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생물학

Un régime sans sang pour les moustiques anophèles arrière

Published: January 31, 2020
doi:
10.3791/60144
, , , ,
1Global Health and Tropical Medicine, GHTM, Instituto de Higiene e Medicina Tropical,Universidade Nova de Lisboa, IHMT-NOVA, 2Comparative Endocrinology and Integrative Biology, Centre of Marine Sciences,Universidade do Algarve, Campus de Gambelas

Summary

Un protocole est présenté pour la formulation d’un régime artificiel sans sang pour nourrir les moustiques anophèles en captivité. Ce régime a une performance similaire au sang vertébré et déclenche l’oogenèse et la maturation des œufs et produit une descendance adulte viable.

Abstract

La recherche sur le paludisme exige des conditions de reproduction et de production à grande échelle pour les moustiques(Anopheles spp.) en captivité. La production durable et fiable de moustiques est actuellement inhibée par l’approvisionnement en sang vertébré frais. Des solutions de rechange au sang sont nécessaires pour promouvoir des stratégies de lutte efficaces contre le paludisme et d’autres maladies à transmission vectorielle transmises par les insectes qui se nourrissent de sang. Dans cet esprit, les régimes liquides artificiels ont été formulés comme substituts au sang frais de vertébré. Ici, nous rapportons un régime liquide artificiel sans sang qui fournit des taux d’alimentation similaires au sang et imite les effets physiologiques d’un repas de sang vertébré frais. Le régime induit la maturation ovarienne et d’oeuf des moustiques d’anophèle et produit également la bonne survie larvaire et le développement des adultes fonctionnels. Le régime liquide sans sang formulé est une avancée importante vers une reproduction durable des moustiques en captivité et réduira les coûts d’entretien des colonies de moustiques et éliminera le besoin de sang vertébré frais.

Introduction

Les maladies à transmission vectorielle touchent plusieurs millions d’êtres humains dans le monde et causent des millions de décès chaque année. Ils sont transmis par des insectes infectés par des micro-organismes pathogènes (protozoaires, virus) acquis lorsqu’ils se nourrissent du sang d’un hôte infecté. Par la suite, le vecteur infecté transmettra l’agent pathogène à un nouvel hôte au cours du prochain repas sanguin. Le paludisme est la maladie à transmission vectorielle la plus mortelle qui est transmise par plusieurs espèces différentes de moustiques anophèles et touche 40 % de la population mondiale1. Le parasite protiste du paludisme est responsable de plus de 400 000 décès chaque année, dont la plupart sont des enfants de moins de 5 ans (Organisation mondiale de la santé). Le moustique femelle Anopheles transmet le parasite du paludisme du genre Plasmodium entre les humains et d’autres animaux lorsqu’il se nourrit de sang vertébré, une étape nécessaire pour la production et le développement d’œufs2.

Les stratégies actuelles d’éradication du paludisme et d’autres maladies transmises par les moustiques vecteurs mortels émergents reposent sur le développement de stratégies novatrices de lutte contre les moustiques3,4,5, qui comprennent la libération dans la nature d’un grand nombre de moustiques élevés dans des insectes. Cependant, un facteur limitant crucial est la dépendance à l’approvisionnement en sang frais pour l’élevage et la reproduction efficaces des moustiques. La composition variable du sang vertébré peut avoir un impact négatif sur la fertilité et la progenénité des moustiques et limiter la fiabilité et la durabilité des colonies reproductrices captives. Les programmes de libération et de lutte contre les moustiques nécessitent des systèmes de production de moustiques à grande échelle et un approvisionnement régulier en grandes quantités de sang vertébré. Il s’agit d’un obstacle majeur pour la production de moustiques et soulève une série de questions éthiques liées à l’utilisation d’animaux vivants et les limitations logistiques causées par les règlements de sécurité exigeants connexes. Cela rend les coûts d’entretien et de sécurité des colonies de moustiques élevés et remet en question la durabilité des pratiques actuelles d’élevage des moustiques, en particulier dans les pays à faible revenu où la menace du paludisme est beaucoup plus grande.

