoals eerder gerapporteerd 37,38,39,40,41. Gebruik vergelijking 1 en vergelijking 2 hieronder. Merk op dat het uitrekken van de tape tijdens het testen ook in deze berekeningen moet worden meegenomen. Vergelijking 1 Vergelijking 2Bereken uit de belasting-verplaatsingscurve (figuur 9A,D) de stijfheid (lineaire helling, N/mm) en de uiteindelijke belasting. Bereken op basis van de spanningsspanningscurve de raaklijnmodulus (lineaire helling, MPa) en de uiteindelijke spanning. Het lineaire gebied van de spanningsspanningscurve is genoteerd in figuur 9B,E met de berekende raaklijnmodulus van dit gebied weergegeven in figuur 9C,F voor beide experimentele groepen.OPMERKING: Voor zowel de stijfheid als de raaklijnmodulus identificeert u het lineaire gedeelte door een venster met punten te kiezen dat de R2-waarde maximaliseert voor een lineaire regressie37,41. Figuur 6: Monstervoorbereiding voor uniaxiale trekproeven. (A) De blootgestelde controle USL’s vóór (B) de navelstreng wordt achter het weefsel geregen. (C) USL-vaginale kluisverbinding na het volledig oplossen van de hechtingen met (B) de navelstrengband achter het weefsel geregen ter voorbereiding van trekproeven. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken. Figuur 7: Het mechanische testsysteem. (A) Het testsysteem in trektestmodus dat wordt gebruikt met (B) 3D-geprinte houder en (C) 3D-geprinte monstergreep, compleet met een getextureerde strip om de grip te verbeteren. Configuratie van de stukken weergegeven in paneel (D). Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken. Figuur 8: Opzet van de trekproef . (A) Het monster is gecentreerd onder de greep en de houder. B) Het dier en het weefsel dat het monster omringt, worden vóór het begin van de trekproef stilgelegd. Zoals te zien is op de inzetafbeelding, is het beveiligen van het omliggende weefsel essentieel om het weefsel van belang te isoleren. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken. Figuur 9: Voorbeeld van uitvoer en analyse van trekproefgegevens. (A) De belastingsverplaatsingscurve voor een controlemonster gevolgd door (B) de spanningsspanningsanalyse en (C) de helling van de lijncurve-fitvergelijking die de raaklijnmodulus in MPa weergeeft. (D-F) toont hetzelfde proces voor een USLS-monster. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Representative Results

