הפרוטוקול הנוכחי מפרט את ההכנה וההדמיה של רקמה קבועה של נוטום דרוזופילה פופאל. זה יכול לשמש עבור רקמה שלמה או פצועה, ואת הארכיטקטורה המקורית של הרקמה נשמרת. ההליכים לניתוח, תיקון וצביעה מתוארים כולם במאמר זה.
הגלמים של Drosophila melanogaster אינם משותקים במשך מספר ימים במהלך מטמורפוזה, שבמהלכם הם מפתחים גוף חדש עם כסות בוגרת דקה ושקופה. חוסר התנועה והשקיפות שלהם הופכים אותם לאידיאליים לניסויים בהדמיה חיה in vivo . מחקרים רבים התמקדו במונולייה האפיתל הגבית של ה-pupal notum בגלל הנגישות שלו וגודלו הגדול יחסית. בנוסף למחקרים של מכניקת אפיתל והתפתחות, הנוטום היה רקמה אידיאלית לחקר ריפוי פצעים. לאחר פציעה, ניתן ללכוד את כל תהליך תיקון האפיתל על ידי הדמיה חיה במשך 6-12 שעות. למרות הפופולריות של ה-notum להדמיה חיה, מעט מאוד מחקרים שפורסמו השתמשו בדגימות נוטום קבועות. קיבוע וכתמים הם גישות נפוצות עבור כמעט כל רקמות Drosophila אחרות, תוך ניצול הרפרטואר הגדול של כתמים תאיים פשוטים ונוגדנים. עם זאת, ה-pupal notum שברירי ונוטה לסלסול ועיוות לאחר ההסרה מהגוף, מה שהופך אותו למאתגר להשלים הדמיה חיה. פרוטוקול זה מציע שיטה פשוטה לתיקון וכתם של ה-pupal notum, הן בשלמותו והן לאחר פציעת לייזר. בטכניקה זו, הצד הגחוני של הגלם מודבק כלפי מטה לכיסוי כדי לשתק את הגלם, והנוטום מוסר בקפידה, מקובע ומוכתם. אפיתל הנוטום מותקן על מגלשה או בין שני קליפים כדי להקל על ההדמיה מהצד הגבי או הגחוני של הרקמה.
ה-pupal notum של Drosophila melanogaster שימש יותר ויותר למחקרי הדמיה חיים בעשור האחרון מכיוון שהחיה היא גם חסרת תנועה וגם בעלת קוטיקולה שקופה בשלב זה 1,2,3,3,4,5,6,7. עם זאת, קשה לנתח ולתקן את ה-pupal notum, מה שמקשה על השלמת מחקרי הדמיה חיים עם צביעת נוגדנים ותאים. המטרה הכוללת של עבודה זו היא ליצור פרוטוקול הניתן לשחזור לניתוח ותיקון של ה-pupal notum עבור כתמי נוגדנים ותאים על דגימות חדשות או שצולמו בעבר בשידור חי.
כאשר הזחלים מתחילים מטמורפוזה, האפידרמיס מתרחק מציפורן הזחל, ויוצר מקרה pupal קשה8. תוכנית הגוף של הזחל מתפרקת, ותוכנית הגוף הבוגרת החדשה מפותחת. במהלך תקופה זו, הגלמים הם חסרי תנועה, מה שהופך אותם אידיאליים להדמיה חיה. אחת הרקמה הנפוצה היא ה-pupal notum, אפיתל חד-שכבתי בוגר שנוצר בבית החזה הגבי. הנוטום נגיש מבחינה ויזואלית לאחר כריתה פשוטה כדי להסיר את המקרה pupal9. לאחר מכן ניתן להרכיב את החיה כולה, וניתן לצלם את הנוטום בשידור חי במשך שעות או ימים, מה שהופך אותו לרקמה אידיאלית לחקר התנהגויות תאי אפיתל במהלך ההתפתחות, ההומאוסטזיס, ולאחר פציעת 10,11,12,13,14. עם זאת, הנוטום מאתגר לנתח ולתקן מכיוון שהוא שביר ומכוסה בציפורן בוגרת דקה ושקופה שהיא הידרופובית. זה צידוק הידרופובי עושה את זה נוטה סלסול בתמיסות מימיות כאשר מוסרים משאר הגוף. לפיכך, נתיחה וקיבוע של notum דווחו רק לעתים רחוקות והניתוחה אינה מתוארת לעתים קרובות 15,16,17,18. ללא פרוטוקול מפורט בספרות, קשה מאוד לחוקר דרוזופילה להשלים הדמיה חיה עם צביעה של גלמים.