Récemment, la recherche a été axée sur le développement de substituts sanguins qui imitent un repas de sang vertébré, mais jusqu’à présent, seul succès limité a été atteint6,7,8,9. Un régime artificiel réussi doit (1) provoquer l’engorgement complet de moustique femelle, (2) déclencher la production de vitellogenin, (3) produire de grandes quantités d’oeufs viables, et (4) produire la progéniture bruyère10. En outre, les régimes artificiels ont une composition standard et sont donc plus fiables pour la production de moustiques à des fins de recherche et de lutte. Des régimes sans sang ont été développés pour les moustiques Aedes (révisés par Gonzales et Hansen11), mais pas pour Anopheles spp. Les régimes artificiels existants contiennent un phagostimulant (p. ex., ATP10), une source de protéines pour la maturation des œufs6,12, les glucides comme source d’énergie, et les acides aminés (aa)13 qui sont fondamentaux pour la production d’œufs et sont un facteur limitant majeur pour la fertilité14. Un régime artificiel sans sang doit également fournir le cholestérol15, ce qui améliore la production d’œufs. Ici nous décrivons un régime sans sang artificiel pour les moustiques femelles d’anophèle et démontrons qu’il a une exécution cohérente et équivalente à un repas de sang vertébré de haute qualité.

Protocol

Des souris ont été obtenues de la maison d’animalie d’IHMT. Les expériences sur les animaux ont été menées dans le strict respect de la loi portugaise et des lignes directrices pour l’utilisation d’animaux de laboratoire. Le Direça-Geral de Veterinaria, Ministério da Agricultura do Desenvolvimento Rural e das Pescas, Portugal a approuvé tous les protocoles d’étude (approbations d’id: 023351 et 023355). REMARQUE : Effectuez tous les tests d’alimentation à 26 oC. 1. Les moustiques Maintenir Anopheles coluzzii (ancienne forme Anopheles gambiae M) Moustiques de la souche Yaoundé à 26 oC, 75 % d’humidité sous une lumière de 12 h :12 h : cycle sombre. Maisons les moustiques en utilisant des conditions insectaires standard pour garantir l’accouplement. Recueillir les pupae de moustiquedans un petit récipient d’eau. Placez le contenant à l’intérieur d’une cage à moustiques pour permettre aux moustiques adultes d’émerger et de s’accoupler. Fournir une solution d’alimentation au glucose de 10 %. Trois jours après l’émergence recueillir le nombre nécessaire de moustiques de la cage de stock à l’aide d’un aspirateur. Un jour avant les essais d’alimentation, retirez la solution d’alimentation au glucose de 10 %.REMARQUE : 3 moustiques d’un jour ont été utilisés tout au long des expériences. 2. Alimentation des moustiques Préparation de régimes liquides artificiels Préparer les régimes liquides artificiels dans des conditions stériles dans une armoire à débit laminaire. Préparer le régime riche liquide (r-liq_diet) en ajoutant ce qui suit au régime liquide initial (i-liq_diet; Le milieu eagle modifié de Dulbecco [glucose élevé avec L-glutamine], voir tableau 1) : 0,55 g/L ATP, 1 g/L de cholestérol et 200 g/L d’albumine de sérum bovin (BSA). Mélanger tous les ingrédients à fond et filtrer à l’aide d’un microfiltre de 0,45 m.REMARQUE : Ne stockez pas les régimes; préparer des régimes fraîchement à partir des solutions de stock pour chaque expérience car ils perdent la qualité lorsqu’ils sont stockés. Les composantes des régimes alimentaires sont décrites dans le tableau 1. Collecte de sang de souris Anesthésiez les souris femelles CD1 de 6 à 8 semaines (Mus musculus) avec de la kétamine (120 mg/kg) et de la xylazine (16 mg/kg) en utilisant la voie intrapéritonéale. Effectuer une ponction cardiaque (figure 1) lorsque la souris ne montre aucune réaction musculaire en réponse à différents stimuli physiques (p. ex., pincements d’orteil et de queue). Recueillir le sang à l’aide d’une seringue stérile de 1 ml avec une aiguille de 27 G x 1/2 (0,4 x 12 mm2) qui contient 100 l d’héparine de 1 mg/mL (sel de sodium) pour