Chirurgische haalbaarheid en uterosacrale hechtingsplaatsingEr waren geen intraoperatieve complicaties gerelateerd aan hysterectomie of uterosacrale ligamentsuspensie bij een van de dieren. Er was minimale bloeding tijdens het verwijderen van de baarmoederhoorns, op voorwaarde dat de aangrenzende vasculatuur voorafgaand aan de verwijdering werd geklemd. Beperkte bloedingen zorgden voor een goede visualisatie van de baarmoedersifale ligamenten voor hechtingsplaatsing en voorkwamen intra-operatieve darm-, rectum-, ureterale of blaasletsel. Na plaatsing van de hechtingen voorkwam de nieuw gevormde USL-vaginale gewelfverbinding beweging van de cervicale / baarmoederstomp zoals weergegeven in figuur 5C. Gedurende de eerste drie postoperatieve dagen werden de dieren dagelijks gecontroleerd en vervolgens tweewekelijks tot het einde van het experiment. Met de opioïde met verlengde afgifte en NSAID-analgetica toegediend op het moment van de operatie, bleken aanvullende pijnstillers onnodig te zijn. Op basis van onze ervaring met 16 dieroperaties (n = 8 voor zowel controle- als USLS-groepen), moet een gewichtsdaling worden verwacht in de eerste week na de operatie met een gemiddeld verlies van 5,7 ± 1,4% van het daggewicht van de operatie. Zoals verwacht, werden de ratten langzaam zwaarder in de daaropvolgende 23 weken, met een gemiddelde gewichtstoename van 15,1 ± 4,5% in de loop van het experiment. Mechanisch testen van de USLS reparatieOm de functionaliteit van de USLS-reparatie aan te tonen, werden uniaxiale trekproeven uitgevoerd. Na euthanasie van het dier op het gekozen postoperatieve tijdstip, 24 weken in deze studie, moet het operatiegebied zorgvuldig worden ontleed om de USL-vaginale kluisverbinding te visualiseren zoals weergegeven in figuur 6A. Vergeleken met andere methoden voor het testen van de USL’s van ratten samen met andere ondersteunende structuren en bekkenorganen29,42, is de hier beschreven methode de eerste die de USL van de rat op een geïsoleerde manier test. De navelstrengtape die in deze studie werd gebruikt, werd strategisch gekozen vanwege de flexibiliteit, omdat de tape-compliance minimale verstoring van het weefsel mogelijk maakte tijdens de voorbereiding van de trekproef. De gegevens over de verplaatsing van de belasting moeten daarom worden aangepast om rekening te houden met de kleine hoeveelheid rek die door de navelstrengband wordt bijgedragen. Figuur 9 geeft een voorbeeld van gegevens die zijn verkregen via trekproeven, terwijl figuur 9A een voorbeeld geeft van een typische spannings-rekplot. Rapportage van stress-stamgegevens wordt aanbevolen omdat deze informatie genormaliseerd is en onafhankelijk van de grootte van de monsters34 en beter kan worden vergeleken tussen studies. Voor het intacte uterosacrale ligament rapporteren we structurele eigenschappen zoals eindbelasting (2,9 ± 0,5 N) en stijfheid (0,4 ± 0,1 N/mm) evenals genormaliseerde materiaaleigenschappen zoals ultieme spanning (2,1 ± 0,4 MPa), ultieme spanning (1,6 ± 0,5) en raaklijnmodulus (4,0 ± 1,1 MPa). In de uniaxiale tests uitgevoerd op de voortplantingsorganen van ratten en al hun ondersteunende weefselverbindingen door Moalli et al., rapporteerden ze een uiteindelijke belasting bij falen (13,2 ± 1,1 N) en stijfheid (2,9 ± 0,9 N / mm) hoger dan de geïsoleerde USL29. Het werk van Moalli et al. en andere literatuur34,35 vermelden de hoge variabiliteit tussen geteste exemplaren zoals weergegeven in de hier gepresenteerde gegevens. Voor de reparatie van de uterosacrale ligamentsuspensie vonden we alle structurele materiaaleigenschappen (stijfheid, 0,33 ± 0,13 N / mm; uiteindelijke belasting, 2,6 ± 1,3 N) en genormaliseerde materiaaleigenschappen (ultieme spanning, 1,8 ± 0,7 MPa; uiteindelijke spanning 1,3 ± 0,3; tangensmodulus, 3,0 ± 0,9 MPa) lager dan die van de native USL.

Discussion

Het protocol valt op door verschillende voordelen. Voor zover wij weten, is het de eerste gepubliceerde beschrijving van USLS in het rattenmodel en zal het toekomstige onderzoekers reproduceerbare stappen bieden voor het uitvoeren van deze procedure in de onderzoeksomgeving. Ten tweede nemen we een nieuw protocol op voor trektesten van de native en chirurgische interface van de USL. Het trektestprotocol kan worden gebruikt in vergelijkbare studies die nieuwe weefselmanipulatiebenaderingen onderzoeken om inheemse weefselreparaties zoals USLS te vergroten. Bovendien is het rattenmodel zelf nuttig voor de studie van bekkenbodemaandoeningen vanwege het gebruiksgemak / boarden, de korte levensduur en de kostenefficiëntie in vergelijking met grotere diermodellen. Beperkingen van het protocol omvatten een onvermogen om een van de belangrijkste complicaties van USLS, ureterale knikken, te beoordelen. Desondanks hadden we in deze studie geen gevallen van vermoedelijk ureteraal letsel. Een andere overweging is dat de horizontale oriëntatie van het bekken, de verhouding tussen het kleine foetale hoofd-geboortekanaal en het ontbreken van spontane verzakking in het rattenmodel enige toepasbaarheid van resultaten op mensen beperken. Het gebruik van multiparous ratten is echter een kracht van deze studie, omdat dit de belangrijkste risicofactor is in de ontwikkeling van POP³.

