Mikroalg Yetiştiriciliği için Yarı Otomatik Açık Yuvarlanma Yolu Göletleri ile Bir Enerji Santralinden Karbon Yakalama Birleştirme
Summary
Açık yuvarlanma yolu havuzlarında mikroalg yetiştirmek için doğal gaz santrali baca gazındaki karbondioksiti kullanmak için bir protokol tanımlanmıştır. Baca gazı enjeksiyonu bir pH sensörü ile kontrol edilir ve mikroalg büyümesi gerçek zamanlı optik yoğunluk ölçümleri ile izlenir.
Abstract
Amerika Birleşik Devletleri’nde, toplam karbondioksit (CO2) emisyonlarının% 35’i, doğal gaz elektrik üretimini temsil eden elektrik enerjisi endüstrisinden gelmektedir. Mikroalgler, CO2’yi bitkilerden 10 ila 15 kat daha hızlı biyo-düzeltebilir ve alg biyokütlesini biyoyakıtlar gibi ilgi çekici ürünlere dönüştürebilir. Bu nedenle, bu çalışma, güneybatı Amerika Birleşik Devletleri’nde sıcak yarı kurak bir iklimde bulunan bir doğal gaz santrali ile mikroalg yetiştiriciliğinin potansiyel sinerjilerini gösteren bir protokol sunmaktadır. En son teknolojiler, biyoyakıta daha fazla işlenebilen yeşil alg türü Chlorella sorokiniana aracılığıyla karbon yakalama ve kullanımını geliştirmek için kullanılır. Yarı otomatik bir açık yuvarlanma yolu göletini içeren bir protokol açıklıyoruz ve Tucson, Arizona’daki Tucson Elektrik Santrali’nde test edildiğinde performansının sonuçlarını tartışıyoruz. Baca gazı, pH’ı kontrol etmek için ana karbon kaynağı olarak kullanıldı ve Chlorella sorokiniana yetiştirildi. Algleri büyütmek için optimize edilmiş bir ortam kullanıldı. Zamanın bir fonksiyonu olarak sisteme eklenen CO2 miktarı yakından izlendi. Ek olarak, alg büyüme hızını, biyokütle verimliliğini ve karbon fiksasyonunu etkileyen diğer fizikokimyasal faktörler, optik yoğunluk, çözünmüş oksijen (DO), elektroiletkenlik (EC) ve hava ve havuz sıcaklıkları dahil olmak üzere izlendi. Sonuçlar, 0.385 g / L külsüz kuru ağırlığa kadar bir mikroalg veriminin,% 24’lük bir lipit içeriği ile elde edilebileceğini göstermektedir. CO2 yayıcıları ve alg çiftçileri arasındaki sinerjik fırsatlardan yararlanmak, alg biyoyakıtlarının ve biyoürünlerinin sürdürülebilir üretimini desteklerken karbon yakalamayı artırmak için gereken kaynakları sağlayabilir.
Introduction
Küresel ısınma bugün dünyanın karşı karşıya olduğu en önemli çevre sorunlarından biridir1. Çalışmalar, ana nedenin, insan faaliyetleri nedeniyle atmosferdeki sera gazı (GHG) emisyonlarının, özellikle CO 2’nin,2,3,4,5,6,7 artışını göstermektedir. ABD’de, CO2 emisyonlarının en büyük yoğunluğu, esas olarak enerji sektöründeki fosil yakıt yanmasından, özellikle de elektrik enerjisi üretim tesislerinden 3,7,8,9’dan kaynaklanmaktadır. Bu nedenle, karbon yakalama ve kullanma (CCU) teknolojileri, sera gazı emisyonlarını azaltmak için ana stratejilerden biri olarak ortaya çıkmıştır 2,7,10. Bunlar, CO2’yi ve suyu fotosentez yoluyla, besinlerin varlığında biyokütleye dönüştürmek için güneş ışığını kullanan biyolojik sistemleri içerir. Hızlı büyüme oranı, yüksek CO 2 fiksasyon kabiliyeti ve yüksek üretim kapasitesi nedeniylemikroalglerin kullanımı önerilmiştir. Ek olarak, mikroalgler geniş biyoenerji potansiyeline sahiptir, çünkü biyokütle fosil yakıtların yerini alabilecek biyoyakıtlar gibi ilgi çekici ürünlere dönüştürülebilir 7,9,10,11,12.
