Chronic Implantation of Multiple Flexible Polymer Electrode Arrays

Jason E Chung; Hannah  R Joo; Clay  N Smyth; Jiang Lan Fan; Charlotte Geaghan-Breiner; Hexin Liang; Daniel  Fan Liu; Demetris Roumis; Supin Chen; Kye  Y Lee; Jeanine  A Pebbles; Angela  C Tooker; Vanessa  M Tolosa; Loren  M Frank

doi:10.3791/59957

JoVE Journal > Neuroscience

Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.

신경과학

Хроническая имплантация нескольких гибких полимерных электродов

Published: October 04, 2019

doi:

10.3791/59957

Jason E Chung*^1,2, Hannah R Joo*^1,2, Clay N Smyth², Jiang Lan Fan³, Charlotte Geaghan-Breiner², Hexin Liang², Daniel Fan Liu³, Demetris Roumis², Supin Chen^4,5, Kye Y Lee⁴, Jeanine A Pebbles⁴, Angela C Tooker⁴, Vanessa M Tolosa^4,5, Loren M Frank^2,6

¹Medical Scientist Training Program and Neuroscience Graduate Program,University of California San Francisco, ²Kavli Institute for Fundamental Neuroscience, Center for Integrative Neuroscience, and Department of Physiology,University of California San Francisco, ³Bioengineering Graduate Program,University of California San Francisco, ⁴Center for Micro- and Nanotechnology,Lawrence Livermore National Laboratory, ⁵Neuralink Corp., ⁶Howard Hughes Medical Institute

Summary

Ниже описан метод имплантации нескольких полимерных электродов в анатомически удаленных областях мозга для хронической электрофизиологической записи у свободно движущихся крыс. Подготовка и хирургическая имплантация подробно описаны, с акцентом на принципы проектирования, чтобы направлять адаптацию этих методов для использования в других видах.

Abstract

Одновременные записи из больших популяций отдельных нейронов в распределенных областях мозга в течение нескольких месяцев до нескольких лет позволят новые возможности научного и клинического развития. Использование гибких полимерных электродов может поддерживать длительную запись, но те же механические свойства, которые позволяют долговечность записи сделать несколько вставок и интеграции в хронический имплантат вызов. Вот методология, с помощью которой несколько полимерных электродов массивов могут быть направлены на относительно пространственно неограниченный набор областей мозга.

Метод использует тонкопленочные полимерные устройства, отобранные для их биосовместимости и способности для достижения долгосрочных и стабильных электрофизиологических интерфейсов записи. Полученный имплантат обеспечивает точную и гибкую ориентацию анатомически удаленных регионов, физическую стабильность в течение нескольких месяцев и надежность к электрическому шуму. Методология поддерживает до шестнадцати последовательно вставленных устройств на восьми различных анатомических мишенях. Как было показано ранее, методология способна записываться с 1024 каналов. Из них 512 каналов в этой демонстрации, используемых для записи одного нейрона, дали 375 одиночных блоков, распределенных по шести сайтам звукозаписи. Важно отметить, что этот метод также может записывать одиночные единицы, по крайней мере 160 дней.

Эта стратегия имплантации, в том числе временно крепления каждого устройства с выдвижной кремния вставки челнок, включает в себя привязывание устройств на их целевой глубины черепа прилипания пластиковый кусок базы, который специально разработан для каждого набора записи цели, и стабилизация /защита устройств в силиконовой заполнены, специально разработанный пластиковый корпус. Также рассматривается подготовка устройств для имплантации, а также принципы проектирования, которые должны направлять адаптацию к различным комбинациям областей мозга или массива конструкций.

Introduction

Идеальный нейронный имплантат будет записывать от очень большого количества отдельных нейронов в распределенных областях мозга в течение нескольких недель до нескольких месяцев. Гибкие полимерные электродные массивы обеспечивают электрофизиологические записи с долговечностью для записи в течение нескольких месяцев и стабильность для отслеживания отдельных нейронов^1,^2,³. Тем не менее, те же механические свойства, которые уменьшают повреждение стрижки⁴ и придают биосовместимости и возможности записи^2,^3,^5,^6,^7, ⁸ представляют собой проблему для их вставки в мозг по отношению к их жестким коллегам. Предыдущая работа выполнена максимум четыре 32-канальных массивов, но общая доходность отсортированных настроенных одиночных нейронов не сообщается^2,^3,⁹. И наоборот, кремниевые электродные массивы были использованы в высокой плотности, многорайонных имплантатов, но эти технологии не имеют возможности записывать шипы из нейронов в течение нескольких месяцев (долголетие) или отслеживать те же нейроны (стабильность) на этом сроке, или плотность записи из сотен отдельных нейронов в нескольких областях мозга. Представленный здесь метод преодолевает низкое количество вставок в современных методах, основанных на полимерных электродах, обеспечивая тем самым средства для электрофизиологической записи большого количества отдельных нейронов в нескольких анатомически удаленных регионах для месяцев, со стабильностью для записи из тех же отдельных нейронов в течение многих дней.

Существует некоторая дискуссия относительно важности использования полимерного субстрата вместо микропровода или кремния на основе стратегий. Как показали Dhawale et al.^10,микропроводы действительно способны к многомесячной стабильной записи у грызунов, хотя имплантаты были ограничены 16 тетродами в одном регионе. Масштабирование размера микропроводного имплантата достигает относительно высокого верхнего предела, с до 1792 имплантированных каналов, достигнутых в не-человеческого примата¹¹. Тем не менее, строительство массивов микропровода несовместимо с процессами нанофабрикивания кремния и, следовательно, чрезвычайно много времени, требуя ручного управления каждым каналом индивидуально во время строительства¹²^,¹³ ^,¹⁴. Таким образом, не ясно, может ли эта технология поддерживать увеличение каналов записи на порядок.