prévenir la formation de caillots sanguins. Maintenir le sang à 37 oC à l’aide d’un bain d’eau. Alimentation artificielle Recueillir environ 30 moustiques femelles de la cage à stock à l’aide d’un aspirateur. Transférer les moustiques femelles dans des gobelets en papier de 500 ml et couvrir d’une fine maille de moustiquaire afin qu’ils ne puissent pas s’échapper. Appliquer une mangeoire en verre reliée à des tubes en plastique pour maintenir un débit d’eau constant au sommet de chaque tasse (Figure 2). Fournir un débit d’eau constant à la tuyauterie cylindrique et la mangeoire de sorte que la température à l’intérieur est maintenue à environ 37,5 oC.REMARQUE : Un appareil d’alimentation artificielle standard de cloche en verre16 a été employé pour fournir les régimes formulés aux moustiques femelles. Étirez la membrane de film de paraffine à travers l’embouchure de la mangeoire en verre pour contenir le repas. Préchauffer l’i-liq_diet et le r-liq_diet à 37 oC à l’aide d’un bain d’eau. Appliquer 1 ml dans la mangeoire en verre. Nourrir les moustiques pendant 60 min dans l’obscurité avec soit i-liq_diet, r-liq_diet ou du sang de souris fraîche. Effectuer des essais à 26 oC. Évaluation du taux d’alimentation. Après l’alimentation artificielle, anesthésier à froid les moustiques à -20 oC pour 30 s. Placer les moustiques dans un plat Petri réfrigéré. Enregistrez le nombre de moustiques femelles entièrement engorgées (figure 3).REMARQUE : Le pourcentage de moustiques nourris est utilisé comme indicateur du succès de l’alimentation. 3. Traits d’histoire de la vie Production et fertilité d’oeufs Transférer les femelles entièrement engorgées, à l’aide d’un pinceau, dans des cages individuelles (20 cm x 20 cm x 20 cm). Gardez les moustiques à 26 ‘1 ‘C, 75% d’humidité et un 12 h:12 h de lumière:cycle sombre avec 10% de glucose ad libitum. Quarante-huit h après l’alimentation, ajouter un papier filtre humidifié au fond pour la ponte (Figure 4). Compter les œufs à 48 h et 72 h après l’ajout du papier de ponte à l’aide d’une loupe de poche. Inonder le papier filtre d’eau distillée pour recueillir les œufs. Mortalité des larves Recueillir les œufs dans des plateaux (23 cm x 15 cm x 6 cm) remplis d’eau distillée (figure 5). Maintenir le niveau d’eau dans les plateaux constant séminaud pendant les expériences. Nourrir les larves quotidiennement avec environ 13 mg d’aliments pour poissons de fond par plateau. Appliquer un régime d’alimentation similaire à tous les plateaux de repli. Enlever les pupae mortes et les larves tous les jours. Finaliser les expériences lorsque toutes les puneuses se sont développées en adultes et compter le nombre de mâles et de femelles adultes. Enregistrez les dates d’éclosion et de décès et calculez les taux de mortalité. Longévité Recueillir 15 mâles adultes et 15 femelles adultes de la génération F1 de chaque groupe alimentaire. Gardez les mâles et les femelles dans la même cage. Nourrir les adultes avec une solution de glucose de 10% ad libitum. Retirez les adultes morts tous les jours. Maintenir les moustiques à la même température, l’humidité, les conditions du cycle léger et le régime d’alimentation en sucre comme décrit ci-dessus. Enregistrez les dates de décès et calculez la longévité. Mesure de la longueur des ailes Anesthésiez à froid les moustiques adultes F1 de cinq jours (mâles et femelles) de chaque groupe alimentaire à -20 oC pour 90 s. Sous un stéréoscope, saisissez délicatement le thorax de chaque moustique avec des forceps et placez-le côté ventral vers le haut. Recueillir les deux ailes à l’aide d’un scalpel et les placer sur une lame de microscope propre contenant une goutte séchée de milieu de montage. À l’aide d’une aiguille de 20 G, ajoutez des supports de montage supplémentaires aux bordures de la glissière et abaissez lentement la couverture sur les ailes. Mesurer la longueur de l’aile (figure 6) à l’aide d’un stéréoscope à l’aide d’un micromètre.