Mikroalgler, açık yuvarlanma yolu havuzları ve kapalı fotobiyoreaktörler 13,14,15,16,17,18,19 dahil olmak üzere çeşitli yetiştirme sistemlerinde veya reaktörlerde büyüyebilir ve biyolojik dönüşüm sağlayabilir. Araştırmacılar, iç veya dış mekan koşulları altında her iki yetiştirme sisteminde biyoprosesin başarısını belirleyen avantajları ve sınırlamaları incelemişlerdir 5,6,16,20,21,22,23,24,25 . Açık yuvarlanma yolu havuzları, baca gazının doğrudan yığından dağıtılabildiği durumlarda karbon yakalama ve kullanım için en yaygın yetiştirme sistemleridir. Bu tür bir yetiştirme sistemi nispeten ucuzdur, ölçeklendirilmesi kolaydır, düşük enerji maliyetlerine sahiptir ve karıştırma için düşük enerji gereksinimlerine sahiptir. Ek olarak, bu sistemler CCU prosesini daha verimli hale getirmek için enerji santrali ile kolayca birlikte yerleştirilebilir. Bununla birlikte, CO2 gaz / sıvı kütle transferindeki sınırlama gibi dikkate alınması gereken bazı dezavantajlar vardır. Sınırlamalar olmasına rağmen, açık yuvarlanma yolu havuzları dış mekan mikroalgal biyoyakıt üretimi için en uygun sistem olarak önerilmiştir 5,9,11,16,20.
Bu makalede, bir doğal gaz santralinin baca gazından karbon yakalamayı birleştiren açık yuvarlanma yolu havuzlarında mikroalg yetiştiriciliği için bir yöntemi detaylandırıyoruz. Yöntem, kültür pH’ına dayalı baca gazı enjeksiyonunu kontrol eden yarı otomatik bir sistemden oluşur; Sistem, optik yoğunluk, çözünmüş oksijen (DO), elektroiletkenlik (EC) ve hava ve havuz sıcaklık sensörlerini kullanarak Chlorella sorokiniana kültür durumunu gerçek zamanlı olarak izler ve kaydeder. Alg biyokütlesi ve baca gazı enjeksiyon verileri, Tucson Elektrik Enerjisi tesisinde her 10 dakikada bir veri kaydedici tarafından toplanır. Yosun suşu bakımı, ölçek büyütme, kalite kontrol ölçümleri ve biyokütle karakterizasyonu (örneğin, optik yoğunluk, g / L ve lipit içeriği arasındaki korelasyon) Arizona Üniversitesi’ndeki bir laboratuvar ortamında gerçekleştirilir. Önceki bir protokol, bilgisayar simülasyonu26 aracılığıyla fotobiyoreaktörlerde mikroalg büyümesini teşvik etmek için baca gazı ayarlarını optimize etmek için bir yöntem özetledi. Burada sunulan protokol, açık yuvarlanma yolu havuzlarını kullanması ve üretilen baca gazının doğrudan kullanılması için bir doğal gaz santralinde yerinde uygulanmak üzere tasarlanması bakımından benzersizdir. Ek olarak, gerçek zamanlı optik yoğunluk ölçümleri protokolün bir parçasıdır. Tarif edildiği gibi sistem, düşük yağış, yıldan yıla yağışlarda önemli değişkenlik, düşük bağıl nem, yüksek buharlaşma oranları, berrak gökyüzü ve yoğun güneş radyasyonu sergileyen sıcak yarı kurak bir iklim (Köppen BSh) için optimize edilmiştir27.
Protocol
Representative Results
Discussion
Bu çalışmada, baca gazı karbon yakalama ve mikroalg yetiştiriciliğinin sinerjik olarak bağlanmasının sıcak yarı kurak bir iklimde mümkün olduğunu gösterdik. Yarı otomatik yuvarlanma yolu gölet sistemi için deneysel protokol, baca gazını karbon kaynağı olarak kullanırken alg büyümesiyle ilişkili ilgili parametreleri gerçek zamanlı olarak izlemek için en son teknolojiyi entegre eder. Önerilen protokol, yuvarlanma yolu havuzlarının ana dezavantajlarından biri olan alg yetiştiriciliğindeki …
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Bu çalışma, ABD Enerji Bakanlığı DE-EE0006269 Bölgesel Alg Hammadde Test Yatağı projesi ile desteklenmiştir. Ayrıca Esteban Jimenez, Jessica Peebles, Francisco Acedo, Jose Cisneros, RAFT Ekibi, Mark Mansfield, UA enerji santrali personeli ve TEP enerji santrali personeline tüm yardımları için teşekkür ederiz.
