JoVE Journal > Biochemistry
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
생화학

שינוי כימי של שאריות טריפטופן ב- Ca רקומביננטיCa 2 +-ATPase N-דומיין לחקר טריפטופן-ANS FRET

Published: October 09, 2021
doi:
10.3791/62770
,
1Instituto de Física,Universidad Autónoma de San Luis Potosí

Summary

ANS נקשר לתחום N רקומביננטי של Ca2+ATPase. ספקטרום פלואורסצנטי מציג תבנית דמוית FRET עם עירור באורך גל של 295 ננומטר. שינוי כימי בתיווך NBS של Trp מרווה את הפלואורסצנטיות של N-domain, מה שמוביל להיעדר העברת אנרגיה (FRET) בין שאריות Trp ו- ANS.

Abstract

הסרקו/אנדופלסמי רטיקולום Ca2+-ATPase (SERCA) הוא ATPase מסוג P שהתגבש בקונפורמציות שונות. מידע פונקציונלי מפורט ניתן בכל זאת לקבל מתחומים רקומביננטיים מבודדים. הדומיין המהונדס (Trp552Leu ו- Tyr587Trp) רקומביננטי נוקלאוטיד מחייב תחום (N-domain) מציג פלואורסצנטיות מרווה על כריכת ליגנד. פלואורופור חיצוני, כלומר, 8-אנילינו-1-נפטלין סולפונט (ANS), נקשר לאתר כריכת הנוקלאוטידים באמצעות אינטראקציות אלקטרוסטטיות והידרופוביות עם שאריות ארג, שלו, עלא, לאו ו-Phe. כריכת ANS מעידה על העלייה בעוצמת הפלואורסצנטיות כאשר נרגשים באורך גל (λ) של 370 ננומטר. עם זאת, כאשר נרגשים ב λ של 295 ננומטר, העלייה בעוצמת הפלואורסצנטיות נראה מצמיד את מרווה של פלואורסצנטיות מהותית N-תחום. ספקטרום פלואורסצנטי מציג תבנית דמוית העברת אנרגיית תהודה של Föster (FRET), ובכך מרמז על נוכחות של זוג Trp-ANS FRET, שנראה נתמך על ידי המרחק הקצר (~ 20 Å) בין Tyr587Trp ו- ANS. מחקר זה מתאר ניתוח של זוג Trp-ANS FRET על ידי שינוי כימי Trp (ומרווה פלואורסצנטיות) המתווך על ידי N-bromosuccinimide (NBS). בתחום N שונה כימית, פלואורסצנטיות ANS גדל כאשר נרגש ב λ של 295 ננומטר, בדומה כאשר נרגש ב λ של 370 ננומטר. לפיכך, שינוי כימי בתיווך NBS של שאריות Trp יכול לשמש כדי לחקור את היעדר FRET בין Trp ו ANS. בהיעדר פלואורסצנטיות Trp, אין לראות עלייה בפלואורסצנטיות ANS. השינוי הכימי של שאריות Trp בחלבונים על ידי NBS עשוי להיות שימושי לבדיקת FRET בין שאריות Trp שקרובות ל- ANS הכבול. סביר להניח כי ניתן יהיה להשתמש ב- Assay זה גם בעת שימוש בפלואורופורים אחרים.

Introduction

העברת אנרגיית התהודה של Föster (FRET) הפכה לטכניקה סטנדרטית לקביעת המרחק בין מבנים מולקולריים לאחר כריכה או אינטראקציה במבנה החלבון ובמחקריפונקציות 1,2,3,4. ב- ATPases מסוג P, FRET שימש כדי לחקור את המבנה והתפקוד של רטיקולום סרקו-אנדופלסמי Ca2 +– ATPase (SERCA)2,5,6,7,8, למשל, תנודות מבניות במהלך המחזור הקטליטי נותחו בחלבון כולו על ידי FRET7.