טכניקה זו נועדה לשחזר ולתקן דגימות שצולמו בעבר בשידור חי, כולל אלה שנפצעו בלייזר. מכיוון שהדמיה חיה דורשת הסרה של מארז הפופל, טכניקת דיסקציה זו מתחילה בהסרת נרתיק הפופל הקדמי, בניגוד לפרוטוקולים קודמים שמצמידים או מנתחים גלמים בתוך מארז הפופאל 4,19,20. הנום הוא רקמה שברירית, ופציעה עלולה להחריף את שבריריותה. לכן, כדי לתמוך ברקמה עדינה זו, הכסות (האפיתל והציפורן הבוגר השקוף המחובר) של הנוטום וחלק מהראש והבטן מנותחים הרחק משאר הגלם בעודם שקועים תמיד בסביבה מימית. שיטה זו מפחיתה את הסבירות שהרקמה תסתלסל ותהיה בלתי שמישה. טכניקה זו הכתימה בהצלחה רקמת נוטום פצועה כבר ב-30 דקות לאחר הפציעה (איור 1E-H) וב-3 שעות לאחר הפציעה (איור 1I-L). פרוטוקול זה צפוי להיות יעיל למשך פיתוח נוטום או תיקון פצעים. הטכניקה הנוכחית תסייע לחוקרים המעוניינים לאחד את יכולות ההדמיה החיה של ה-pupal notum עם שפע הריאגנטים האימונוהיסטוכימיה הזמינים.
שלבים קריטיים
אופטימיזציה של שלושה שלבים תגדיל באופן דרמטי את ההצלחה של פרוטוקול זה. ראשית, בשלב 1.5, יש לחסוך עם דבק ההדבקה המוחל על הכיסוי. אם מוסיפים יותר מדי דבק דבק, הגלם יכול להיות דחוס בשכבה עבה של דבק מוצק, מה שיהפוך את הנתיחה לבלתי אפשרית, ואם היא מכסה את הנום עצמו, דבק הדבק יחסום את האור מהדגימה. שנית, במהלך שלבים 2.3-2.6, הקפידו להסיר רק את הכיפה העליונה של הנוטום, למעט כמה שיותר מהרקמה הצידית. אם תיכלל, הרקמה הצידית תידחס במהלך ההרכבה ותגרום לאמצע הנוטום להתכווץ פנימה, ולעתים קרובות תציב אותה מחוץ למרחק העבודה של מטרות צמצם מספריות גבוהות. שלישית, במהלך שלב הניקוי 2.9, יש לנקוט משנה זהירות שלא לפגוע באפיתל החד-שכבתי. אם לרקמה חסרים חלקים גדולים או שלא ניתן לזהות אות, סביר להניח ששלב זה אשם.
פתרון בעיות
גיליון 1: לאחר ההרכבה, הגלם מתרחק מהסרט הדו-צדדי במהלך הנתיחה. זוהי בעיה נפוצה, במיוחד למתחילים. התרופה הטובה ביותר היא להבטיח כי החלק החיצוני של מארז הגלמים יבש לחלוטין / נקי מפסולת מזון. הסרת מזון עם זוג מלקחיים קהים ומתן אפשרות למארז להתייבש באוויר במשך 10-15 דקות יעזרו לדבוק בקלטת. לחלופין, השתמש ביד הלא דומיננטית ובזוג מלקחיים קהים כדי להחזיק את הגלם כנגד הקלטת במהלך הניתוח. אם הבעיה נמשכת, מריחת טיפה קטנה של 5-10 μL של לק לציפורניים על בסיס הקצה האחורי של המארז ומתן אפשרות לו להתקשות בדרך כלל מספקת הידבקות מספקת מספיק הידבקות אפילו לבלתי נסבלים ביותר של הגלמים.
בעיה 2: נוטום קורס במהלך שלב 2.3, או שהפריצה הראשונית דרך הכסות אינה חלקה. אם קשה לפרוץ את הכסות, ייתכן שיש יותר מדי דבק דבק משלבי האימוביליזציה. הצבת הגלמים המנותחים בדבק פחות דביק תשפר את הבעיה. יתר על כן, ודא כי מספריים microdissection הם חדים. מספריים קהים לא יוכלו לחתוך לתוך הכסות ונוטים לגרום לה להתמוטט פנימה. ברגע שההמולימף נשפך מתוך הגלמים, ודא שאחד מלהבי החיתוך יכול להיכנס לגולם מבלי לגרום לנוטום להתעוות. אם הנוטום מתמוטט והלהב אינו נכנס לתוך הגלם, המשך לחתוך עד שהלהב נכנס לגלם.