De vaststelling van een succesvol protocol voor hysterectomie en USLS bij de Lewis-rat zal een nuttig hulpmiddel zijn voor toekomstige onderzoekers die chirurgische componenten van POP onderzoeken, terwijl de variabiliteit bij het testen van het mechanische gedrag van de USL wordt geminimaliseerd. Chirurgische diermodellen zijn gunstig omdat ze onderzoekers in staat stellen klinisch relevante experimenten te ontwerpen die pariteit, lichaamsmassa, ziekte en voeding^{controleren 34}, terwijl het ethische risico van initiële studie bij mensen wordt beperkt. Verder stellen gestandaardiseerde modellen voor POP onderzoekers in staat om de beperkingen van het verzamelen van menselijk weefsel te omzeilen. Met name de in dit protocol beschreven trekproefmethoden zullen consistentie tussen de studies mogelijk maken. Eerdere knaagdiermodellen testten de mechanische eigenschappen van het hele bekkengebied, waaronder de baarmoederhals, vagina en de meerdere bekkenondersteunende ligamenten^29,42. De hier beschreven methoden maken het mogelijk om de USL te meten op een manier die de inheemse spinale en cervicale aanhechtingen handhaaft. Opgemerkt moet worden dat de trekproefmethoden niet alleen de USL beoordelen, maar eerder de USL in combinatie met het inbrengen ervan op het heiligbeen en de baarmoederhals. Dit is een kracht van de studie omdat het de gebruikelijke in situ krachten weerspiegelt waaraan het ligament wordt blootgesteld. We erkennen dat het mechanische gedrag van het geïsoleerde ligament anders zou zijn als het ex vivo zou worden getest zonder zijn oorspronkelijke aanhechtingen. Dit geldt vooral omdat de rattenstructuren klein zijn en de haalbaarheid van het verzamelen van een monster dat geschikt is voor ex vivo testen beperken. De USL’s ervaren belasting in meerdere richtingen in situ, dus de uniaxiale aard van de test is een beperking, maar het gebruik van deze methode maakt zinvolle vergelijkingen mogelijk tussen eerdere studies van rat USL-mechanica^29,42. Hoewel er momenteel geen algemeen aanvaard standaard mechanisch testprotocol is, zal dit model een nuttig hulpmiddel zijn voor toekomstige weefselmanipulatiestudies in het veld.

Verschillende stappen die in dit protocol worden beschreven, zijn van cruciaal belang voor de gezondheid en het welzijn van de dieren, evenals de reproduceerbaarheid van de USLS-operatie en de daaropvolgende trekproeven. Ten eerste is het essentieel om zowel de pijnstillende als de ontstekingsremmende geneesmiddelen te verkrijgen die worden beschreven als de pijnstiller alleen bleek onvoldoende te zijn voor pijnbestrijding. Het profylactische antibioticum vermindert het risico op infectie van de operatieplaats en is de standaardzorg bij menselijke chirurgie. Met betrekking tot de USLS chirurgische procedure zijn het vermijden van schade aan de eierstokken en het minimaliseren van bloedverlies essentieel voor een succesvolle operatie. In de stappen 1.3.3 en 1.3.4 wordt beschreven hoe de bovenkant van de baarmoederhoorn wordt gescheiden van de aangrenzende eierstok; Er moet voor worden gezorgd dat deze dissectie aan de zijkant van de baarmoederhoorn wordt gehandhaafd om verstoring van delicate bloedvaten rond de eierstok te voorkomen, wat kan leiden tot overmatig bloeden. Van belang is dat andere onderzoekers hebben aangetoond dat de ovariële functie behouden blijft na verwijdering van de baarmoederhoorns⁴³. Bovendien, als de eierstokken worden verstoord of verwijderd, zal de algehele collageenfibrilarchitectuur worden verstoord, waardoor de mechanische eigenschappen van de weefsels veranderen^44,45. Zodra de baarmoederhoorn veilig is gescheiden van de eierstok, is er een duidelijk vlak van dissectie waardoor de baarmoederhoorn kan worden geïsoleerd van de omliggende vetkussentjes en vasculatuur. Ondanks het duidelijke vlak van dissectie, moeten de steeltjes langs de baarmoederhoorn worden vastgezet met een klem voorafgaand aan de transsectie met een microschaar. In tegenstelling tot de chirurgische praktijk bij mensen, hebben we ontdekt dat hechtligatie van de hysterectomie-pedikels onnodig is, omdat het klemmen van de pedikel voorafgaand aan de transsectie zorgt voor voldoende hemostase. Stap 1.3.6 van het protocol beschrijft dit zorgvuldige proces om bloedverlies te minimaliseren. Terwijl de hysterectomie wordt uitgevoerd, moet grote zorg worden besteed aan het identificeren van de urineleiders zoals vermeld in stap 1.3.6 en 1.3.8. Het begrijpen van de anatomische nabijheid van de urineleider is van cruciaal belang, omdat een van de meest voorkomende complicaties geassocieerd met de USL’s bij mensen ureterale schade is⁴⁶.