Materials
| Adjustable speed motor (paddle wheel system) | Leeson | 174307 | Lesson 174307.00, type: SCR Voltage; Amps:10 |
| Aluminum weight boats | Fisher Scientific | 08-732-102 | Fisherbrand Aluminum Weighing Dishes |
| Ammonium Iron (III) (NH₄)₅[Fe(C₆H₄O₇)₂] | Fisher Scientific | 1185 – 57 – 5 | Medium preparation. Ammonium iron(III) citrate |
| Ammonium Phosphate | Sigma-Aldrich | 7722-76-1 | This chemical is used for the optimized medium |
| Ampicillin sodium salt | Sigma Aldrich | A9518-5G | This chemical is used for avoiding algae contamination |
| Autoclave | Amerex Instrument Inc | Hirayama HA300MII | |
| Bacto agar | Fisher Scientific | BP1423500 | Fisher BioReagents Granulated Agar |
| Bleach | Clorox | Germicidal Bleach, concentrated clorox | |
| Boric Acid (H3BO3) | Fisher Scientific | 10043-35-3 | Trace Elelements: Boric acid |
| Calcium chloride dihydrate (CaCl2*2H2O) | Sigma-Aldrich | 10035-04-8 | Medium preparation. Calcium chloride dihydrate |
| Carboys (20 L) | Nalgene – Thermo Fisher Scientific | 2250-0050PK | Polypropylene Carboy w/Handles |
| Centrifuge | Beckman Coulter, Inc | J2-21 | |
| Chloroform | Sigma-Aldrich | 67-66-3 | This chemical is used for lipid extraction |
| Citraplex 20% Iron | Loveland Products | SDS No. 1000595582 -17-LPI | https://www.fbn.com/direct/product/Citraplex-20-Iron#product_info |
| Cobalt (II) nitrate hexahydrate (Co(NO3)2*6H2O) | Sigma-Aldrich | 10026-22-9 | Trace Elements: Cobalt (II) nitrate hexahydrate |
| Compressor | Makita | MAC700 | This equipment is used for the injection CO2 system |
| Control Valve | Sierra Instruments | SmartTrak 100 | This item needs to be customized for your application. In our case, it was used a 5% CO2 and 95% air mixture. |
| Copper (II) Sulfate Pentahydrate (CuSO4*5H2O) | Sigma-Aldrich | 7758-99-8 | Trace Elements: Copper (II) Sulfate Pentahydrate |
| Data Logger: Campbell unit CR3000 | Scientific Campbell | CR3000 | This equipment is used for controlling all the system, motoring and recording data |
| Dissolvde Oxygen Solution | Campbell Scientific | 14055 | Dissolved oxygen electrolyte solution DO6002 – Lot No. 211085 |
| Dissolved Oxygen probe | Sensorex | | DO6400/T Dissolved Oxygen Sensor with Digital Communication |
| Electroconductivity calibration solution | Ricca Chemical Company | 2245 – 32 ( R2245000-1A ) | Conductivity Standard, 5000 uS/cm at 25C (2620 ppm TDS as NaCl) |
| Electroconductivity probe sensor | Hanna Instruments | HI3003/D | Flow-thru Conductivity Probe – NTC Sensor, DIN Connector, 3m Cable |
| Ethylenediaminetetraacetic acid disodium salt dihydrate (Na2EDTA*2H2O) | Sigma-Aldrich | 6381-92-6 | Medium Preparation: Ethylenediaminetetraacetic acid disodium salt dihydrate |
| Filters | Fisher Scientific | 09-874-48 | Whatman Binder-Free Glass Microfiber Filters |
| Flasks | Fisher scientific | 09-552-40 | Pyrex Fernbach Flasks |
| Furnace | Hogentogler | Model: F6020C-80 | Thermo Sicentific Thermolyne F6020C – 80 Muffle Furnace |
| Glass dessicator | VWR International LLC | 75871-430 | Type 150, 140 mm of diameter |
| Glass funnel | Fisher Scientific | FB6005865 | Fisherbrand Reusable Glass Long-Stem Funnels |
| Laminar flow hood | Fisher Hamilton Safeair | Fisher Hamilton Stainless Safeair hume hood | |
