우리는 암성 비뇨생식기 세포로부터 기원되는 세포밖 소포(EVs)의 분리 및 동결 파쇄를 위한 프로토콜을 제시한다. 동결 파괴 기술은 EV의 직경과 모양, 그리고 EV 멤브레인의 내부 조직을 독특한 특징으로 드러냈다. 이는 EV가 수신자 멤브레인과 어떻게 상호 작용하는지 이해하는 데 매우 중요합니다.
세포밖 소포(EVs)는 세포로부터 세포외 공간으로 방출되는 막-제한 구조이며 세포간 통신에 연루된다. EV는 소포의 세 개체군, 즉 마이크로베시클 (MV), 엑소좀 및 아폽토시스 체로 구성됩니다. EVs의 제한 막은 수용자 세포와의 상호 작용에 결정적으로 관여하며, 이는 생물학적 활성 분자를 수용자 세포로 전달하고 결과적으로 그들의 행동에 영향을 줄 수 있습니다. 동결 골절 전자 현미경 기술은 생물학적 막의 내부 조직을 연구하는 데 사용됩니다. 여기에서는 배양된 암 비뇨생식기 세포로부터 MV를 분리하고 MV의 동결 파괴를 급속 동결, 파쇄, 복제본 제작 및 세척하는 단계, 투과 전자 현미경으로 분석하는 프로토콜을 제시합니다. 결과는 분리를 위한 프로토콜이 MVs의 모양 및 크기에 상응하는 EVs의 균질한 집단을 산출한다는 것을 보여준다. 막내 입자는 주로 제한적인 막의 원형질 면에서 발견된다. 따라서 동결 골절은 MV의 직경, 모양 및 막 단백질의 분포를 특성화하기 위해 선택한 기술입니다. 제시된 프로토콜은 EV의 다른 집단에 적용 가능하다.
세포밖 소포 (EVs)는 세포로부터 세포외 공간으로 방출되는 막 제한 소포이다. EV의 세 가지 주요 개체군은 엑소좀, 마이크로베시클 (MV) 및 세포사멸체이며, 기원, 크기 및 분자 구성 1,2,3이 다릅니다. EVs의 조성은 공여체 세포의 분자 프로파일과 그의 생리학적 상태 (즉, 건강 또는 병에 걸린 상태)4,5를 반영한다. 이것은 EV에게 인간 질병의 진단, 예후 및 치료에 엄청난 잠재력을 부여하며, 개인화 된 의학 6,7,8에 사용하기위한 유망한 의료 응용 프로그램을 가지고 있습니다.
EV는 세포 간 통신의 중재자입니다. 그들은 생물학적 활성 단백질, 지질 및 RNA를 함유하고 있으며, 이는 수용자 세포의 생물학적 과정을 방해하고 그 행동을 바꿀 수 있습니다 9,10. 그러나, EV 제한 막의 조성은 수용자 세포막과의 상호작용에 결정적이다.
EV의 공급원은 체액과 컨디셔닝 배양 배지입니다. EV 집단을 분리하기 위해서는 적절한 분리 기술이 사용되어야 한다. 예를 들어, 10,000 × g에서 원심분리하면 MVs가 농축된 분획을 산출하는 반면, ≥100,000 ×g의 원심력은 엑소좀11,12로 농축된 분획을 산출한다. EV의 분리된 분율은 순도, 크기 및 모양 측면에서 검증되어야 합니다. 이를 위해 2018 년 국제 세포 밖 소포 학회 (International Society for Extracellular Vesicles)는 전자 현미경, 원자력 현미경 및 광 현미경 기반 초해상도 현미경13의 세 가지 종류의 고해상도 이미징 기술을 권장했습니다. 이러한 기술 중 어느 것도 EV 멤브레인 내부에 대한 정보를 제공 할 수 없습니다.