Tot slot presenteren we een nieuw protocol voor het uitvoeren van hysterectomie, uterosacrale ligamentsuspensie en trektesten van de USL in een rattenmodel. We verwachten dat onze bevindingen toekomstige fundamentele wetenschappelijke onderzoekers zullen helpen door een duidelijke, reproduceerbare beschrijving van deze procedures te geven en daardoor vooruitgang te boeken in het onderzoek naar bekkenorgaanprolaps.

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

We danken Prof. Silvia Blemker voor het gebruik van haar Instron en Prof. George Christ voor het gebruik van zijn chirurgische ruimte, evenals de 3D-geprinte houder en grip. Dit werk werd ondersteund door het UVA-Coulter Translational Research Partnership en de DoD (W81XWH-19-1-0157).

Materials

Alcohol prep pad	BD	326895
Artificial Tear Ointment	American Health Service Sales Corp	PH-PARALUBE-O
Bluehill software	Instron	Bluehill 3
Cavicide 1 disinfectant	Fisher Scientific	22 998 800
Compression platean	Instron	2501-163
Cotton swabs	Puritan Medical	806-WC
Gauze Sponge, 8-Ply	VWR	95038-728
Mosquito Forceps	Medline Industries	MMDS1222115
Needle Holder	Medline Industries	DYND04045
Operating Scissors, 5½", Sharp	American Health Service Sales Corp	4-222
Opioid Analgesic (Buprenorphine XR)	Fidelis Animal Health	Ethiqa XR	0.65 mg/kg SC Q72
NSAID Analgesic (Meloxicam SR)	Wildlife Pharmaceuticals, LLC	Meloxicam SR	1 mg/kg SC q72
PDS II, 3-0 Polydioxanone Suture, SH-1	Ethicon	Z316H
PDS II, 5-0 P olydioxanone Suture, RB-1	Ethicon	Z303H
Retractor	Medline Industries	MDS1862107
Scalpel Blade Stainless Surgical #10	Miltex	4-310
Scalpel Handle	Medline Industries	MDS15210
Scissor, Micro, Curved, 4.5"	Westcott	MDS0910311
Single Column Universal Testing System	Instron	5943 S3873	1 kN force capacity, 10 N load cell
Sterile Natural Rubber Latex Gloves	Accutech	91225075
Suture,Vicryl,6-0,P-3	Ethicon	J492G
Tape,Umbilical,Cotton,1/8X18"	Ethicon	U10T
Tension and Compression Load Cell	Instron	2530-10N	10N load cell (1 kgf, 2 lbf)
Veterinary surgical adhesive (skin glue)	Covetrus	31477