| Magnesium sulfate heptahydrate (MgSO4*7H2O) | Fisher Scientific | 10034 – 99 – 8 | Medium Preparation: Magnesium sulfate heptahydrate |
| Methanol | Sigma-Aldrich | 67-56-1 | Lipid extraction solvent |
| Micro bubble Diffuser | Pentair Aquatic Eco-Systems | 1PMBD075 | This equipment is used for the injection CO2 system |
| Microalgae: Chlorella Sorokiniana | NAABB | DOE 1412 | |
| Microoscope | Carl Zeiss 4291097 | ||
| Microwave assistant extraction | MARS, CEM Corportation | CEM Mars 5 Xtraction 230/60 Microwave Accelerated Reaction System. Model: 907601 | |
| MnCl2*4H2O | Sigma-Aldrich | 13446-34-9 | Manganese(II) chloride tetrahydrate |
| Mortars | Fisher Scientific | FB961B | Fisherbrand porcelein mortars |
| Nitrogen evaporator | Organomation | N-EVAP 112 Nitrogen Evaporatpr (OA-SYS Heating System) | |
| Oven | VWR International LLC | 89511-410 | Forced Air Oven |
| Paddle Wheel | 8-blade horizontal axis propeller. This usually comes as part of the paddlewheel reactor. | ||
| Paddle wheel motor | Leeson | M1135042.00 | Leeson, Model: CM34025Nz10C; 1/4 HP; Volts 90; FR 34; 62 RPM. |
| Pestles | Fisher Scientific | FB961M | Fisherbrand porcelein pestles |
| pH and EC Transmitter | Hanna Instruments | HI98143 | Hanna Instruments HI98143-04 pH and EC Transmitter with Galvanic isolated 0-4V. |
| pH calibration solutions | Fisher Scientific | 13-643-003 | Thermo Scientific Orion pH Buffer Bottles |
| pH probe sensor | Hanna Instruments | HI1006-2005 | Hanna Instruments HI1006-2005 Teflon pH Electrode with matching pin 5m. |
| Pippete tips | Fisher Scientific | 1111-2821 | 1000 ul TipOne graduated blue tip in racks |
| Pippetter | Fisher Scientific | 13-690-032 | Eppendorf Reserch plus Variable Adjustable Volume Pipettes: Single-channel |
| Plastic cuvettes | Fisher scientific | 14377017 | BrandTech BRAND Plastic Cuvettes |
| Plates | Fisher scientific | 08-757-100D | Corning Falcon Bacteriological Petri Dishes with Lid |
| Potash | This chemical is used for the optimazed medium preparation. It was bought in a fertilizer local company | ||
| Potassium phosphate dibasic (K2HPO4) | Sigma-Aldrich | 7758 -11 – 4 | Medium Preparation: Potassium phosphate dibasic |
| Pyrex reusable Media Storage Bottles | Fisher scientific | 06-414-2A | 1 L and 2 L bottels – PYREX GL45 Screw Caps with Plug Seals |
| Raceway Pond | Similar equipment can be bought at https://microbioengineering.com/products | ||
| Real Time Optical Density Sensor | University of Arizona | This equipment was design and build by a member of the group | |
| RS232 Cable | Sabrent | Sabrent USB 2.0 to Serial (9-Pin) DB-9 RS-232 Converter Cable, Prolific Chipset, Hexnuts, [Windows 10/8.1/8/7/VISTA/XP, Mac OS X 10.6 and Above] 2.5 Feet (CB-DB9P) | |
| Shaker Table | Algae agitation 150 rpm | ||
| Sodium Carbonate (Na2CO3) | Sigma-Aldrich | 497-19-8 | Sodium carbonate |
| Sodium molybdate dihydrate (Na2MoO4*2H2O) | Sigma-Aldrich | 10102-40-6 | Medium Preparation: Sodium molybdate dihydrate |
| Sodium nitrate (NaNO3) | Sigma-Aldrich | 7631-99-4 | Medium Preparation: Sodium nitrate |
| Spectophotometer | Fisher Scientific Company | 14-385-400 | Thermo Fisher Scientific – 10S UV-Vis GENESTYS Spectrophotometer cylindrical Longpath cell holder; internal reference dectector, Xenon flash lamp; dual silicon photodiode; 240V, 50 to 60Hz selected automatically. |