Современные кремниевые устройства могут размещать сотни или даже более тысячи электродов на одном монолитном устройстве^15,^16,^17,^18,^19. Последние процессы изготовления кремния генерируют устройства с меньшими поперечными областями, независимо от материала, что приводит к меньшей глиальной активации^20,^21,^22,²³ ²⁴ и более совместимых устройств. Существует изменчивость в докладах кремниевый зонд одноединой записи долговечности, с некоторыми указывая, что относительно большие кремниевые зонды могут обеспечить долгосрочную запись²⁵^,²⁶. Примечательно, что последние коммерчески доступные кремниевые устройства¹⁷ имеют долговечность для записи в течение нескольких месяцев и имеют поперечные области, очень похожие на хвостовики, используемые в описанном здесь методе (Jun et al. 2017¹⁷: 70 мкм х 20 мкм, устройства, описанные здесь и в Chung et al. 2019¹: 68 мкм – 80 мкм х 14 мкм). Из-за разницы в стабильности, этот зонд не был продемонстрирован, чтобы иметь возможность записывать из тех же нейронов в течение нескольких недель. Это, вероятно, связано с некоторым сочетанием использования жесткого кремния, а также прямое привязывание к черепу, как известно, вызывают микродвижение, нестабильность и глиоз на массив-мозг интерфейс²⁷^,²⁸. Для построения устройства, которое может двигаться с нервной ткани, материалы, которые являются мягкими^5,²⁹ и гибкие⁷ не требуется. Многие доступные полимеры (см. Geddes и Roeder^30,Fattahi et al.³¹, и Weltman et al.³² для обзоров) обладают гибкостью и стабильностью микропроводов, а также совместимы с процессами нанофабрикивания, которые позволяют плотной упаковки кремниевых устройств.

Несколько проблем нейронной имплантации специфичны для использования гибких полимерных электродов. Первый из них является вставка массива, как гибкие массивы не хватает жесткости, чтобы быть выдвинуты в мозг, как кремний или микропровода на основе стратегий. Большинство стратегий вставки для гибких устройств зависит от временного ужесточения субстрата, как это делается в этом методе (см. Weltman et al.³² для обзора). Есть пять заметных стратегий, которые не используют жесткий шаттл. Во-первых, Есть методы, которые используют материалы, которые переходят от жесткого к совместимой при имплантации³³^,³⁴. Недостатком этой стратегии является то, что она требует относительно большой поперечной области для достижения силы, необходимой для проникновения ткани мозга до раскряжевки, как продиктовано Euler в раскряжевки силы расчета³⁵. Это увеличение поперечной области негативно скажется на здоровье окружающих^{тканей 20,}^21,^22,^23,²⁴. Во-вторых, использование съемной поддерживающей структуры над мозгом³⁶, хотя это требует длительного удаления или растворения строительных лесов для поддержания минимальной неподдерживаемой длины (и высокой силы пряжки). Кроме того, это потребует, чтобы массив был вставлен с более длинной неподдерживаемой длиной, что потребовало бы более жесткого подступа массива или более крупного массива поперечной области. Третье – предварительное проникновение, чтобы открыть отверстие для гибкого массива, который будет вставлен в потом³⁵. Это требует точной перестройки или относительно большого диаметра до проникновения, а также жесткости электродного массива и поперечной области, чтобы позволить неподдерживаемую вставку. В-четвертых, это использование растворимых покрытий для застывания гибкого устройства. Это значительно увеличивает поперечную область и острые повреждения, вызванные вставкой, даже если специальные меры предосторожности принимаются для сохранения острого кончика устройства^37. Пятое – это инъекция полимерного массива. Эта стратегия имела успех в достижении имплантатов с до четырех 32-ch вставки², но требует использования гораздо большей поперечной области для вставки, 250 мкм – 1,5 мм внешнего диаметра стеклянной капиллярной трубки⁹, вызывая большие острые повреждения. В отличие от этого, с помощью съемного шаттла, добавляя поперечную область к острой вставке, позволяет использовать самые жесткие возможные материалы, и поэтому может быть теоретический минимальный размер при вставке произвольно гибкого устройства. Таким образом, вставка с помощью жесткого шаттла в настоящее время является наиболее привлекательным вариантом для вставки гибких устройств.

Есть два требования любого подхода шаттла вставки: подходящий жесткий субстрат и способ увязать гибкое устройство с субстратом. Вставка челночные материалы, как правило, кремний³⁸^,³⁹^,⁴⁰^,⁴¹, нержавеющей стали⁸^,⁴², или вольфрама⁴³^,⁴⁴^, ⁴⁵, с более жесткими материалами, позволяющими для небольших поперечных областей. Они, как правило, прикреплены с помощью клея, таких как полиэтиленгликоль (PEG)⁸^,³⁸^,³⁹^,⁴²^,⁴³, электростатические силы⁴⁰, или прямой физическое соединение⁴⁵^,⁴⁶. Во всех случаях, проблемы выравнивания и соединения электродного массива и вставки челнока до вставки и разъединения после вставки. Ниже приведена уточнение метода, введенного Феликсом и др.^39, чтобы временно скобки электродного массива с кремния вставки челнока, прилагается с помощью PEG, который удаляется после вставки массива на его целевой глубины.