동결 파괴 전자 현미경 검사는 냉동 된 시편을 깨뜨려 내부 구조를 드러내는 기술로, 특히 멤브레인 내부를 볼 수 있습니다. 샘플 준비의 단계는 (1) 급속 동결, (2) 파쇄, (3) 복제본 제작, 및 (4) 복제본 세척(14)이다. 단계 1에서, 샘플은 (임의로) 화학적으로 고정되고, 글리세롤로 동결보호되고, 액체 프레온에서 냉동된다. 단계 2에서, 동결된 시편은 동결 파괴 유닛에서 파단되고, 이는 막 이중층의 내부를 노출시킨다. 단계 3에서, 노출된 파단된 면들은 백금(Pt) 및 탄소(C)로 그림자를 드리워 복제본을 생성한다. 단계 4에서, 유기 물질은 제거된다. 복제물은 투과 전자 현미경 (TEM)에서 분석된다. 현미경 사진의 정확한 해석을 위해서는 적절한 방향14,15에 대한 지침을 따라야합니다. 간략하게, 현미경 사진에서 그림자의 방향은 현미경 사진을 배향시키고(즉, Pt 섀도잉의 방향을 결정하기 위해), 결과적으로 볼록하고 오목한 형상을 결정하기 위한 참조이다(그림 1). 막 이중층의 골절 된 얼굴이라고 불리는 두 개의 내부 뷰는 동결 파쇄에 의해 막을 분할 한 결과로 볼 수 있습니다 : 원형질 얼굴 (P-face)과 외인성 얼굴 (E-face). P-페이스는 세포 원형질에 인접한 막 전단지를 나타내고, E-face는 세포외 공간에 인접한 막 전단지를 나타낸다. 일체형 막 단백질과 이들의 연관성은 막내 입자(14,15)를 돌출하는 것으로 보인다.
여기서, 목표는 MVs를 그들의 제한 멤브레인의 크기, 모양 및 구조 측면에서 특성화하기 위해 동결 파괴 기술을 적용하는 것이다. 여기에서, 우리는 인간 침습성 방광 암 비뇨생식기 세포로부터 기원되는 MVs의 분리 및 동결 파쇄를 위한 프로토콜을 제시한다.
MV 또는 격리 된 EV의 다른 집단의 특성화는 “omics”연구 또는 기능 연구11,18과 같은 다운 스트림 분석을 시작하기 전에 시작하는 것이 가장 중요합니다. 본원에서, 인간 침습성 방광암 비뇨생식기 T24 세포로부터의 EVs를 원심분리에 의해 단리하고, 동결파괴 전자 현미경에 의한 분석을 위해 제공된 프로토콜에 따라, 단리된 분획이 MVs11,13에서 풍부하다는 것을 입증하였다. MVs의 분리에는 세포 파편이나 소기관이 없었으며 성공적인 분리 및 정제 프로토콜을 확인했습니다.
프로토콜의 중요한 단계인 화학적 고정과 동결의 조합은 EV(12)의 구형 형상을 유지하였다. 그러나, 동결 파쇄(17)에 의해 EV 직경을 평가할 때는 주의가 필요하다. 골절이 샘플을 무작위로 통과하기 때문에 MV 멤브레인은 적도 및 비 적도 평면으로 분할됩니다. 동결 파단 및 그림자 표본의 이미지를 분석하기위한 엄격한 방법을 제공하기 위해 Hallett et al.은 평균 소포 직경이 이미지17의 실제 소포 직경의 4/π 배임을 보여주었습니다. 이를 고려하여, T24 세포로부터의 EVs는 304 nm의 직경을 갖는 것으로 계산되었으며, 이는 MV의 이론적 크기 분포 범위인 100-1000 nm19에 적합하다.
동결 파쇄는 EV를 시각화하기 위해 가장 광범위하게 사용되는 TEM 기술인 음성 염색을 보완 할 수 있습니다. 음성 염색에 의해, 샘플은 일반적으로 화학적으로 고정되고, 건조되고, TEM 그리드에 부착되고, 우라닐 용액과 대조된다. 지원 매체가 없으면 EV가 붕괴되는 경향이 있으므로 컵 모양의 모양이됩니다. 동결 파쇄에 의해, 우리는 MV가 세포외 공간과 체액(12)에서 그들의 형태를 반영하는 구체들임을 보여준다. 이에 의해, 우리의 결과는 또한 냉동 초박형 섹션20에서 EV의 관찰과 일치합니다.