תורמי FRET הם מגוונים, והם נעים בין מולקולות פלואורסצנטיות קטנות (קיצוניות) לחלבונים פלואורסצנטיים9,10. שאריות טריפטופן (Trp) (בשל הפלואורסצנטיות שלהם) שימושיות לזיהוי שינויים מבניים ברצפי חומצות אמינו חלבוניות11,12. עוצמת הפלואורסצנטיות של Trp תלויה באופן משמעותי בקוטביות שלסביבתו 13,14. כריכת ליגנד מייצרת בדרך כלל סידורים מבניים בחלבונים/אנזימים15,16. אם Trp קיים או ממוקם קרוב לאתר כריכת החלבון, תנודות מבניות משפיעות לעתים קרובות על מידת החשיפה ל- Trp למדיה מימית13,14; לכן, השינוי בקוטביות גורם להרוות את עוצמת הפלואורסצנטיות של Trp13,14. לפיכך, המאפיין הפלואורסצנטי של Trp שימושי לביצוע מחקרי כריכת ליגנד עבור אנזימים. תופעות פיזיות אחרות עלולות גם להוביל לפלואורסצנטיות של Trp המשתוות17,18,19,20, למשל, FRET ושינויים בקוטביות בינונית. העברת אנרגיה מהמצב הנרגש של Trp לפלורופור יש גם יישומים פוטנציאליים, למשל, קביעת זיקה של ליגנדים קטנים בחלבונים21. ואכן, Trp שימש בעיקר כתורם פלואורסצנטי במחקרי FRET בחלבונים22,23,24, למשל, במחקרי טרביום (Tb3+) FRET, שאריות Trp משמש לעתים קרובות כאנטנה להעברת אנרגיה ל- Tb3 +25,26,27. Trp מציג יתרונות שונים על פני תורמי FRET אחרים בשל אופיו המכונן המובנה במבנה החלבון, אשר מבטל את הצורך בתהליכי הכנה שעשויים להשפיע על התפקוד / המבנה של החלבון הנחקר24. לכן, זיהוי של ריקבון קרינה (העברת אנרגיה ושינויים בקוטביות הבינונית הנגרמים על ידי סידורים מבניים של חלבון) חשוב להסיק מסקנות מדויקות לגבי כריכת ליגנד במחקרים מבניים חלבונים13,14,19,28.

במחקרים מבניים חלבון, פלואורופור חיצוני, כלומר, 8-אנילינו-1-נפטלין סולפונט (ANS), שימש בעיקר בניסויים הקשורים קיפול חלבון / התגלגלות28,29. ANS נקשר חלבונים / אנזימים במדינת האם, בדרך כלל באתרים מחייבים שלמצעים 31,32,33; עלייה בתפוקה קוונטית פלואורסצנטית ANS (ΦF) (כלומר, עלייה בעוצמת הפלואורסצנטיות) מושרה על ידי מרגש את החלבון ב λ = 370 ננומטר כאשר אינטראקציות מתאימות של ANS עם ארג ושאריות שלו בכיסים הידרופוביים להתרחש34,35,36,37. במחקרים שונים, דווח על התרחשותו של FRET (כאשר מרגש ב λ בתוך 280-295 ננומטר) בין שאריות Trp (תורמים) ו- ANS (מקבל), אשר מבוסס על הדברים הבאים: 1) חפיפה של ספקטרום פליטת פלואורסצנטיות של Trp ו ספקטרום עירור של ANS, 2) זיהוי של מרחק מתאים בין שאריות Trp אחד או יותר (ים) ו- ANS להעברת אנרגיה, 3) תשואה קוונטית ANS גבוהה כאשר כבול בכיסי חלבון, ו 4) דפוס FRET אופייני בספקטרום הפלואורסצנטיות של החלבון בנוכחות ANS3,17,27,37,38.

לאחרונה, איגוד ליגנד לתחום איגוד הנוקלאוטידים (N-domain) ב- SERCA ו- ATPases אחרים מסוג P נחקרו באמצעות N-domains רקומביננטי מהונדס40,41,42,43,44,45,46. הנדסה מולקולרית של SERCA N-domain שימשה להעברת שאריות Trp הבלעדיות (Trp552Leu) למבנה דינמי יותר (Tyr587Trp) הקרוב לאתר כריכת הנוקלאוטידים, שבו ניתן להשתמש בווריאציות פלואורסצנטיות (מרווה) לניטור שינויים מבניים על כריכת ליגנד34. תוצאות הניסוי הוכיחו כי ANS נקשר (כ- ATP) לאתר כריכת הנוקלאוטידים ב- SERCA N-domainהמטוהר 34. מעניין, פלואורסצנטיות ANS גדל על כריכה לתחום N על עירור ב λ של 295 ננומטר, בעוד הפלואורסצנטיות המהותית של N-דומיין פוחתת34, ובכך לייצר דפוס FRET המציע היווצרות של זוג Trp-ANS FRET.