Вторая проблема, которую представляют гибкие устройства в рамках хронического имплантата является стабилизация устройства в головном мозге в то же время позволяет для устройства, которые будут интегрированы в имплантат, прикрепленный к черепу. Мозг движется относительно черепа из-за естественных пульсаций, посттравматических отековых изменений, воздействия и других причин, и электродный массив должен быть по крайней мере несколько свободно двигаться относительно того, где он прикреплен к черепу и записи оборудования. Это достигается с помощью 3D-печати пластиковых базовых кусок, специально предназначенные для каждого набора имплантатов целей, который имеет несколько функций: солевой резервуар во время имплантации, расположение привязывать полимерных массивов, и жилье для силиконового геля. Привязывая расположение над черепом и силиконовым гелем работают вместе, чтобы создать больший радиус кривизны для массива и тем самым позволяют больше сжимать силы на массиве. Это, в свою очередь, позволяет передвижение мозга относительно якорных точек массива (черепа) быть переведены в пряжки нагрузки.

Дальнейшие проблемы включают в себя необходимость размещения нескольких массивов и обеспечить достаточное облегчение деформации для животного свободно вести себя без передачи вибраций или ударных сил в электродных массивов, которые могут вызвать движение по отношению к нервной ткани. Адаптация к решениям, которые были использованы в аналогичных приложений, где мозг должен быть стабильным по отношению к жесткой записи окна решили эту проблему. Искусственный dural герметик силиконовый гель(Таблица материалов), который ранее было показано, что нетоксичные и предотвратить утечку CSF⁴⁷, обеспечивает контрдавление на мозг, чтобы предотвратить внешний отек и стабилизировать массив на поверхности мозга. Дополнительный слой защиты добавляется к лентам устройства по средневязке, хирургическому сорту силиконового эластомера, ранее продемонстрированный для использования в герметизации хронических нейронных электродных имплантатов^48. Наконец, силиконовый буферизированный имплантат и хедстейш заключены с 3D-печатными частями, предназначенными для поддержания низкого центра массы для минимального снижения нормальной подвижности животного.

Этот протокол начинается с гибкого полимерного микроэлектрода, установленного на кремниевый шаттл для вставки. Он продолжает монтаж массива-челнока устройства на 3D-печатной вставки штук, описывает хирургическую технику и имплантата строительных шагов, необходимых для успешного имплантации животного, и способен поддерживать шестнадцать мультиполимер-электрод массивы, имплантированные в восемь анатомически отдаленных регионах в одну крысу¹.

Этот протокол предполагает, что исходные материалы полимерных электродных массивов, прикрепленных биорастворимым клеевым полиэтиленовым гликолем (PEG) к кремниевому шаттлу вставки, как показано в Felix et al.^39,и по крайней мере два самостоятельно подвижных вставки части: один, к которому кремниевый шаттл будет приклеен и тот, к которому разъем электродного массива будет прилипать. Этот протокол также использует третью часть вставки, чтобы более надежно прикрепить две части вставки к микроманипулятору микроманипулятора микрон-масштабного. Все файлы для 3D-печати можно найти по адресу: https://github.com/jasonechung/PolymerProbe3DParts

Каждый полимерный электродный массив, используемый в этом методе, состоит из двух-четырех записных хвостовиков, ленты, которая передает электрические следы, и, в конце ленты, аппаратного разъема или печатной платы. Электродный массив и лента фиксируются на кремниевом шаттле с ПОМОЩЬю ПЭГ. Каждая лента имеет 2 см длиной х 1 мм толщиной полиимидной трубки прилагается к ленте через УФ излечимой эпоксидной смолы, расширяя перпендикулярно длине ленты. Каждое устройство (электродный массив и шаттл вставки) должны быть загружены на 3D-печатные вставки частей, которые будут использоваться для вставки массива в мозг и убирать шаттл (Рисунок 1). В этой конструкции гидравлический микроманипулятор вставки (зеленый, Таблица материалов)перемещает весь аппарат вставки (часть 1, часть 2 и микроманипулятор опрокидки, оранжевый) на целевую глубину. После того, как массив был отделен от вставки аппарата и фиксированной, второй, опрокидывание микроманипулятора (оранжевый) удаляет кусок 1 и прилагается шаттл независимо от остальной части вставки аппарата, удаление шаттла без смещения массива.

Рисунок 1: Компоненты вставки.
(A) Части 1 и 2 временно закреплены друг к другу со съемным винтом и позже будут пристыкованы к опорщику опрокидного микроманипулятора (оранжевый). (B) Массив и вставка трансфер адекбойфренды к части 1 и разъем массива прилагается к части 2 с двусторонней лентой. Часть 3 соединяет микроманипулятор опровержения и части 1 и 2 с микроманипулятором вставки (зеленый). Микроманипулипулятор вставки крепится к стереотактическому адаптеру для позиционирования имплантатов. Части 1-3 изображены в их относительных размерах. Кусок 4 является стабилизирующей частью для правильного выравнивания шаттла для вставок. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.