Representative Results

Les résultats décrits ci-dessous comparent les performances des moustiques anophèles femelles nourris avec le repas artificiel riche formulé (r-liq_diet) et les moustiques nourris sur le régime liquide initial (i-liq_diet) ou un repas de sang frais. Le régime a été testé selon le protocole schématique décrit à la figure 7. Le r-liq_diet décrit ci-dessous fait partie d’un brevet (PCT/IB2019/052967). Pourcentage de femelles entièrement engorgées Le nombre de moustiques femelles engorgés nourris avec le r-liq_diet (89%) était significativement plus élevé que le nombre de femelles engorgées nourries de sang (56 %) (Figure 8). Fécondité et fertilité La fécondité et la fertilité féminines pour le premier cycle gonotrophique ont été utilisées pour évaluer la qualité nutritionnelle des i-liq_diet et r-liq_diet. En moyenne, 24 à 11 œufs ont été pondus par des femelles nourries de sang vertébré frais, tandis que les femelles nourries au r-liq_diet pondaient en moyenne de 25 à 5 œufs(tableau 2). Aucune ponte n’a été observée par les femelles nourries sur le i-liq_diet. Mortalité F1 La condition physique des moustiques F1 a été évaluée entre les colonies nourries au sang de vertébrés ou le r-liq_diet. Des larves, des pupae et la mortalité adulte ont été enregistrées. La variabilité (erreur standard de la moyenne [SEM]) était plus élevée chez les moustiques nourris au sang(figure 9 et tableau 2) par rapport aux moustiques nourris au r-liq_diet. La génération F1 de moustiques nourris au sang ou au r-liq_diet avait des taux de mortalité et de survie comparables. Espérance de vie F1 Le Center for Disease Control and Prevention estime que les moustiques femelles adultes sauvages vivent jusqu’à un mois, mais ne survivent probablement pas pendant plus d’une semaine et demie et que les mâles vivent environ une semaine et se nourrissent exclusivement de nectar et d’autres sources de sucre. Il est à noter que les différences dans l’apport alimentaire des parents peuvent affecter la survie de la progéniture demoustiques 17. Dans notre expérience, les femelles adultes et les mâles dans le sang (femelle s’il y a 24,5 à 6,8; mâle sa il y a 18,5 à 6,9) et le r-liq_diet (femelle : 22,5 à 8,1; mâle : 11,9 à 6,9) les groupes avaient une espérance de vie moyenne similaire(tableau 3) et les femmes présentaient une durée de vie accrue par rapport aux hommes. Taille du corps F1 La longueur de l’aile a été utilisée comme indicateur de la taille du corps adulte. Par rapport à d’autres espèces, les anophèles adultes sont des moustiques de petite à moyenne taille avec une longueur d’aile comprise entre 2,8 et 4,4 mm longueur d’aile18. La taille du corps adulte des moustiques F1 Anopheles nourris au r-liq_diet se situe dans la fourchette prévue et est semblable aux moustiques insectifs nourris au sang (figure 10). Analyse statistique Les données présentées représentent la moyenne d’au moins trois expériences indépendantes (sauf indication contraire). Les barres d’erreur représentent le SEM. Lorsque les données ont suivi une distribution gaussienne, des groupes indépendants ont été comparés à l’aide du test t de l’étudiant, sinon le test Mann-Whitney a été appliqué. Les différences entre les groupes nourris au régime artificiel ont été analysées à l’aide du test exact du pêcheur et ont été considérées comme significatives à P – 0,05. Figure 1 : Collecte de sang de souris CD1 par perforation intracardiaque. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre. Figure 2 : Appareil d’alimentation artificielle standard. La mangeoire en verre contient des r-liq_diet qui sont nourris aux moustiques anophèles femelles. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre. Figure 3 : Moustiques anophèles après alimentation artificielle. De gauche à droite : une femelle entièrement engorgée qui s’est vu offrir une liq_diet r, une femelle non engorgée qui s’est vu offrir une femme r-liq_diet, mâle et entièrement engorgée qui s’est vu offrir du sang de souris. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre. Figure 4 : Oeufs d’anophèle pondus 48 h après l’alimentation des femelles avec le r-liq_diet. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre. Figure 5 : Stades de larves L2 qui se sont développés à partir des œufs et qui ont été recueillis sur du papier filtre et placés dans des plateaux contenant de l’eau distillée. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre. Figure 6 : Aile droite d’une génération F1 d’un moustique femelle Anopheles coluzzii. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre. Figure 7 : Protocole schématique des tests de régime artificiel. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre. Figure 8 : Taux d’alimentation des moustiques femelles nourries soit par les régimes artificiels, soit par le sang. Les astérisques indiquent des différences significatives entre les moustiques nourris avec les régimes r-liquide et i-liquide et le groupe témoin alimenté par le sang. Test exact de Fisher à deux face : P 0,0001 (risque relatif : 0,4828, 95% de confiance Niveau [CL]: 0.3776 à 0.6194) pour le régime r-liquide contre le sang,’P ‘ 0.0335 (risque relatif: 1.379, 95% CL: 1.044 à 1.836) pour le sang par rapport à l’alimentation i-liquide. Bleu: non nourri; rouge: nourri. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre. Figure 9 : Effet du repas sans sang formulé sur la mortalité et le rapport hommes/femmes des moustiques F1 Anopheles coluzzii. Trois expériences indépendantes ont été réalisées, chacune utilisant 30 moustiques par régime. Un t-test non apparié n’a montré aucune différence significative entre le groupe de sang-alimenté et le groupe de r-liq_diet alimenté(valeurs de P ont varié de 0.5047 à 0.8491). Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre. Figure 10 : Longueur de l’aile. La distance entre l’incision axiale et la veine R4-5 à l’exclusion de l’ensemble de franges a été utilisée pour déterminer la longueur de l’aile. La taille a été évaluée pour 5 femelles et 5 mâles de chaque groupe diététique (moyenne – SEM). Les valeurs sont représentées comme la moyenne – SEM. Saumon: r-liq_diet; rouge : sang vertébré. T-test non apparié; aile gauche féminine : t 1.300, df 8, P 0,2298; aile gauche masculine : t 2,400, df 8, P 0,0432; aile droite féminine : t 1.300, df 8, P 0,2298; aile droite masculine : t 2,277, df 7, P 0,0569. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre. Composants g/L Triphosphate d’adénosine 0.55 Albumin de sérum bovin 200 Cholestérol 1 Chlorure de calcium anhydre anhydre 0.2 Chlorure de choline 0.004 Pantothénate D-calcium (vitamine B5) 0.004 Anhydrous d-glucose 4.5 Ferric nitrate nonahydrate 0.0001 Acide folique 0.004 Glycine 0.03 I-inositol (I-inositol) 0.007 L-arginine monohydrochlorure 0.084 Dihydrochlorure de L-cystine 0.063 L-glutamine 0.584 Monohydrate de monochlorure de L-histidine 0.042 L-isoleucine 0.105 L-leucine 0.105 Monochlorure de L-lysine 0.146 L-méthionine 0.03 L-phénylalanine 0.066 L-serine 0.042 L-thréonine 0.095 L-tryptophane 0.016 Dihydrate de sel de lisodium de L-tyrosine 0.104 L-valine 0.094 Anhydre de sulfate de magnésium 0.098 Niacinamide (nicotinamide) 0.004 Rouge phénol 0.015 Chlorure de potassium 0.4 Pyridoxine Monohydrochlorure 0.004 Sel de sodium à l’acide pyruvic 0.011 Riboflavine (vitamine B2) 0.0004 Bicarbonate de sodium 3.7 Chlorure de sodium 6.4 Anhydrous monobasic de phosphate de sodium 0.109 Amonohydrochlorure de thiamine (vitamine B1) 0.004 Seulement en r-liq_diet Tableau 1 : Composition du régime i-liquide et du régime r-liquide. Nombre total d’œufs (SEM) Oeufs/femelles (SEM) Sang 733 à 330 De 24 à 11 ans r-liq_diet 763 à 164 25 à 5 i-liq_diet 0 0 Tableau 2 : Lots d’œufs produits par les femelles Anopheles coluzzii. Trois expériences indépendantes ont été réalisées pour chaque régime expérimental utilisant 30 moustiques femelles dans chacun. Femmes (jours et SEM) Mâles (jours et SEM) Sang 24,5 à 6,8 De 18,5 à 6,9 r-liq_diet 22,5 à 8,1 De 11,9 à 6,9 Tableau 3 : Espérance de vie des moustiques F1 Anopheles. La longévité des moustiques F1 à partir de F0 nourris artificiellement a été évaluée en enregistrant les dates de naissance et de décès de chaque moustique provenant du même groupe alimentaire (15 femelles et 15 mâles ont été suivis). Les résultats sont représentés comme la durée de vie moyenne des moustiques par groupe de régime.