השימוש ב- NBS הוצע כדי לקבוע את התוכן של שאריות Trp בחלבונים47 על ידי בדיקת ספיגה של חלבונים מותאמים. NBS משנה את קבוצת האינדולה הסופגת ביותר של Trp לאוקסינדול פחות סופג47,48. התוצאה היא אובדן (מרווה) של מאפיין פלואורסצנטי Trp40. לפיכך, שינוי כימי בתיווך NBS של שאריות Trp עשוי לשמש בדיקה כדי להגדיר את התפקיד של Trp (כתורם) כאשר FRET הוא שיער.

פרוטוקול זה מתאר את השינוי הכימי של שאריות Trp הבלעדיות על ידי NBS בתחום N רקומביננטי מהונדס של SERCA כמודל חלבון. תוצאות הניסוי מראות כי עוצמת הפלואורסצנטיות של ANS עדיין עולה ב- N-domain34שעבר שינוי כימי NBS , חסר פלואורסצנטיות מהותית. לכן, הניסיון שימושי להדגמת היעדר FRET בין שאריות Trp ו- ANS כאשר הוא קשור ל- N-domain34,40,49. לפיכך, בדיקה זו (שינוי כימי NBS של Trp) שימושית בהוכחת נוכחותם של זוג Trp-ANS FRET בחלבונים.

Protocol

1. נחישות (בסיליקו) של אינטראקציית ה- ANS ו- SERCA N-domain צור מבנה תלת מימדי (3D) של החלבון (SERCA N-domain) על ידי מידול מולקולרי באמצעות תוכנת מידול החלבון המועדפת50. זהה את שאריות חומצת האמינו היוצרות את אתר כריכת הנוקלאוטיד באמצעות תוכנת המבנה המולקולרי המועדפת51</sup…

Representative Results

עגינה מולקולרית מציגה את הכריכה של ANS לאתר כריכת הנוקלאוטידים של ה- N-domain באמצעות אינטראקציות אלקטרוסטטיות והידרופוביות (איור 1). המרחק המולקולרי (20 Å) בין שאריות Trp ל- ANS (מאוגד לאתר כריכת הנוקלאוטיד) תומך במופע של FRET (איור 1). תחום ה-N המתוכננת (המהונדסת) התקבל בט…

Discussion

ספקטרום פלואורסצנטיות של קומפלקס ה- ANS-N-domain מציג תבנית דמוית FRET כאשר נרגשים במהירות של 295 ננומטר, בעוד שהמרחק המולקולרי (20 Å) בין שאריות הטרפ ל- ANS נראה תומך בהתרחשות של FRET (איור 1). שינוי כימי Trp על ידי NBS תוצאות פחות פלואורסצנטי N-תחום (איור 3B, ספקטרום f); לפיכך, הע?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

עבודה זו מומנה חלקית על ידי FAI-UASLP grant number C19-FAI-05-89.89 and CONACYT grant number 316463 (Apoyos a la Ciencia de Frontera: Fortalecimiento y Mantenimiento de Infraestructuras de Investigación de Uso Común y Capacitación Técnica 2021). המחברים מודים לסיוע הטכני של ג’וליאן א. מאטה-מוראלס במהדורת וידאו.