Protocol

Все протоколы, описанные в этой рукописи, были утверждены Институциональным комитетом по уходу за животными и использованию при UCSF. 1. Подготовка полимерных электродных массивов для вставки (30 мин) Прикрепите кусок 1 к части 2, вставив винт через выровненные, вертикально ориентированные отверстия, чтобы заблокировать куски вместе(Рисунок 2). Держите эти две части в пороке. Прикрепите двусторонню ленту(Таблица материалов) к верхней части части 2. Прикрепите стабилизирующий кусок 4 к концу части 1. Он будет проводиться на месте трения. Рисунок 2: Сборка для выравнивания массива-шаттла.(A) Сборка частей 1, 2, и стабилизирующий кусок при подготовке вложения шаттла вставки. (B) Части 1 и 2, удерживаемые вместе с большим пальцем винта. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры. Вручную выровнять электродный массив и прикрепить шаттл вставки с узким концом сегмента части 1. Когда зонд выровнен с продольной оси кусок 1, придерживаться разъема массива полиимид двусторонней лентой на плоской части кусок 2. С пластиковыми наконечником щипцы, связавшись только с крылом полиимидов, прикрепленных к ленте массива, поднимите вставку челночно-электродного массива устройства оконечности от части 1, к внешней стабилизирующей части (Рисунок 3A). Нанесите небольшое количество цианоакрилата(Таблица материалов)или другого клея (10 евро) до конца части 1. Слишком мало не будет сильно придерживаться вставки шаттла к части 1, рискуя отряд во время вставки или опровержения. Слишком много рисков, переполненных шаттл и придерживаясь самого массива кусок 1. Используя пластиковые наконечником щипцы, связавшись только с крылом полиимидов, прикрепленным к ленте массива, переровняйте устройство с узким сегментом части 1, с квадратной вкладкой шаттла (и только шаттла) на вершине клея(рисунок 3B). Сделать небольшие корректировки выравнивания, манипулируя стороной кремния шаттл или PEG. Избегайте применения чрезмерной силы к ленте или хвостовики. Рисунок 3: Выравнивание, вложение и стерилизация массива-шаттла.(A) Правильная ориентация вставки челночно-электродного массива устройства для нанесения клея на док-станции части 1. Двуххвостый массив-шаттл показано. (B) Полимерный электрод ный массив и вставка челнока установлен на вставке кусок, с временной стабилизирующей части для выравнивания. Двуххвостый массив-шаттл показано. (C) Вставка устройства, заключенного в пластиковую коробку для защиты во время стерилизации. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры. Нанесите мягкое понижательное давление с щипками с обеих сторон стабилизирующего куска и удалите его из сборки, не перемещая массив. Удалите монтаж установленного устройства (части 1 и 2, массив, вставка шаттла и разъем массива) из порока и прикрепите его двусторонней лентой к основанию небольшой пластиковой коробки для стерилизации оксидом этилена(рисунок 3C). Паровая стерилизация не подходит для этих устройств. 2. Дизайн базовой части Определите размеры краниэктомии для отдельных стереотактических целей, а также расположение черепных винтов и наземных винтов. Размер краниэктомии определяется следом массива, с несколькими сотнями (300) микрон окружности для размещения корректировки, чтобы избежать поверхности сосуды. Используя программное обеспечение для проектирования (например, CAD), проектировать след базовой части, чтобы окружить запланированные черепа и вписываются в периметр, определяемый височной хребет и череп винты, максимизируя площадь поверхности черепа, которая будет за пределами базовой части, к которой клей luting цемента может связываться, чтобы придерживаться имплантата к черепу. Контур нижней поверхности базовой части, чтобы он мог быть прилипкек к черепу без пробелов, уменьшая вероятность заражения и предотвращая сосуд или силиконовый эластомер от просачивания. Установите высоту базовой части до 3-7 мм, достаточно высокой, чтобы держать солин и силиконовый эластомер, но достаточно низкий, чтобы не препятствовать видимости во время вставки массива (ы).ПРИМЕЧАНИЕ: Базовая часть может быть разработана с вертикальными столбами или аналогичными функциями, к которым крылья полиимидов могут быть привязаны в точке выше черепа. Не позволяйте точкам вложения препятствовать представлению. 3D печать базовой части (Рисунок 4) и стерилизовать базовый кусок до имплантации. Рисунок 4: Череп подготовлен для имплантации.Durectomies в комплекте с черепом винты, базовый акриловый слой, и базовый кусок крепится к черепу. 3. Подготовка черепа (2 ч) Выберите крысу 400 г или больше, чтобы поддержать вес имплантата. Мужские крысы Лонг-Эванс, в возрасте 6-12 месяцев были использованы. Анестезия крысы. Поместите животное в анестезионную камеру. Включите 5% изолюран. Вводят интраперитонеальную дозу кетамина (50 мг/кг), ксилазина (6 мг/кг) и атропина (0,14 мг/кг). Мониторинг анестезии глубины каждые 20 минут на протяжении всей процедуры, проверяя нет вывода из лапы щепотку и дыхательные частоты остается 50-75 вдохов / мин. Нанесите глазную мазь на крысу. Побрить голову крысы. Поместите животное в держатель стереотакси. Подготовка хирургического сайта путем очистки с тремя чередующихся скрабы каждый из Povidone-йод хирургического скраб, а затем стерильный солизной раствор. Вводят 0,2 см 0,5% лидокаина в кожу головы. Сделайте сагиттальный разрез в средней линии черепа, подвергая по крайней мере 3 мм переднего брегмы и 3 мм задней к lambda. Удалите периостей с помощью ватных тампонов. Марк вставки и краниэктомии сайтов, забив череп скальпелем с помощью декартовой координации плоскости обнуляется на bregma со стереотактическим инструментом. Пробурите краниэктомию, оставляя