גיליון 3: במהלך שלב 2.4, מספריים תופסים או גוררים את הכסות. אם המספריים מתחילים לתפוס או לגרור את הכסות, זה לעתים קרובות עוזר לעבור לצד הנגדי של הגלמים ולהמשיך ‘לשחרר’ את הכסות. מספריים זעירים קהים נוספים יקשו על השגת חתכים נקיים דרך הכסות, ויש להשתמש במספריים מחודדים.
בעיה 4: הדגימה נשאפת בטעות במהלך ההכתמה (שלבים 3.1-3.6). את הנוטום המנותח קשה לראות כי הוא שקוף. זה יכול להיות מועיל למקם גיליון כחול כהה או שחור מתחת לכיסוי כדי לספק ניגודיות (מתלה ישן למחזיק קצה פיפטה עובד היטב.) בנוסף, ניתן לבצע את כל השינויים בתמיסה תחת מיקרוסקופ דיסקציה.
בעיה 5: לא זוהה אות / אות מטושטש מזוהה. לאחר שלילת בעיות ספציפיות לכתם, אם לא זוהה אות או שהוא מטושטש, שלב 2.9 (ניקוי) הוא ככל הנראה האשם. אות נעדר או מטושטש יכול לנבוע מנזק והסרה של רקמת האפיתל במהלך הניקוי. לעומת זאת, אות גרוע יכול להיגרם על ידי חסימה מפסי השרירים / תאי גוף השומן אם הם לא מוסרים, מכיוון שהם יכולים להגביל את פיזור הכתמים והנוגדנים לנוטום ביחס לרקמה הסובבת. אם הרקמה פגומה, להיות עדין יותר במהלך הניקוי הוא הפתרון הטוב ביותר. אם, במקום זאת, הכתם גלוי אך מטושטש, מומלץ להגדיל את המרץ / הזמן המוקדש לשלב הניקוי כדי להסיר כמה שיותר מהשרירים והגוף השמן. יתר על כן, הגדלת משך הכתם יכולה לעזור לפתור בעיה זו עם ניקוי טוב יותר.
בעיה 6: לרקמת הנוטום יש מראה מעוות/מקומט במהלך ההדמיה. עיקום והתפתלות של הרקמה מגיעים משני מקורות. ראשית, דחיסת הנוטום במהלך ההרכבה תגרום לו להתכווץ ולהתעוות. הפתרון הטוב ביותר הוא להסיר כמה שיותר מהרקמות הצדדיות כך שהכיפה תהיה קצרה ככל האפשר ויכולה להתאים בין מרווחי הכיסוי. שנית, אם הנוטום כפוף במהלך הנתיחה, כיפוף זה לא יתיישר במהלך ההרכבה, ולכן יש לנקוט משנה זהירות כדי לא לעקם את הנום במהלך הנתיחה. כיפוף מקרי של הנוטום נפוץ ביותר בעת חיתוך הכסות משאר הגלמים. מפתה להחזיק את מספריים דיסקציה בזווית יחסית לגלמים במקום לשמור אותם במישור הדגימה כגלמים. עם זאת, מספריים זוויתיים גורמים לכסות לחגור כלפי מעלה כאשר הם נחתכים במקום להישאר שטוחים.
שיטות קיימות, מגבלות ויישומים עתידיים
Wang et al.20 דיווחו על פרוטוקול דיסקציה דומה לבידוד אפיתל pupal. טכניקה זו דורשת שהגלם יישאר בתוך המארז שלו וייחתך במהירות עם אזמל. פרוטוקול זה אינו תואם לדגימות שצולמו בעבר בשידור חי, מכיוון שהדמיה חיה דורשת הסרה של חלק גדול ממקרה הפופל. מכיוון שהגלמים חסרים קשיחות, ביזקציה של pupal מחוץ למקרה עיצבה את הרקמה, מה שנתן השראה ליצירת פרוטוקול זה. הטכניקה המפורטת כאן מאפשרת בידוד וקיבוע של הנוטום, והיא יכולה לשמש כצעד ראשון למגוון רחב של שיטות אחרות כגון קריוזקציה, הכלאה באתרה או מיקרוסקופיית אלקטרונים.