Discussion

Le succès de notre régime sans sang formulé est probablement le résultat de l’effet physiologique synergique de tous les composants ajoutés à l’i-liq_diet (riche en sucre, acides aminés, vitamines et microéléments): BSA (source de protéines), ATP (phagostimulant) et cholestérol (source lipidique). La supplémentation du r-liq_diet avec les composants individuels seuls n’était pas efficace en stimulant la production d’oeufs (données non montrées). Un inconvénient du protocole pourrait être le coût de certains des composants, tels que le cholestérol. Malgré cela, sa présence est fondamentale, car les insectes sont incapables de le synthétiser19 et cette molécule est le précurseur des hormones ecdystéroïdes qui régulent la synthèse du jaune et la maturation des œufs chez les arthropodes20. Des quantités plus faibles de cholestérol doivent être testées afin d’optimiser la quantité nécessaire dans le but de réduire les coûts et d’augmenter les avantages de l’alimentation artificielle.

Une autre limitation de la méthode est que le régime artificiel doit être fraîchement préparé à partir de solutions de stock, comme une fois préparé dans sa forme liquide finale, il perd de la qualité après stockage. À l’avenir, notre régime alimentaire formulé pourrait être préparé comme une puissance séchée, similaire à SkitoSnackt, un substitut de repas de sang artificiel pour les moustiques Aedes aegypti 21.

En plus de fournir les nutriments nécessaires, un repas artificiel doit attirer et stimuler les moustiques femelles à se nourrir de la même manière que lorsqu’ils se nourrissent de sang frais vertébré. Le régime artificiel sans sang décrit ci-temps a eu comme conséquence une augmentation de 20% des moustiques femelles entièrement engorgés comparés au groupe de sang vertébré alimenté. Cette mesure indirecte de l’attraction pourrait être clarifiée en utilisant des olfactomètres pour confirmer que le régime artificiel est plus attrayant et plus attrayant pour les moustiques que le sang frais.

L’impact le plus élevé de l’alimentation sur la mortalité larvaire a été observé chez les larves dérivées de moustiques nourris avec du sang, ce qui suggère qu’un régime artificiel de composition stable peut contribuer à réduire la mortalité et à améliorer le succès de la reproduction des moustiques par rapport au sang frais. L’issue moins prévisible d’un repas de sang peut résulter des variations d’hôte dans la composition17 et de la présence dans le sang des molécules qui peuvent interférer avec la physiologie de moustique22. Les faits précédents soulignent les avantages pour l’élevage de moustiques de haute qualité de régimes sans sang frais.