Materials

Acrylamide Bio-Rad 1610107 SDS-PAGE
Ammonium persulfate Bio-Rad 1610700 SDS-PAGE
8-Anilino-1-naphthalenesulfonic acid Sigma-Aldrich A1028 Fluorophore
Bis-acrylamide Bio-Rad 1610125 SDS-PAGE
N-Bromosuccinimide Sigma-Aldrich B81255 Chemical modification
N,N-dimethylformamide J.T. Baker 9213-12 Stock solution preparation
Fluorescein isothiocyanate Sigma-Aldrich F7250 Chemical fluorescence label
Fluorescence cuvette Hellma Z801291 Fluorescence assay
Fluorescence Spectrofluorometer Shimadzu RF 5301PC Fluorescence assay
HisTrap™ FF GE Healtcare 11-0004-59 Protein purification
IPTG, Dioxane free American Bionalytical AB00841-00010 Protein expression
Imidazole Sigma-Aldrich I5513-25G Protein purification
LB media Fisher Scientific 10000713 Cell culture
Pipetman L P10L Gilson FA10002M Fluorescence assay
Pipetman L P100L Gilson FA10004M Fluorescence assay
Pipetman L P200L Gilson FA10005M Fluorescence assay
Pipetman L P1000L Gilson FA10006M Fluorescence assay
Pipetman L P5000L Gilson FA10007 Fluorescence assay
Precision plus std Bio-Rad 1610374 SDS-PAGE
Sodium dodecyl sulphate Bio-Rad 1610302 SDS-PAGE
Sodium phosphate dibasic J.T. Baker 3828-19 Buffer preparation
Sodium phosphate monobasic J.T. Baker 3818-01 Buffer preparation
Syringe filter 0.2 um Millipore GVWP04700 Solution filtration
Temed Bio-Rad 1610801 SDS-PAGE
Tris Bio-Rad 1610719 SDS-PAGE
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Munishkina, L. A., Fink, A. L. Fluorescence as a method to reveal structures and membrane-interactions of amyloidogenic proteins. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) – Biomembranes. 1768 (8), 1862-1885 (2007).
  2. Dong, X., Thomas, D. D. Time-resolved FRET reveals the structural mechanism of SERCA-PLB regulation. Biochemical and Biophysical Research Communications. 449 (2), 196-201 (2014).
  3. Szilvay, G. R., Blenner, M. A., Shur, O., Cropek, D. M., Banta, S. A FRET-based method for probing the conformational behavior of an intrinsically disordered repeat domain from Bordetella pertussis adenylate cyclase. 생화학. 48 (47), 11273-11282 (2009).
  4. Sun, Y., Wallrabe, H., Booker, C. F., Day, R. N., Periasamy, A. Three-color spectral FRET microscopy localizes three interacting proteins in living cells. Biophysical Journal. 99 (4), 1274-1283 (2010).
  5. Cornea, R. L., et al. High-throughput FRET assay yields allosteric SERCA activators. Journal of Biomolecular Screening. 18 (1), 97-107 (2013).
  6. Gruber, S. J., et al. Discovery of enzyme modulators via high-throughput time-resolved FRET in living cells. Journal of Biomolecular Screening. 19 (2), 215-222 (2014).
  7. Dyla, M., et al. Dynamics of P-type ATPase transport revealed by single-molecule FRET. Nature. 551 (7680), 346-351 (2017).
  8. Corradi, G. R., Adamo, H. P. Intramolecular fluorescence resonance energy transfer between fused autofluorescent proteins reveals rearrangements of the N- and C-terminal segments of the plasma membrane Ca2+ pump involved in the activation. The Journal of Biological Chemistry. 282 (49), 35440-35448 (2007).
  9. Piston, D. W., Kremers, G. -. J. Fluorescent protein FRET: The good, the bad and the ugly. Trends in Biochemical Sciences. 32 (9), 407-414 (2007).
  10. Ma, L., Yang, F., Zheng, J. Application of fluorescence resonance energy transfer in protein studies. Journal of Molecular Structure. 1077, 87-100 (2014).
  11. Chen, Y., Barkley, M. D. Toward understanding tryptophan fluorescence in proteins. 생화학. 37 (28), 9976-9982 (1998).
  12. Zelent, B., et al. Tryptophan fluorescence yields and lifetimes as a probe of conformational changes in human glucokinase. Journal of Fluorescence. 27 (5), 1621-1631 (2017).
  13. Callis, P. R. Binding phenomena and fluorescence quenching. I: Descriptive quantum principles of fluorescence quenching using a supermolecule approach. Journal of Molecular Structure. 1077, 14-21 (2014).
  14. Callis, P. R. Binding phenomena and fluorescence quenching. II: Photophysics of aromatic residues and dependence of fluorescence spectra on protein conformation. Journal of Molecular Structure. 1077, 22-29 (2014).