тонкий слой кости, который можно удалить щипками. Не разоблачайте дюру. Это позволяет очищать череп костной пыли, не нарушая дюра. Просверлить и вставить костные винты, по одному, чтобы предотвратить попадание костной пыли в отверстия. Используйте щедрое изотоническое орошение для удаления костной пыли. Для имплантата примерно 50 граммов используйте 10-12 винтов. Титановые винты позволяют оссеоинтеграции49. Предварительные винты на глубину, которая полностью проникает в череп, не влияя на мозг. Подключите по крайней мере один костной винт к электрически проводящей проволоке, чтобы функционировать как цепная земля. После того, как все бурение завершено, очистите череп костной пыли солевым раствором. Высушите череп ватными тампонами или другими абсорбентами и нанесите первоначальный слой клейого лютинг-цемента(Таблица материалов)на винты (не используйте эмаль etchant на черепе грызунов). Этот предварительный клей luting цементный слой увеличит слипания имплантата и уменьшить труд в более поздних шагах сцепения. Удалите тонкий слой кости, оставшиеся на каждом участке краниэктомии. Резка dura с помощью 30-калиберной иглы с изогнутым кончиком, избегая при этом любых сосуд. Длина разреза соответствует размерам шаттла для вставки. Если есть кровотечение, орошать вручную с нежным солевой капельного и не продолжать, пока кровотечение остановилось. Если выполняются несколько дуректомий, держите участки влажными с гелевой пеной или другим методом, таким как регулярное орошение каждые несколько минут с солевой температурой тела. Высушите череп снова с ватными тампонами или другими абсорбентами в рамках подготовки к luting цемента прилипания базового куска к черепу. Расположите стерильную основную часть. Если базовый кусок будет охватывать bregma, отметьте другое место на известном расстоянии в качестве прокси. Нанесите клей лютят цемента по периметру базовой части. Заполните присоединенный базовый кусок сольным раствором; определить и патч любой утечки с клей luting цемента на интерфейсе между базовой части и интерфейс черепа (Рисунок 5).ПРИМЕЧАНИЕ: Очень важно, чтобы базовый кусок быть полностью закреплены на черепе, чтобы предотвратить утечку искусственного dural герметик силиконовый гель, так как это предотвратит адекватное приливку имплантата к черепу. Зверь готов к вставке массивов. 4. Серийные вставки массивов и опровержения шаттлов (1 ч на массив) ПРИМЕЧАНИЕ: Эта процедура должна быть опробована с нежизнеспособным устройством, особенно для многопрофильных имплантатов, где одно устройство может помешать имплантации последующих устройств. Загрузите части 1 и 2 на опровержение микроманипулятора поршня. Установите микроманипулятор части 1 в расширенное положение и микроманипулятор части 3 в убранное положение. Поршень будет скользить на терминальной глубине внутри части 1. Кусок 2 помещается в верхней части части 3, с отверстиями выровнены. Загрузить кусок 3 на вставку микроманипулятора поршень, и безопасный на месте с винтом на нижней части 3(Рисунок 5A,B). Нагрузка и винт штук 2 и 3 вместе, так что перемещение вставки микроманипулятор перемещает весь аппарат вставки(рисунок 5C). Удалите винт, который держит части 1 и 2 вместе. Часть 1 движется независимо от части 2, чтобы отделить опрокидываюшаттл анавочку из аппарата. Вставьте этот винт в боковое отверстие части 1, перпендикулярно поршневой дорожке, пока винт не надавит на поршень. Это гарантирует, что часть 1 движется в соответствии с втягивающим поршенем, как видно на рисунке 5D. Обязательно выберите боковое отверстие, которое не будет препятствовать зрению, когда аппарат установлен на стереотаксическом инструменте. Рисунок 5: Сборка вставки.(A) Монтаж кусок 3 к микроманипуляторам. (B) Прикрепление частей 1 и 2 на вставку аппарата. (C) Вставка частей с установленным электрод массива вставки челнока устройства. (D) Большой палец винт проведения кусок 1 и 2 вместе удалены. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры. Удалите любой гель-пены из черепа. Используйте реальные или прокси bregma для стереотаксической ориентации. При перемещении устройства к месту вставки, поддерживать высоту не менее нескольких сантиметров над черепом. Избегайте длительных периодов массива-челнока устройства вблизи черепа или мозга, чтобы уменьшить вероятность того, что конденсация будет отсоединить массив от вставки шаттла до или во время вставки. Если это происходит, попытка поднять массив-челнока устройство высоко над мозгом и черепом и ждать его высохнуть и вновь придерживаться. Отрегулируйте координаты имплантата, чтобы избежать поверхностных сосуд. Как и во время краниэктомии и дуректомии, избегайте проникновения сосудов напрямую. Вставьте устройство быстро (25 мкм/с), опуская со стереотактическим инструментом до тех пор, пока устройство не войдет в мозг. Устройство не будет проникать в мозг сразу. Степень сопротивления и ямочки будет зависеть от целевого местоположения и конструкции устройства (например, два против четырех хвостовиков, угол наклона), но ямочки обычно не превышают 1 мм(рисунок 6). Рисунок 6 : Вставка Array-шаттла.Array-шаттл продвинут в мозг, чтобы нацелить глубину. Четыре хвостовика массив-шаттл показано. Оказавшись в мозгу, ниже с микроманипулятором, уменьшая скорость при приближении к целевой глубине: Используйте стереотаксическую руку, чтобы начать вставлять на 25 мкм/с. Используйте микроманипулятор, чтобы вставить на 10 мкм /с, когда 2 мм до 1 мм выше целевой глубины. Медленная вставка с микроманипулятором до 5 мкм/с, когда от 1 мм до 500 мкм выше целевой глубины. Медленная вставка далее до 1-2 мкм/с во время последнего 500 мкм к цели. Визуализируйте