Dans l’ensemble, le nombre moyen d’œufs pondus dans notre étude était faible par rapport à ceux signalés chez certains insectaires, mais le nombre moyen d’œufs oviposites était comparable à la souche d’études en laboratoire A. gambiae nourrie au sang humain (22,6 à 5,5 œufs/femelle)23. Aucune différence statistique significative n’a été observée entre nos groupes expérimentaux nourris de sang frais ou de repas artificiels (tableau 2), suggérant que la mise en œuvre d’un système d’alimentation à membrane artificielle avec notre régime formulé est suffisante pour maintenir et propager les colonies de moustiques anophèles en captivité.

Les repas artificiels sans sang peuvent maintenir les colonies d’Aedes 22,mais lorsqu’ils sont appliqués aux moustiques anophèles, ils sont de succès limité ou nul11. Récemment, un repas artificiel à base de plasma pour les moustiques anophèles a été décrit24, mais les taux d’alimentation et le potentiel reproducteur était faible. Nos résultats représentent une avancée substantielle dans l’état de l’art (révisé par Gonzales et Hansen11) que notre r-liq_diet formulé avait une performance similaire ou meilleure que le repas de sang vertébré standard. D’autres améliorations de la stabilité et du coût du stockage devraient élargir la portée de son application.

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Nous tenons à remercier Dinora Lopes (IHMT-NOVA Animal Facility) pour son soutien technique, Joana Gomes et Ana Catarina Alves (IHMT-NOVA Insectary Facility) pour le maintien des colonies de moustiques Anopheles. Financé par la Fondation Bill et Melinda Gates (OPP1138841), Fundaçao para a Ciência e Tecnologia (UID/Multi/04413/201, UID/Multi/04326/2013, SFRH/BPD/89811/2012, CEECIND/00450/2017).