  15. Agarwal, P. K., Geist, A., Gorin, A. Protein dynamics and enzymatic catalysis: Investigating the peptidyl-prolyl cis-trans isomerization activity of cyclophilin A. 생화학. 43 (33), 10605-10618 (2004).
  16. Deng, H., Zhadin, N., Callender, R. Dynamics of protein ligand binding on multiple time scales: NADH binding to lactate dehydrogenase. 생화학. 40 (13), 3767-3773 (2001).
  17. van de Weert, M. Fluorescence quenching to study protein-ligand binding: common errors. Journal of fluorescence. 20 (2), 625-629 (2010).
  18. van de Weert, M., Stella, L. Fluorescence quenching and ligand binding: A critical discussion of a popular methodology. Journal of Molecular Structure. 998 (1-3), 144-150 (2011).
  19. Stella, L., van de Weert, M., Burrows, H. D., Fausto, R. Fluorescence spectroscopy and binding: Getting it right. Journal of Molecular Structure. 1077, 1-3 (2014).
  20. Credi, A., Prodi, L. Inner filter effects and other traps in quantitative spectrofluorimetric measurements: Origins and methods of correction. Journal of Molecular Structure. 1077, 30-39 (2014).
  21. Lee, M. M., Peterson, B. R. Quantification of small molecule-protein interactions using FRET between tryptophan and the pacific blue fluorophore. ACS Omega. 1 (6), 1266-1276 (2016).
  22. Zhang, Y., et al. Comparison of FÖrster-resonance-energy-transfer acceptors for tryptophan and tyrosine residues in native proteins as donors. Journal of Fluorescence. 23 (1), 147-157 (2013).
  23. Xie, Y., Maxson, T., Tor, Y. Fluorescent ribonucleoside as a FRET acceptor for tryptophan in native proteins. Journal of the American Chemical Society. 132 (34), 11896-11897 (2010).
  24. Ghisaidoobe, A. B. T. T., Chung, S. J. Intrinsic tryptophan fluorescence in the detection and analysis of proteins: A focus on Förster resonance energy transfer techniques. International Journal of Molecular Sciences. 15 (12), 22518-22538 (2014).
  25. Goryashchenko, A. S., et al. Genetically encoded FRET-sensor based on terbium chelate and red fluorescent protein for detection of caspase-3 activity. International Journal of Molecular Sciences. 16 (7), 16642-16654 (2015).
  26. Arslanbaeva, L. R., et al. Induction-resonance energy transfer between the terbium-binding peptide and the red fluorescent proteins DsRed2 and TagRFP. Biophysics. 56 (3), 381-386 (2011).
  27. Di Gennaro, A. K., Gurevich, L., Skovsen, E., Overgaard, M. T., Fojan, P. Study of the tryptophan-terbium FRET pair coupled to silver nanoprisms for biosensing applications. Physical Chemistry Chemical Physics. 15 (22), 8838-8844 (2013).
  28. Hawe, A., Poole, R., Jiskoot, W. Misconceptions over Förster resonance energy transfer between proteins and ANS/bis-ANS: Direct excitation dominates dye fluorescence. Analytical Biochemistry. 401 (1), 99-106 (2010).
  29. Ghosh, U., Das, M., Dasgupta, D. Association of fluorescent probes 1-anilinonaphthalene-8-sulfonate and 4,4´-dianilino-1,1´-binaphthyl-5,5´-disulfonic acid with T7 RNA polymerase. Biopolymers. 72 (4), 249-255 (2003).
  30. Vreuls, C., et al. Guanidinium chloride denaturation of the dimeric Bacillus licheniformis BlaI repressor highlights an independent domain unfolding pathway. The Biochemical Journal. 384, 179-190 (2004).
  31. Möller, M., Denicola, A. Study of protein-ligand binding by fluorescence. Biochemistry and Molecular Biology Education. 30 (5), 309-312 (2002).
  32. Chang, L., Wen, E., Hung, J., Chang, C. Energy transfer from tryptophan residues of proteins to 8-anilinonaphthalene-1-sulfonate. Journal of Protein Chemistry. 13 (7), 635-640 (1994).
  33. Togashi, D. M., Ryder, A. G. A fluorescence analysis of ANS bound to bovine serum albumin: Binding properties revisited by using energy transfer. Journal of Fluorescence. 18 (2), 519-526 (2008).
  34. Dela Cruz-Torres, V., Cataño, Y., Olivo-Rodríguez, M., Sampedro, J. G. ANS interacts with the Ca2+-ATPase nucleotide binding site. Journal of Fluorescence. 30 (3), 483-496 (2020).