крылья устройства (горизонтальные полиимидные трубки) и точку вставки при понижении, чтобы избежать преждевременного отслоения шаттла. Когда целевая глубина была достигнута(Рисунок 7A), двусторонняя якорь крыльев полиимидов к местам крепления базовой части через светоизлечимый акрил или другой клей, такой как цианоакрилат(Таблица материалов). Сухие, при необходимости, крылья или точка крепления на базовой части, так как конденсация может собираться на этих поверхностях и предотвращать сцепление. Если требуется видимость или другие ограничения пространства, то, как правило, достаточно крепления только одного полиимидного крыла. Перед роспуском, PEG будет отображаться как шаровая масса, сидя на вершине массива и вставки челнока интерфейс(рисунок 7A). Растворите ПЭГ, аккуратно капая тело-температурный сосуд на массиве в точке, где он прилипает к шаттлу. Продолжительность времени, который это требует, будет зависеть от молекулярного веса выбранного ПЭГ и полного растворения может быть проверена с помощью прямой визуализации. Когда ПЭГ полностью растворит границы массивов будет полностью различимы с челнока и кусок 1(рисунок 7B). Рисунок 7: Опрокидывание шаттла.(A)Привязка крыльев перед опровержением. Двуххвостый массив и шаттл показаны. (B) PEG растворение и сцепления крыла с функцией хвостовика (обведенный, синий), что позволяет визуальное подтверждение успешного разъединения массива и шаттла во время опрокидки. (C) Успешная вставка массива после вставки шаттла была убрана. (D) Базовый кусок с силиконовым гелем заполняет для одного двуххвоста массива вставки. Используемый с низким уровнем вязкости силиконовый гель имеет синий цвет. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры. Используя опрокидный микроманипулятор, медленно снимите вставку шаттла. Продолжить сольнее орошения (1 капля /с) на массив втягивается. Используйте скорость опрокидки, которая такая же, как скорость вставки на соответствующих расстояниях от целевой глубины: Отвратите с помощью микроманипулятора на уровне 1-2 мкм/с от целевой глубины до -500 мкм. Ускорите опрокидку с помощью микроманипулятора на уровне 5 мкм/с, когда от -500 мкм до -1 мм. Ускорите опрокидку с помощью микроманипулятора на 10 мкм/с, когда от -1 мм до -2 мм. Отвадите с помощью стереотаксической руки на 25 мкм/с от -2 мм от цели и вверх. Визуализируйте интерфейс между массивом и шаттлом для вставки во время опровержения. Полимерный массив будет заметно отделен от шаттла и появится полупрозрачным, как шаттл убирается на полукруглом стыке между хвостовиками вставки шаттла(рисунок 7B). Удалите разъем массива из части 2 и переместитесь в место, которое не будет мешать последующим вставкам. Полимерный электродный массив в настоящее время находится в мозге и больше не подключен к стереотактическому инструменту(рисунок 7C). Удалите шаттл для вставок и другое оборудование для вставки. Для нескольких вставок повторите шаги 4.1-4.9; не переходите к следующему разделу до тех пор, пока не будут вставлены все желаемые массивы. Нецелесообразно вставлять два устройства в пределах 250 мкм друг от друга, так как небольшое поклонение ленты устройства между мозгом и крыльями в области рельефа напряжения может распространяться по крайней мере так далеко. 5. Конструкция имплантата (2 ч) После окончательного вставки массива, пустой сосуд из базовой части с помощью пипетки или ватного тампона, стараясь не нарушить имплантированные массивы или ленты. Заполните краниэктомии и базовый кусок с низкой вязкости силиконовой elastomer, или другой искусственный dural герметик. Разрешить его для лечения(Рисунок 7D). С несколькими вставками, поместите аппаратные разъемы, где они не мешают(рисунок 8A). Правильно ориентируйте разъемы массива и постройте имплантат, чтобы ленты были в окончательном желаемом положении. Обложка массивов, массив ленты, и разъемы в средней вязкости силиконовой эластомер. Особое внимание уделить интерфейсу полимерно-разъемового, так как этот мягкий твердый материальный интерфейс подвержен повреждениям. Обложка массив ленты полностью таким образом, что, когда средне-вязкость силиконовые лечит, они обездвижены. Приложить эластомер покрытые устройства в разработанном случае. Укрепить базу имплантатов с помощью зубного акрила. Не позволяйте акриловые вступить в прямой контакт с массивом ленты, потому что расширение акрила в то время как он лечит может повредить проводящие следы. Нанесите бупивицайн и бацитрацин мазь вокруг разреза. Закройте разрез с помощью 4-0 нейлоновых швов и клей кожи. 6. Восстановление и уход за имплантатами Удалить животное из стереотаксического инструмента и поместить на бок на грелку. Дайте подкожную инъекцию теплого раствора Ringer (5 – 10 мл) для увлажнения животного. После того, как животное локомотив (10 – 60 мин), передача в клетку с половиной клетки под грелкой при 37 градусов по Цельсию в течение 2-3 дней. Под грелкой, дать доступ к размягченной пищи и воды. Впрыснуть животное с 2 мг/кг Meloxicam каждые 24 ч (подкожное или перора) в течение 1 недели по мере необходимости для контроля боли. Разрешить крысы 1-2 недели, чтобы исцелить и приспособиться к весу имплантата(рисунок 8B). Выполняйте регулярное мытье ткани хлоргексидином вокруг имплантата и ежедневный осмотр на раздражение, инфекцию или дегисценацию. Рисунок 8: Несколько вставленных массивов и крыс после выздоровления после имплантации. (A)Аппаратные разъемы в местах, чтобы не вмешиваться в последующие вставки. (B) 1024-канальный, хронический имплантат полимерного массива. Воспроизводится с разрешения Нейрона (Дополнительная рисунок 1H)1. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.