| Test tubes | Fisher Scientific | 14-961-27 | Fisherbrand Disposable Borosilicate Glass Tubes with Plain End (10 ml) |
| Thermocouples type K | Omega | KMQXL-125G-6 | |
| Urea | Sigma-Aldrich | 2067-80-3 | Urea |
| Vacuum filtration system | Fisher Scientific | XX1514700 | MilliporeSigma Glass Vacuum Filter Holder, 47 mm. The system includes: Ground glass flask attachment, coarse-frit glass filter support, and flask |
| Vacuum pump | Grainger | Marathon Electric AC Motor Thermally protected G588DX – MOD 5KH36KNA510X. HP 1/4. RPM 1725/1425 | |
| Zinc sulfate heptahydrate (ZnSO4*7H2O) | Sigma-Aldrich | 7446-20-0 | Zinc sulfate heptahydrate |
References
- . The Intergovernmental Panel on Climate Change Available from: https://www.ipcc.ch/ (2018)
- Songolzadeh, M., Soleimani, M., Ravanchi, M., Songolzadeh, R. Carbon Dioxide Separation from Flue Gases: A Technological, Review Emphasizing Reduction in Greenhouse Gas Emissions. The Scientific World Journal. 2014, 1-34 (2014).
- Litynski, J., Klara, S., McIlvried, H., Srivastava, R. The United States Department of Energy’s Regional Carbon Sequestration Partnerships program: A collaborative approach to carbon management. Environ International. 32 (1), 128-144 (2006).
- Cuellar-Bermudez, S., Garcia-Perez, J., Rittmann, B., Parra-Saldivar, R. Photosynthetic Bioenergy Utilizing CO2: an Approach on Flue Gases Utilization for Third Generation Biofuels. Journal of Clean Production. 98, 53-65 (2014).
- Cheah, W., Show, P., Chang, J., Ling, T., Juan, J. Biosequestration of Atmospheric CO2 and Flue Gas-Containing CO2 by Microalgae. Bioresource Technology. 184, 190-201 (2014).
- Kao, C., et al. Utilization of Carbon Dioxide in Industrial Flue Gases for the Cultivation of Microalga Chlorella sp. Bioresource Technology. 166, 485-493 (2014).
- White, C., Strazisar, B., Granite, E., Hoffman, S., Pennline, H. Separation and Capture of CO2 from Large Stationary Sources and Sequestration in Geological Formations. Journal of the Air and Waste Management Association. 53 (10), 1172-1182 (2003).
- Benemann, J. CO2 Mitigation with Microalgae Systems. Pergamon Energy Conversion Management Journal. 38, 475-479 (1997).
- U.S.Department of Energy. The Capture , Utilization and Disposal of Carbon Dioxide from Fossil Fuel-Fired Power Plants. Energy. 2, (1993).
- Granite, E., O’Brien, T. Review of Novel Methods for Carbon Dioxide Separation from Flue and Fuel Gases. Fuel Processesing Technology. 86 (14-15), 1423-1434 (2005).
- Benemann, J. Utilization of Carbon Dioxide from Fossil Fuel-Burning Power Plants with Biological Systems. Energy Conversion and Management. 34 (9-11), 999-1004 (1993).
- Joshi, C., Nookaraju, A. New Avenues of Bioenergy Production from Plants: Green Alternatives to Petroleum. Journal of Petroleum & Environmental Biotechnology. 03 (07), 3 (2012).
- Chisti, Y. Constraints to commercialization of algal fuels. Journal of Biotechnology. 22, 166-186 (2013).
- Han, S., Jin, W., Tu, R., Wu, W. Biofuel production from microalgae as feedstock: current status and potential. Critical Reviews in Biotechnology. 35 (2), 255-268 (2015).
- Lam, M., Lee, K. Potential of using organic fertilizer to cultivate Chlorella vulgaris for biodiesel production. Applied Energy. 94, 303-308 (2012).