  35. Gasymov, O. K., Glasgow, B. J. ANS fluorescence: Potential to augment the identification of the external binding sites of proteins. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) – Proteins and Proteomics. 1774 (3), 403-411 (2007).
  36. Matulis, D., Lovrien, R. 1-anilino-8-naphthalene sulfonate anion-protein binding depends primarily on ion pair formation. Biophysical Journal. 74 (1), 422-429 (1998).
  37. Samukange, V., Yasukawa, K., Inouye, K. Interaction of 8-anilinonaphthalene 1-sulphonate (ANS) and human matrix metalloproteinase 7 (MMP-7) as examined by MMP-7 activity and ANS fluorescence. Journal of Biochemistry. 151 (5), 533-540 (2012).
  38. Qin, J., et al. Selective and sensitive homogenous assay of serum albumin with 1-anilinonaphthalene-8-sulphonate as a biosensor. Analytica Chimica Acta. 829, 60-67 (2014).
  39. Malik, A., Kundu, J., Karmakar, S., Lai, S., Chowdhury, P. K. Interaction of ANS with human serum albumin under confinement: Important insights and relevance. Journal of Luminescence. 167, 316-326 (2015).
  40. Páez-Pérez, E. D., De La Cruz-Torres, V., Sampedro, J. G. Nucleotide binding in an engineered recombinant Ca2+-ATPase N-domain. 생화학. 55 (49), 6751-6765 (2016).
  41. Sampedro, J. G., Nájera, H., Uribe-Carvajal, S., Ruiz-Granados, Y. G. Mapping the ATP binding site in the plasma membrane H+-ATPase from Kluyveromyces lactis. Journal of fluorescence. 24 (6), 1849-1859 (2014).
  42. Abu-Abed, M., Millet, O., MacLennan, D. H., Ikura, M. Probing nucleotide-binding effects on backbone dynamics and folding of the nucleotide-binding domain of the sarcoplasmic/endoplasmic-reticulum Ca2+-ATPase. The Biochemical Journal. 379, 235-242 (2004).
  43. Abu-Abed, M., Mal, T. K., Kainosho, M., MacLennan, D. H., Ikura, M. Characterization of the ATP-binding domain of the sarco(endo)plasmic reticulum Ca2+-ATPase: probing nucleotide binding by multidimensional NMR. 생화학. 41 (4), 1156-1164 (2002).
  44. Sazinsky, M. H., Mandal, A. K., Argüello, J. M., Rosenzweig, A. C. Structure of the ATP binding domain from the Archaeoglobus fulgidus Cu+-ATPase. Journal of Biological Chemistry. 281 (16), 11161-11166 (2006).
  45. Liu, L., et al. Crystallization and preliminary X-ray studies of the N-domain of the Wilson disease associated protein. Acta Crystallographica Section F: Structural Biology and Crystallization Communications. 65 (6), 621-624 (2009).
  46. Banci, L., et al. The binding mode of ATP revealed by the solution structure of the N-domain of human ATP7A. Journal of Biological Chemistry. 285 (4), 2537-2544 (2010).
  47. Spande, T. F., Witkop, B. Determination of the tryptophan content of proteins with N-bromosuccinimide. Methods in Enzymology. 11, 498-506 (1967).
  48. Spande, T. F., Green, N. M., Witkop, B. The Reactivity toward N-bromosuccinimide of tryptophan in enzymes, zymogens, and inhibited enzymes. 생화학. 5 (6), 1926-1933 (1966).
  49. Rawat, U. B., Rao, M. B. Purification, kinetic characterization and involvement of tryptophan residue at the NADPH binding site of xylose reductase from Neurospora crassa. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) – Protein Structure and Molecular Enzymology. 1293 (2), 222-230 (1996).
  50. Zaki, M. J., Bystroff, C. . Protein Structure Prediction. , (2008).
  51. Wang, Z., et al. Comprehensive evaluation of ten docking programs on a diverse set of protein-ligand complexes: The prediction accuracy of sampling power and scoring power. Physical Chemistry Chemical Physics. 18 (18), 12964-12975 (2016).
  52. Pagadala, N. S., Syed, K., Tuszynski, J. Software for molecular docking: A review. Biophysical Reviews. , 91-102 (2017).
  53. Dolatkhah, Z., Javanshir, S., Sadr, A. S., Hosseini, J., Sardari, S. Synthesis, Molecular Docking, Molecular Dynamics Studies, and Biological Evaluation of 4 H -Chromone-1,2,3,4-tetrahydropyrimidine-5-carboxylate Derivatives as Potential Antileukemic Agents. Journal of Chemical Information and Modeling. 57 (6), 1246-1257 (2017).