Representative Results

После этого протокола, 1024-канальный нейронный имплантат записи дали 375 одноместных единиц1 (отсортированы с MountainSort50, шум перекрытия lt; 0,03, изоляция Этот протокол может быть использован для имплантации различных чисел устройств, с различными количествами каналов и спецификациями, к различным комбинациям целей записи. Используя тот же протокол, одноединое устройство, фиксирует долговечность, было продемонстрировано в течение по крайней мере 160 дней1 в данных с 19 устройств (18 32-канальных устройств в префронтальных коросях, одно 64-канальное устройство в орбитофронтальной коре) через трех различных крыс ( Рисунок 9B). У одного из трех животных произошел цифровой электрический сбой, приводящий к невозможности записи с четырех устройств. Из оставшихся устройств 15/19 средняя доходность записей составляла 1 евро за одну единицу на канал. Отдельные устройства имели доходность всего несколько единиц до 2 единиц на канал. Это типично, чтобы увидеть очень разные урожаи на устройствах, имплантированных в том же животном в том же регионе. Кроме того, другая хирургическая бригада, следуя описанному здесь протоколу, имплантировала шесть дополнительных животных с комбинацией 4-6 32-канальных устройств, предназначенных для орбитофронтальной коры и ядра, и гиперпривода тетроде (полный имплантат вес около 50 г). В течение одного месяца после операции одному животному был отсоединен имплантат. Второе животное умерло в послеоперационный период восстановления, вероятно, не связанный с протокольными шагами, описанными здесь. Остальные четыре животных оставались здоровыми со стабильными имплантатами, которые на протяжении всего эксперимента, который длился 4-11 месяцев. Количество единиц единиц ы аналогично тем, о которых сообщалось ранее для 32-канальных устройств. Рисунок 9: выход на одну единицу и долговечность записи.(A) Количество косвенных одноедининных кластеров из 512 каналов (из 1024-канального имплантата), стратифицированных по метрическим значениям качества. Автоматизированное кураторство с использованием MountainSort (шумовое перекрытие 0.03, изоляция 0.96, черный ящик в правом верхнем углу) привело к идентификации 375 одиночных блоков из 512 каналов. Воспроизводится с разрешения Нейрона «Рисунок 2А»1. (B) Одноединая урожайность для полимерных массивов на канал (левая у-ось) или на 16-канальный хвостовик (правая у-ось) в течение 160 дней после имплантации (x-оси) у крыс. Твердая линия является средней выходной ячейки через 8 хвостовиков, пунктирные линии – 1 SE. Индивидуальные точки времени на хвостовик отображаются как цветные точки по регионам. Воспроизводится с разрешения Нейрона «Рисунок 3А»1. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.

Discussion

Это метод имплантации нескольких полимерных электродов в распределенные области мозга для записи отдельных единиц в течение нескольких месяцев. Этот метод представляет собой 8-кратный рост каналов записи и 4x увеличение числа вставок из ближайшей крупномасштабной полимерной системы на основе²^,³. Эта система использовала систему инъекций на основе полимерной сетки в мыши, но не сообщила об абсолютном количестве индикативного однозвенного, и, таким образом, сравнение выхода одного нейрона не представляется возможным.

Метод вставки гибкого устройства основан на более раннем протоколе от Felix et al.³⁹, с важными модификациями: трехкомпонентный вставку для независимого движения кремниевого шаттла во время опрокидки и привязывания массива на своей целевой глубине до опрокидки шаттла, которые вместе устраняют необходимость быстрого вывода, описанного в первоначальном протоколе. Эти изменения минимизируют повреждения тканей и поддерживают стабильность массива во время опрокидки шаттла. Другие гибкие стратегии имплантации устройств, такие как временное ужесточение устройств с биорастворимыми материалами, совместимы с последующими шагами в этом протоколе. Обеспечение безопасности устройств в рамках имплантата потребовало интеграции ранее проверенных стратегий для покрытия мозга и защиты деликатных лент устройства.

Из-за их хрупкости, забота и внимание необходимы, чтобы избежать прямого контакта или иным образом передачи силы полимерных электродов и кремниевых шаттлов. В частности, при работе с несколькими устройствами, вставка должна наблюдаться под микроскопом, чтобы избежать вмешательства одного устройства с другим. В общем, можно аккуратно обращаться с электродным массивом с помощью пластиковых наконечником щипкеток, избегая следов. Такая стратегия подходит, например, если полимерный электродный массив начинает втягиваться с помощью шаттла для вставок. Это может произойти, если ПЭГ не полностью растворяется, или из-за поверхностного натяжения солевой или CSF между полимером и кремнием.

Одной из наиболее распространенных ошибок, извлекаемых, является отделение массива от шаттла для вставок. Это может произойти при вставке, так как ямочки мозга и давление на кончике устройства увеличивается, если массив и шаттл несовершенно выровнены или если конденсат частично растворил ПЭГ. Чтобы повторно придерживаться массива, поднимите его как можно выше поверхности мозга и подождите, пока он высохнет (примерно 5 мин).

Критическим аспектом планирования многомассивной операции по имплантации является дизайн базовой части для размещения всех целей имплантата и сидеть без зазоров против контура черепа. Базовый кусок представляет собой небольшой пластиковый кусок, который крепится к черепу после очистки черепа, винт размещения, и частичные черепа, до вставки массивов. Он имеет три функции: 1) провести солен для растворения PEG следующие вставки массива, но до кремния челнока опровержения, 2) обеспечить расположение над поверхностью черепа, к которому массивы могут быть прикреплены полиимидных крыльев, тем самым позволяя сброс напряжения вдоль ленты над его точкой вставки в мозге, и 3) провести искусственный dural герметик, который стабилизирует и защищает массивы и мозг. Базовая часть может быть вылеплена вручную или напечатана на 3D-принтере. Было отмечено, что слив и сушка базового куска солей очень важны перед вставкой устройства. Эти шаги предотвращают конденсацию и разделение массива и вставки шаттла. Сушка базовой части также имеет решающее значение для заполнения базовой части с искусственным dural герметик. Важно также, чтобы базовый кусок не протекал, так как пленку силиконового геля трудно удалить из черепа и предотвратит присоединение зубного акрила для надежного хронического крепления имплантата к черепу. Ожидается, что любой низковязки, биосовместимый силиконовый эластомер может быть использован для заполнения черепаиктомии и базовой части, с более высокой вязкостью силиконового эластомера вокруг него и подвергаются полимерных лент массива.