동결 파괴 기술의 중요한 장점은 EV가 수용자 멤브레인을 표적으로 삼고 상호 작용하는 방식을 이해하는 핵심 요소인 제한 멤브레인의 내부 조직을 해결할 수 있는 능력입니다. 여기에서, 우리는 MV의 멤브레인을 분석했지만, 동결 파쇄는 EV의 다른 집단의 막 조직을 나타낼 수 있습니다. MVs는 원형질막 출아에 의해 형성되고; 따라서, 원형질막 단백질 및 단백질 클러스터는 MV 막에서 발견될 것으로 예상된다. 우리의 결과는 T24 세포의 MV가 막내 입자를 함유하여 필수적인 막 단백질을 제시한다는 것을 뒷받침했습니다. E-face와 P-face 사이의 입자 분포에 기초하여, MVs에서 관찰된 입자가 비뇨생식기 세포 특이적21,24인 막횡단 단백질 우로플라킨일 것으로 예상하는 것이 합리적이다. 관찰된 입자는 희소하였고, 이는 비뇨생식기 발암 동안 우로플라킨의 감소를 보고한 이전 연구에 따른것이다 21,22,23. 그러나, MV 막의 단백질 조성을 더 조사하기 위해, 동결-파괴 복제 면역-표지(FRIL) 기술의 사용이 권장된다. FRIL은 제시된 동결 파괴 기술의 업그레이드이며 항체 인식24,25에 의해 복제본에서 단백질의 동일성을 밝히는 데 전념하고 있습니다. 요약하면, 동결 파괴 기술은 단리된 EV 분획의 형상, 크기 및 순도뿐만 아니라 EV 제한 멤브레인의 특성화에 적합한 전자 현미경 기술이다. 제시된 프로토콜은 또한 분리된 EV들의 다른 집단들의 평가를 위해 사용될 수 있다; 따라서, 동결 파쇄 기술은 EV 제한 막의 조직을 탐구하는 연구를위한 국제 세포 밖 소포 학회 지침에 포함시킬 가치가 있습니다.
The authors have nothing to disclose.
이 연구는 슬로베니아 연구 기관 (연구 핵심 자금 없음)에 의해 자금 지원되었다. P3-0108 및 프로젝트 J7-2594) 및 MRIC UL IP-0510 인프라 프로그램. 이 연구는 COST (유럽 과학 기술 협력)의 지원을 받아 주산기 유도체에 대한 연구를 치료 접근법 (SPRINT)으로 번역하기위한 COST Action CA17116 국제 네트워크에 기여합니다. 저자는 세포 배양 및 샘플 준비에 대한 기술적 도움을 주신 Linda Štrus, Sanja Čabraja, Nada Pavlica Dubarič 및 Sabina Železnik에게 감사 드리며 Marko Vogrinc, Ota Širca Roš 및 Nejc Debevec에게 비디오 준비에 기술적 인 도움을 주신 것에 대해 감사드립니다.
A-DMEM | ThermoFisher Scientific, USA | 12491015 | |
Balzers freeze-fracture device | Balzers AG, Liechtenstein | Balzers BAF 200 | |
Centrifuge | Eppendorf, Germany | model 5810R | |
CO2 incubator HeraCell | Heraues, Germany | ||
Copper carriers | Balzers | BB 113 142-2 | 100+ mesh |
Copper grids | SPI, United States | 2010C | |
Culture flask T75 | TPP, Switzerland | growing surface 75 cm2 | |
F12 (HAM) | Sigma-Aldrich, Germany | 21765029 | |
FBS | Gibco, Life Technologies, USA | 10500064 | |
Glazed Porcelain Plate 6 Well | Fischer Sientific, United States | 50-949-072 | |
Glycerol | Kemika, Croatia | 711901 | final concentration 30 % (v/v) |
Glutaradehyde | Serva, Germany | 23114.01 | final concentration 2.5 % (v/v) |
GlutaMAX | Gibco, Life Technologies | 35050-079 | final concentration 4 mM |
Penicillin | Gibco, Life Technologies | 15140163 | final concentration 100 U/ml |
Phase-contast inverted microscope | Nikon, Japan | model Eclipse | |
Rotor | Eppendorf, Germany | A 4-44 | |
Rotor | Eppendorf, Germany | F-34-6-38 | |
Serological pipetts | TPP, Switzerland | 50mL volume | |
Sodium hypochloride solution in water | Carlo Erba, Italy | 481181 | |
Stereomicroscope | Leica, Germany | ||
Streptomycin | Gibco, Life Technologies | 35050038 | final concentration 100 mg/mL |
Transmission electron microscope | Philips, The Netherlands | model CM100 | working at 80 kV |
Tweezers | SPI, United States |