  54. Forli, S., et al. Computational protein-ligand docking and virtual drug screening with the AutoDock suite. Nature Protocols. 11 (5), 905-919 (2016).
  55. Lindahl, E. R. Molecular dynamics simulations. Molecular Modeling of Proteins. Methods in Molecular Biology. 443, 3-23 (2008).
  56. Turk, T., Maček, P., Gubenšek, F. The role of tryptophan in structural and functional properties of equinatoxin II. Biochimica et Biophysica Acta (BBA)/Protein Structure and Molecular. 1119 (1), 1-4 (1992).
  57. Peterman, B. F., Laidler, K. J. Study of reactivity of tryptophan residues in serum albumins and lysozyme by N-bromosuccinamide fluorescence quenching. Archives of Biochemistry and Biophysics. 199 (1), 158-164 (1980).
  58. Divita, G., Goody, R. S., Gautheron, D. C., Di Pietro, A. Structural mapping of catalytic site with respect to α-subunit and noncatalytic site in yeast mitochondrial F1-ATPase using fluorescence resonance energy transfer. Journal of Biological Chemistry. 268 (18), 13178-13186 (1993).
  59. Horrocks, W. D., Holmquist, B., Vallee, B. L. Energy transfer between terbium (III) and cobalt (II) in thermolysin: a new class of metal-metal distance probes. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 72 (12), 4764-4768 (1975).
  60. Chakraborty, J., Das, N., Halder, U. C. Unfolding diminishes fluorescence resonance energy transfer (FRET) of lysine modified β-lactoglobulin: Relevance towards anti-HIV binding. Journal of Photochemistry and Photobiology B: Biology. 102 (1), 1-10 (2011).
  61. Sirangelo, I., Malmo, C., Casillo, M., Irace, G. Resolution of Tryptophan-ANS Fluorescence Energy Transfer in Apomyoglobin by Site-directed Mutagenesis. Photochemistry and Photobiology. 76 (4), 381-384 (2007).
  62. Ribeiro, A. J. M., Tyzack, J. D., Borkakoti, N., Holliday, G. L., Thornton, J. M. A global analysis of function and conservation of catalytic residues in enzymes. Journal of Biological Chemistry. 295 (2), 314-324 (2020).
  63. Eftink, M. R., Ghiron, C. A. Exposure of tryptophanyl residues in proteins. Quantitative determination by fluorescence quenching studies. 생화학. 15 (3), 672-680 (1976).
  64. Eftink, M. R., Ghiron, C. A. Fluorescence quenching of indole and model micelle systems. The Journal of Physical Chemistry. 80 (5), 486-493 (1976).
  65. Kinsley, N., Sayed, Y., Mosebi, S., Armstrong, R. N., Dirr, H. W. Characterization of the binding of 8-anilinonaphthalene sulfonate to rat class Mu GST M1-1. Biophysical Chemistry. 137 (2-3), 100-104 (2008).
  66. Mohsenifar, A., et al. A study of the oxidation-induced conformational and functional changes in neuroserpin. Iranian Biomedical Journal. 11 (1), 41-46 (2007).
  67. Gonzalez, W. G., Miksovska, J. Application of ANS fluorescent probes to identify hydrophobic sites on the surface of DREAM. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) – Proteins and Proteomics. 1844 (9), 1472-1480 (2014).
  68. Eftink, M. R., Ghiron, C. A. Fluorescence quenching studies with proteins. Analytical Biochemistry. 114 (2), 199-227 (1981).
  69. Poulos, T. L., Price, P. A. The identification of a tryptophan residue essential to the catalytic activity of bovine pancreatic deoxyribonuclease. The Journal of biological chemistry. 246 (12), 4041-4045 (1971).
  70. Hu, J. -. J., He, P. -. Y., Li, Y. -. M. Chemical modifications of tryptophan residues in peptides and proteins. Journal of Peptide Science An Official Publication of the European Peptide Society. 27 (1), 3286 (2021).

Tags

TryptophanANSFRETCa2+-ATPaseN-domainChemical ModificationMolecular ModelingMolecular DockingMolecular DynamicsProtein PurificationSDS-PAGE

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Sampedro, J. G., Cataño, Y. Chemical Modification of the Tryptophan Residue in a Recombinant Ca2+-ATPase N-domain for Studying Tryptophan-ANS FRET. J. Vis. Exp. (176), e62770, doi:10.3791/62770 (2021).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image