- de Godos, I., et al. Evaluation of carbon dioxide mass transfer in raceway reactors for microalgae culture using flue gases. Bioresource Technology. 153, 307-314 (2014).
- Posten, C., Schaub, G. Microalgae and terrestrial biomass as source for fuels a process view. Journal of Biotechnology. 142 (1), 64-69 (2009).
- Demirbas, M. Biofuels from algae for sustainable development. Applied Energy. 88 (10), 3473-3480 (2011).
- Shelef, G., Sukenik, A., Green, M. . Microalgae Harvesting and Processing A Literature Review. , (1984).
- Pawlowski, A., Mendoza, J., Guzmán, J., Berenguel, J., Acién, F., Dormido, S. Effective utilization of flue gases in raceway reactor with event-based pH control for microalgae culture. Bioresource Technology. 170, 1-9 (2014).
- Zhu, B., Sun, F., Yang, M., Lu, L., Yang, G., Pan, K. Large-scale biodiesel production using flue gas from coal-fired power plants with Nannochloropsis microalgal biomass in open raceway ponds. Bioresource Technology. 174, 53-59 (2014).
- Kaštánek, F., et al. In-field experimental verification of cultivation of microalgae Chlorella sp. using the flue gas from a cogeneration unit as a source of carbon dioxide. Waste Management & Research. 28 (11), 961-966 (2010).
- Yadav, G., Karemore, A., Dash, S., Sen, R. Performance evaluation of a green process for microalgal CO2 sequestration in closed photobioreactor using flue gas generated in-situ. Bioresource Technology. 191, 399-406 (2015).
- Zhao, B., Su, Y., Zhang, Y., Cui, G. Carbon dioxide fixation and biomass production from combustion flue gas using energy microalgae. Energy. 89, 347-357 (2015).
- He, L., Chen, A., Yu, Y., Kucera, L., Tang, Y. Optimize Flue Gas Settings to Promote Microalgae Growth in Photobioreactors via Computer Simulations. Journal of Visualized Experiments. (80), e50718 (2013).
- He, L., Subramanian, V., Tang, Y. Experimental analysis and model-based optimization of microalgae growth in photo-bioreactors using flue gas. Biomass and Bioenergy. 41, 131-138 (2012).
- Pidwirny, M. . Fundamentals of Physical Geography, 2nd ed. , (2006).
- Van Den Hende, S., Vervaeren, H., Boon, N. Flue gas compounds and microalgae: (Bio-) chemical interactions leading to biotechnological opportunities. Biotechnology Advances. 30 (2012), 1405-1424 (2012).
- Jia, F., Kacira, M., Ogden, K. Multi-wavelength based optical density sensor for autonomous monitoring of microalgae. Sensors (Switzerland). 15 (9), 22234-22248 (2015).
- Unkefer, C., et al. Review of the algal biology program within the National Alliance for Advanced Biofuels and Bioproducts. Algal Research. 22, 187-215 (2017).
- Neofotis, P., et al. Characterization and classification of highly productive microalgae strains discovered for biofuel and bioproduct generation. Algal Research. 15, 164-178 (2016).
- Huesemann, M., Van Wagenen, J., Miller, T., Chavis, A., Hobbs, S., Crowe, B. A screening model to predict microalgae biomass growth in photobioreactors and raceway ponds. Biotechnology Bioengineering. 110 (6), 1583-1594 (2013).
- Huesemann, M., et al. Estimating the Maximum Achievable Productivity in Outdoor Ponds: Microalgae Biomass Growth Modeling and Climate Simulated Culturing. Microalgal Production for Biomass and High-Value Products. 28 (2016), 113-137 (2016).
- Ramezan, M., Skone, T., Nsakala, N., Lilijedahl, G. . Carbon Dioxide Capture from Existing Coal-Fired Power Plants. , 268 (2007).
- Huesemann, M., et al. A validated model to predict microalgae growth in outdoor pond cultures subjected to fluctuating light intensities and water temperatures. Algal Research. 13, 195-206 (2016).
- Mendoza, J., et al. Fluid-dynamic characterization of real-scale raceway reactors for microalgae production. Biomass and Bioenergy. 54, 267-275 (2013).
- Algae Cultivation for Carbon Capture and Utilization Workshop. . Algae Cultivation for Carbon Capture and Utilization Workshop. , (2017).