לטכניקה זו יש כמה מגבלות. ראשית, ניתוח, תיקון וכתם של הנוטום גוזלים זמן רב יותר מאשר הדמיה חיה של חלבונים המתויגים באופן פלואורסצנטי בנוטום, מה שדורש רק דיסקציה פשוטה כדי להסיר את מקרה הפופל 9,23. שנית, בהשוואה לנתחות של רקמות דרוזופילה אחרות, דיסקציה זו קשה יותר בגלל הרקמה הדקה והשברירית והקוטיקולה ההידרופובית. עבור פשוט הדמיה של חלבונים ב– Drosophila epithelia, אימונוהיסטוכימיה על עוברים קבועים, דיסקיות כנף זחל או שחלות היא קלה יותר. עם זאת, טכניקה זו מאפשרת לשלב את כוחה של הדמיה חיה עם קיבוע וצביעה, מה שהופך אותה לכלי רב עוצמה לאחר שליטה.
לטכניקת דיסקציה/קיבוע יש כמה יתרונות על פני הדמיה חיה. ניתן לפתור טוב יותר מבנים בסיסיים (פנימיים) באמצעות מבט בסיסי (איור 5L,J). והכי חשוב, הדמיה חיה מוגבלת לפלואורופורים שחייבים להיות מסופקים גנטית, ולעתים קרובות דורשים תוכניות חצייה גנטיות ארוכות. לעומת זאת, הפרוטוקול הנוכחי מאפשר יישום של כתמים, אימונוהיסטוכימיה, וטכניקות אחרות הדורשות דיסקציה וקיבוע. זה מגדיל באופן דרמטי את מספר האותות הנחקרים ברקמה תוך שהוא עלול לקצר את הזמן לתוצאות הניסוי.
The authors have nothing to disclose.
המחברים רוצים להודות לד”ר מ. שיין האטסון על הקמת מערכת אבלציה בלייזר המשמשת לפציעת פופאל ועל תרומתו למשוב על פיתוח הפרוטוקול ומשוב עליו. עבודה זו נתמכה על ידי 1R01GM130130 ל- APM ו- M. Shane Hutson. JW נתמך על ידי 2T32HD007502-21.
½” Scotch Permanent Double-Sided tape | Scotch 3M | 665 | |
0.1-10 µL uTIP pipette tip | Biotix | M-0011-9FC | |
22 x 22 mm No. 0 thickness coverslips | Thomas Scientific | 1207Z28 | |
24 x 60 mm coverslip | Corning | 2980-246 | |
3M VetBond | 3M | 1469SB | Called "adhesive glue" in protocol |
Anti-FasIII primary Mouse IgG2a | Developmental Studies Hybridoma Bank | 7G10 | |
Calcium Chloride | Fisher Chemical | c79-500 | |
Cy3-conjugated AffiniPure Goat Anti-Mouse IgG2a | Jackson ImmunoResearch | 115-165-206 | |
DAPI | Sigma Aldrich | D9542-1mg | |
Dumont #5 Fine Tip Forceps | Fine Science Tools | No. 11254-20 | |
Dumont #5 Fine Tip Forceps: Blunt | Fine Science Tools | No. 11254-20 | Heavily used and unsharpened forceps, or dulled with a whetstone |
Fisherbrand Double frosted microscope slides | Fisher Scientific | 22-034-486 | |
Fluorescent Light Source | Lumencor | Celesta 90-10512 | |
Fly Stock: EGFP-tagged Histone H2A | Bloomington Drosophila Stock Center | 24163 | |
Fly Vial Foam Plugs "Flugs" | Genesee Scientific | 49-101 | |
Humidified Chamber: Foil-wrapped small container lined with filter paper saturated with water | Cole-Parmer | 759075D | A great humidified chamber can be made from the styrofoam box containing Cole-Parmer cuvettes, 759075D, filled with 50 ml water. |
KimWipe | KimTech | 34155 | Called "Absorbent Tissue" in protocol |
Nikon Ti2 Eclipse | Nikon | Eclipse Ti2-E | |
NIS Elements Software | Nikon | AR | |
Parafilm | Pechiney Plastic Packaging | PM-996 | |
Paraformaldehyde (PFA) 16% | Ted Pella, Inc | 18505 | |
Plastic Vials | Genesee Scientific | 32-114 | |
Sodium Azide (NaN3) | Fisher Scientific | 19038-1000 | |
Stereo Microdissection Scope | Carl Zeiss | STEMI 2000 | |
Vannas Spring Scissors | Fine Science Tools | 15000-00 | New or freshly sharpened scissors |
Vecta Shield | Vector Laboratories | H-1000 | Called " antifade mounting medium" in protocol |
Vecta Shield with DAPI | Vector Laboratories | H-1200 | Not ideal for pupal notum. |
X-Light V2 Spinning Disc | Crest Optics | V2 L-FOV |