References

Olsen, A. L., et al. Epidemiology of surgically managed pelvic organ prolapse and urinary incontinence. Obstetrics and Gynecology. 89 (4), 501-506 (1997).
Wu, J. M., et al. Lifetime risk of stress urinary incontinence or pelvic organ prolapse surgery. Obstetrics and Gynecology. 123 (6), 1201-1206 (2014).
Kenton, K., Mueller, E. R. The global burden of female pelvic floor disorders. BJU International. 98, 1-7 (2006).
Herschorn, S. Female pelvic floor anatomy The pelvic floor, supporting structures, and pelvic organs. Reviews in Urology. 6, 2-10 (2004).
Jelovsek, J. E., Maher, C., Barber, M. D. Pelvic organ prolapse. The Lancet. 369 (9566), 1027-1038 (2007).
Campbell, R. M. The anatomy and histology of the sacrouterine ligaments. American Journal of Obstetrics and Gynecology. 59 (1), 1-12 (1950).
Reisenauer, C., et al. The role of smooth muscle in the pathogenesis of pelvic organ prolapse – An immunohistochemical and morphometric analysis of the cervical third of the uterosacral ligament. International Urogynecology Journal and Pelvic Floor Dysfunction. 19 (3), 383-389 (2008).
Lavelle, R. S., Christie, A. L., Alhalabi, F., Zimmern, P. E. Risk of prolapse recurrence after native tissue anterior vaginal suspension procedure with intermediate to long-term followup. Journal of Urology. 195 (4), 1014-1020 (2016).
Jelovsek, J. E., et al. Effect of uterosacral ligament suspension vs sacrospinous ligament fixation with or without perioperative behavioral therapy for pelvic organ vaginal prolapse on surgical outcomes and prolapse symptoms at 5 years in the OPTIMAL randomized clinical trial. JAMA – Journal of the American Medical Association. 319 (15), 1554-1565 (2018).
Bradley, M. S., et al. Vaginal uterosacral ligament suspension: A retrospective cohort of absorbable and permanent suture groups. Female Pelvic Medicine & Reconstructive Surgery. 24 (3), 207-212 (2018).
Cola, A., et al. Native-tissue prolapse repair: Efficacy and adverse effects of uterosacral ligaments suspension at 10-year follow up. International Journal of Gynecology and Obstetrics. , (2022).
Sung, V. W., Washington, B., Raker, C. A. Costs of ambulatory care related to female pelvic floor disorders in the United States. American Journal of Obstetrics and Gynecology. 202 (5), 1-4 (2010).
Subak, L. L., et al. Cost of pelvic organ prolapse surgery in the United States. Obstetrics and Gynecology. 98 (4), 646-651 (2001).
Siddiqui, N. Y., et al. Mesh sacrocolpopexy compared with native tissue vaginal repair: A systematic review and meta-analysis. Obstetrics & Gynecology. 125 (1), 44-55 (2015).
FDA takes action to protect women’s health, orders manufacturers of surgical mesh intended for transvaginal repair of pelvic organ prolapse to stop selling all devices. FDA News Release Available from: https://www.fda.gov/news-events/press-announcements/fda-takes-action-protect-womens-health-orders-manufacturers-surgical-mesh-intended-transvaginal (2019)
Brincat, C. A. Pelvic organ prolapse reconsidering treatment, innovation, and failure. JAMA – Journal of the American Medical Association. 322 (11), 1047-1048 (2019).
Cundiff, G. W. Surgical innovation and the US Food and Drug Administration. Female Pelvic Medicine & Reconstructive Surgery. 25 (4), 263-264 (2019).
Luchristt, D., Weidner, A. C., Siddiqui, N. Y. Urinary basement membrane graft-augmented sacrospinous ligament suspension: a description of technique and short-term outcomes. International Urogynecology Journal. 33 (5), 1347-1350 (2022).
Couri, B. M., et al. Animal models of female pelvic organ prolapse: Lessons learned. Expert Review of Obstetrics and Gynecology. 7 (3), 249-260 (2012).
Mori da Cunha, M. G. M. C., et al. Animal models for pelvic organ prolapse: systematic review. International Urogynecology Journal. 32 (6), 1331-1344 (2021).
Kasabwala, K., Goueli, R., Culligan, P. J. A live porcine model for robotic sacrocolpopexy training. International Urogynecology Journal. 30 (8), 1371-1375 (2019).
Mansoor, A., et al. Development of an ovine model for training in vaginal surgery for pelvic organ prolapse. International Urogynecology Journal. 28 (10), 1595-1597 (2017).
Liang, R., et al. Impact of prolapse meshes on the metabolism of vaginal extracellular matrix in rhesus macaque. American Journal of Obstetrics and Gynecology. 212 (2), 1-7 (2015).