- Park, J., Craggs, R., Shilton, A. Wastewater treatment high rate algal ponds for biofuel production. Bioresource Technology. 102 (1), 35-42 (2011).
- Mata, T., Martins, A., Caetano, N. Microalgae for biodiesel production and other applications: A review. Renewewable and Sustainable Energy Reviews. 14 (1), 217-232 (2010).
- Qiu, R., Gao, S., Lopez, P., Ogden, K. Effects of pH on cell growth, lipid production and CO2 addition of microalgae Chlorella sorokiniana. Algal Research. 28, 192-199 (2017).
- Molina Grima, E., Fernández, F., Garcıa Camacho, F., Chisti, Y. Photobioreactors: light regime, mass transfer, and scaleup. Journal of Biotechnology. 70 (1-3), 231-247 (1999).
- Padmanabhan, Y. P. Technical insight on the requirements for CO2-saturated growth of microalgae in photobioreactors. 3 Biotech. 7 (2), 1-7 (2017).
- Vonshak, A., Torzillo, G. Environmental Stress Physiology. Handbook of Microalgal Culture. 4 (2007), 57-82 (2007).
- Morales, M., Sánchez, L., Revah, S. The impact of environmental factors on carbon dioxide fixation by microalgae. Federation of European Microbiological Society Microbiology Letters. 365 (3), 1-11 (2018).
- Cuaresma, M., Janssen, M., Vílchez, C., Wijffels, R. Horizontal or vertical photobioreactors? How to improve microalgae photosynthetic efficiency. Bioresource Technology. 102 (8), 5129-5137 (2011).
- Richmond, A., Zou, N. Efficient utilisation of high photon irradiance for mass production of photoautotrophic micro-organisms. Journal of Applied Phycology. 11 (1), 123-127 (1999).
- Kurpan, D., Silva, A., Araújo, O., Chaloub, R. Impact of temperature and light intensity on triacylglycerol accumulation in marine microalgae. Biomass and Bioenergy. 72, 280-287 (2015).
- Maedal, K., Owadai, M., Kimura, N., Karubd, I. CO2 fixation from the flue gas on coal-fired thermal power plant by microalgae To screen microalgac which arc suitable for direct CO2 fixation , microalgae were sampled from. Energy Conversion Managment. 36 (6-9), 717-720 (1995).
- Sakai, N., Sakamoto, Y., Kishimoto, N., Chihara, M., Karube, I. Strain from Hot Springs Tolerant to High Temperature and high CO2. Energy Conversion Managment. 36 (6-9), 693-696 (1995).
- Lam, M., Lee, K., Mohamed, A. Current status and challenges on microalgae-based carbon capture. International Journal of Greenhouse Gas Control. 10, 456-469 (2012).
- Raeesossadati, M., Ahmadzadeh, H., McHenry, M., Moheimani, N. CO2 Bioremediation by Microalgae in Photobioreactors: Impacts of Biomass and CO2 Concentrations, Light, and Temperature. Algal Research. 6, 78-85 (2014).
- Mendoza, J., et al. Oxygen transfer and evolution in microalgal culture in open raceways. Bioresource Technology. 137, 188-195 (2013).
- Carvalho, A., Malcata, F., Meireles, A. Microalgal Reactors A Review of Enclosed System Designs and Performances. Biotechnology Progress. 22 (6), 1490-1506 (2006).
- Pires, J., Alvim-Ferraz, M., Martins, F., Simões, M. Carbon dioxide capture from flue gases using microalgae: Engineering aspects and biorefinery concept. Renewable and Sustainable Energy Reviews. 16 (5), 3043-3053 (2012).
- Lam, M., Lee, K. Microalgae biofuels: A critical review of issues, problems and the way forward. Biotechnology Advances. 30 (3), 673-690 (2012).
- Chisti, Y. Biodiesel from microalgae beats bioethanol. Trends in Biotechnology. 26 (3), 126-131 (2008).
- K̈oppen, W., Volken, E., Brönnimann, S. The Thermal Zones of the Earth According to the duration of Hot, Moderate and Cold Periods and to the Impact of Heat on the Organic. Meteorologische Zeitschrift. 20 (3), 351-360 (2011).
- Lammers, P., et al. Review of the Cultivation Program within the National Alliance for Advanced Biofuels and Bioproducts. Algal Research. 22, 166-186 (2017).