Materials

Adenosine 5'-triphosphate (ATP) disodium salt hydrate Sigma Aldrich A2383
BSA-Bovine Serum Albumin Sigma Aldrich A790G
Cholesterol MP Biomedicals 199342
Dulbecco's modified Eagle's medium (high glucose with L-glutamine) Lonza Bioscience BE12-604F
Entellan mounting medium Merck 1079610100
Glassfeeder Local glazier by design
Heparin Sodium Salt Pan Reac AppliChem A3004,0001
Imalgène 1000 Merial, Portugal 01MER122
Needle 20 G x 1" 0.9 x 25 mm needle Terumo Europe NN-2025R
Parafilm Sigma Aldrich P6543-1EA
Rompun Bayer, Portugal 7427831
Sterilization Millex-HV 0,45 Millipore SLHVR25KS
Syringe, 1ml, 27 G x ½" 0.4 x 12 mm needle Terumo Europe BS-NIN2713
Teich Mix Astra Pond Astra 4030733100957
Tetra Goldfish Flakes Tetra 4004218742642
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. WHO. . World Malaria Report. , (2016).
  2. Hansen, I. A., Attardo, G. M., Rodriguez, S. D., Drake, L. L. Four-way regulation of mosquito yolk protein precursor genes by juvenile hormone-, ecdysone-, nutrient-, and insulin-like peptide signaling pathways. Frontiers in Physiology. 5, 103 (2014).
  3. Catteruccia, F., Crisanti, A., Wimmer, E. A. Transgenic technologies to induce sterility. Malaria Journal. 8, 7 (2009).
  4. Dame, D. A., Curtis, C. F., Benedict, M. Q., Robinson, A. S., Knols, B. G. J. Historical applications of induced sterilisation in field populations of mosquitoes. Malaria Journal. 8, 2 (2009).
  5. Lacroix, R., et al. Open Field Release of Genetically Engineered Sterile Male Aedes aegypti in Malaysia. PLoS One. 7, 42771 (2012).
  6. Lea, A. O., Knierim, J. A., Dimond, J. B., Delong, D. M. A Preliminary Note on Egg Production from Milk-Fed Mosquitoes. The Ohio Journal of Science. 55, 1-21 (1955).
  7. Kogan, P. H. Substitute blood meal for investigating and maintaining Aedes aegypti (Diptera: Culicidae). Journal of Medical Entomology. 27, 709-712 (1990).
  8. Griffith, J. S., Turner, G. D. Culturing Culex quinquefasciatus mosquitoes with a blood substitute diet for the females. Medical and Veterinary Entomology. 10, 265-268 (1996).
  9. Jason Pitts, R. A blood-free protein meal supporting oogenesis in the Asian tiger mosquito, Aedes albopictus (Skuse). Journal of Insect Physiology. 64, 1-6 (2014).
  10. Gonzales, K. K., Tsujimoto, H., Hansen, I. A. Blood serum and BSA, but neither red blood cells nor hemoglobin can support vitellogenesis and egg production in the dengue vector Aedes aegypti. PeerJ. 3, 938 (2015).
  11. Gonzales, K. K., Hansen, I. A. Artificial Diets for Mosquitoes. International Journal of Environmental Research and Public Health. 13 (12), 1267 (2016).
  12. Cosgrove, J. B., Wood, R. J. Effects of variations in a formulated protein meal on the fecundity and fertility of female mosquitoes. Medical and Veterinary Entomology. 10, 260-264 (1996).
  13. Attardo, G. M., Hansen, I. A., Shiao, S. -. H., Raikhel, A. S. Identification of two cationic amino acid transporters required for nutritional signalling during mosquito reproduction. Journal of Experimental Biology. 209, 3071-3078 (2006).
  14. Clements, A. N. . The biology of mosquitoes: Development, nutrition, and reproduction. , (1992).
  15. Talyuli, O. A., et al. The use of a chemically defined artificial diet as a tool to study Aedes aegypti physiology. Journal of Insect Physiology. 83, 1-7 (2015).
  16. Lopes, L. F., Abrantes, P., Silva, A. P., Dorosario, V. E., Silveira, H. Plasmodium yoelii: The effect of second blood meal and anti-sporozoite antibodies on development and gene expression in the mosquito vector, Anopheles stephensi. Experimental Parasitology. 115, 259-269 (2007).
  17. Phasomkusolsil, S., et al. Maintenance of mosquito vectors: effects of blood source on feeding, survival, fecundity, and egg hatching rates. Journal of Vector Ecology. 38, 38-45 (2013).
  18. Gillies, M. T., De Meillon, B. The Anophelinae of Africa South of the Sahara (Ethiopian zoogeographical region). Publications of the South African Institute for Medical Research. 54, 1 (1968).
  19. Canavoso, L. E., Jouni, Z. E., Karnas, K. J., Pennington, J. E., Wells, M. A. Fat metabolism in insects. Annual Review of Nutrition. 21, 23-46 (2001).
  20. Clifton, M. E., Noriega, F. G. The fate of follicles after a blood meal is dependent on previtellogenic nutrition and juvenile hormone in Aedes aegypti. Journal of Insect Physiology. 58, 1007-1019 (2012).
  21. Gonzales, K. K., et al. The Effect of SkitoSnack, an Artificial Blood Meal Replacement on Aedes aegypti Life History Traits and Gut Microbiota. Scientific Reports. 8, 11023 (2018).
  22. Vodovotz, Y., Zamora, R., Lieber, M. J., Luckhart, S. Cross-talk between nitric oxide and transforming growth factor-beta1 in malaria. Current Molecular Medicine. 4, 787-797 (2004).
  23. Sumba, L. A., et al. Daily oviposition patterns of the African malaria mosquito Anopheles gambiae Giles (Diptera: Culicidae) on different types of aqueous substrates. Journal of Circadian Rhythms. 2, 6 (2004).
  24. Baughman, T., et al. A highly stable blood meal alternative for rearing Aedes and Anopheles mosquitoes. PLoS Neglected Tropical Diseases. 11, 0006142 (2017).

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Marques, J., Cardoso, J. C. R., Félix, R. C., Power, D. M., Silveira, H. A Blood-Free Diet to Rear Anopheline Mosquitoes. J. Vis. Exp. (155), e60144, doi:10.3791/60144 (2020).
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