Johannesson, L., et al. Preclinical report on allogeneic uterus transplantation in non-human primates. Human Reproduction. 28 (1), 189-198 (2013).
Iwanaga, R., et al. Comparative histology of mouse, rat, and human pelvic ligaments. International Urogynecology Journal. 27 (11), 1697-1704 (2016).
National Research Council. . Guide for the Care and Use of Laboratory Animals: Eighth Edition. , (2011).
Federal Animal Welfare Regulations. National Archives Available from: https://www.ecfr.gov/current/title-9/chapter-l/subchapter-A/part-2/subpart-C/section-2.31 (2022)
Ma, Y., et al. Knockdown of Hoxa11 in vivo in the uterosacral ligament and uterus of mice results in altered collagen and matrix metalloproteinase activity. Biology of Reproduction. 86 (4), 100 (2012).
Moalli, P. A., et al. A rat model to study the structural properties of the vagina and its supportive tissues. American Journal of Obstetrics and Gynecology. 192 (1), 80-88 (2005).
Yoshida, K., et al. Mechanics of cervical remodelling: Insights from rodent models of pregnancy. Interface Focus. 9 (5), 20190026 (2019).
Christ, G. J., Sharma, P., Hess, W., Bour, R. . Modular biofabrication platform for diverse tissue engineering applications and related method thereof. , (2020).
Smith, K., Christ, G. J. . Incorporation of in vitro double seeding for enhanced development of tissue engineered skeletal muscle implants. , (2019).
Becker, W. R., De Vita, R. Biaxial mechanical properties of swine uterosacral and cardinal ligaments. Biomechanics and Modeling in Mechanobiology. 14 (3), 549-560 (2015).
Donaldson, K., Huntington, A., De Vita, R. Mechanics of uterosacral ligaments: Current knowledge, existing gaps, and future directions. Annals of Biomedical Engineering. 49 (8), 1788-1804 (2021).
Baah-Dwomoh, A., McGuire, J., Tan, T., De Vita, R. Mechanical properties of female reproductive organs and supporting connective tissues: A review of the current state of knowledge. Applied Mechanics Reviews. 68 (6), 1-12 (2016).
Tan, T., Cholewa, N. M., Case, S. W., De Vita, R. Micro-structural and biaxial creep properties of the swine uterosacral-cardinal ligament complex. Annals of Biomedical Engineering. 44 (11), 3225-3237 (2016).
Kurtaliaj, I., Golman, M., Abraham, A. C., Thomopoulos, S. Biomechanical testing of murine tendons. Journal of Visualized Experiments. (152), e60280 (2019).
Griffin, M., et al. Biomechanical characterization of human soft tissues using indentation and tensile testing. Journal of Visualized Experiments. (118), e54872 (2016).
Feola, A., et al. Parity negatively impacts vaginal mechanical properties and collagen structure in rhesus macaques. American Journal of Obstetrics and Gynecology. 203 (6), 1-8 (2010).
Tan, T., et al. Histo-mechanical properties of the swine cardinal and uterosacral ligaments. Journal of the Mechanical Behavior of Biomedical Materials. 42, 129-137 (2015).
Abramowitch, S. D., Feola, A., Jallah, Z., Moalli, P. A. Tissue mechanics, animal models, and pelvic organ prolapse: A review. European Journal of Obstetrics and Gynecology and Reproductive Biology. 144, 146-158 (2009).
Lowder, J. L., et al. Adaptations of the rat vagina in pregnancy to accommodate delivery. Obstetrics and Gynecology. 109 (1), 128-135 (2007).
Koebele, S. V., et al. Hysterectomy uniquely impacts spatial memory in a rat model: A role for the nonpregnant uterus in cognitive processes. Endocrinology. 160 (1), 1-19 (2019).
Kafantari, H., et al. Structural alterations in rat skin and bone collagen fibrils induced by ovariectomy. Bone. 26 (4), 349-353 (2000).
Daghma, D. E. S., et al. Computational segmentation of collagen fibers in bone matrix indicates bone quality in ovariectomized rat spine. Journal of Bone and Mineral Metabolism. 36 (3), 297-306 (2018).
Manodoro, S., Frigerio, M., Milani, R., Spelzini, F. Tips and tricks for uterosacral ligament suspension: how to avoid ureteral injury. International Urogynecology Journal. 29 (1), 161-163 (2018).

Play Video

PDF

DOI

DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite This Article

Miller, B. J., Jones, B. K., Turner, J. S., Caliari, S. R., Vaughan, M. H. Development of a Uterosacral Ligament Suspension Rat Model. J. Vis. Exp. (186), e64311, doi:10.3791/64311 (2022).