Достижения в полимерной нанофабрикации будет переводить на полимерной основе электродных массивов, сокращение размеров функций и увеличение возможного числа электродов в массиве ближе к тем из кремниевых устройств¹⁵^,¹⁶^,¹⁷ ^,¹⁸^,¹⁹. Аналогичным образом, поперечные области полимерных устройств будут сокращаться вместе с размерами объектов, обеспечивая еще лучшую биосовместимость⁸. Опять же, как это делается с кремниевыми устройствами, интеграция с усиливающимися, оцифрованных и мультиплексирующими чипами¹⁷ позволит еще больше увеличить нейронную запись.

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Эта работа была поддержана грантом NINDS U01NS090537 L.M.F и V.M.T., грантом NIMH F30MH109292 для J.E.C., а грант NIMH F30MH115582 H.R.J. J.E.C. и H.R.J. также поддерживаются NIGMST #T32GM007618. Институт Флэтайрон является подразделением Фонда Симонса.

Materials

3D Printed Stereotax Adapter Parts (3) and Base Piece (1)	N/A	N/A	3d print parts, suggest <30 μm resolution for minimal hand finishing of parts. Files available at:
	N/A	N/A	https://github.com/jasonechung/PolymerProbe3dParts
Dental Acrylic (Hygenic Repair Resin, Coltene type II quick set)	Colten/Whaledent	8886784, 8881627	Dental acrylic for use during implant construction
Hydraulic Micromanipulator (x2)	Narishige Group	MO-10	1-axis micromanipulator
Kapton Polyimide Tape	Bertech	PPTDE-1/2	Double-sided tape
Kopf Stereotax Arm	Kopf Instruments	103088R, 103088L	Standard rodent stereotax
Light Curable Dental Acrylic, Vivid Flow	Coltene/Whaledent	D33-01-00	Light curable dental acrylic for use during implant construction
Loctite Gel Control	Henkel Corp.	234790 1364076 1735574 1752699	Cyanoacrylate for adhering silicon shuttle to corresponding 3d printed part
Metabond Quick Cement	Parkell	S380	For direct application to skull to create strong connection between skull and implant
Polymer Electrode Arrays and Silicon Insertion Shuttles	Lawrence-Livermore National Laboratory	N/A	Fabricated at Lawrence-Livermore National Laboratory, polyimide electrode arrays, silicon insertion shuttle
Silicone Gel Kit, Low Viscosity	Dow Corning	03/80	Low-viscosity silicone gel for filling of 3d printed base piece
Silicone, Medium-Viscosity Kit	World Precision Instruments	Kwik-Sil	Medium-viscosity silicone gel for protection of polymer electrode arrays

References

Chung, J. E., et al. High-Density, Long-Lasting, and Multi-region Electrophysiological Recordings Using Polymer Electrode Arrays. Neuron. 101 (1), 21-31 (2019).
Fu, T. M., Hong, G., Viveros, R. D., Zhou, T., Lieber, C. M. Highly scalable multichannel mesh electronics for stable chronic brain electrophysiology. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 114 (47), E10046-E10055 (2017).
Fu, T. M., et al. Stable long-term chronic brain mapping at the single-neuron level. Nature Methods. 13 (10), 875-882 (2016).
Gilletti, A., Muthuswamy, J. Brain micromotion around implants in the rodent somatosensory cortex. Journal of Neural Engineering. 3 (3), 189-195 (2006).
Jeong, J. W., et al. Soft Materials in Neuroengineering for Hard Problems in Neuroscience. Neuron. 86 (1), 175-186 (2015).
Kim, T. I., et al. Injectable, cellular-scale optoelectronics with applications for wireless optogenetics. Science. 340 (6129), 211-216 (2013).
Lee, H. C., et al. Histological evaluation of flexible neural implants; flexibility limit for reducing the tissue response?. Journal of Neural Engineering. 14 (3), (2017).
Luan, L., et al. Ultraflexible nanoelectronic probes form reliable, glial scar-free neural integration. Science Advances. 3 (2), (2017).
Schuhmann, T. G., et al. Syringe-injectable Mesh Electronics for Stable Chronic Rodent Electrophysiology. Journal of Visualized Experiments. (137), (2018).
Dhawale, A. K., et al. Automated long-term recording and analysis of neural activity in behaving animals. Elife. 6, (2017).
Schwarz, D. A., et al. Chronic,wireless recordings of large-scale brain activity in freely moving rhesus monkeys. Nature Methods. 11 (6), 670-676 (2014).
Kloosterman, F., et al. Micro-drive array for chronic in vivo recording: drive fabrication. Journal of Visualized Experiments. (26), (2009).
Lu, L., Popeney, B., Dickman, J. D., Angelaki, D. E. Construction of an Improved Multi-Tetrode Hyperdrive for Large-Scale Neural Recording in Behaving Rats. Journal of Visualized Experiments. (135), (2018).
Nguyen, D. P., et al. Micro-drive array for chronic in vivo recording: tetrode assembly. Journal of Visualized Experiments. (26), (2009).
Herbawi, A. S., Kiessner, L., Paul, O., Ruther, P. High-Density Cmos Neural Probe Implementing a Hierarchical Addressing Scheme for 1600 Recording Sites and 32 Output Channels. , 20-23 (2017).
Raducanu, B. C., et al. Time Multiplexed Active Neural Probe with 1356 Parallel Recording Sites. Sensors (Basel). 17 (10), (2017).
Jun, J. J., et al. Fully integrated silicon probes for high-density recording of neural activity. Nature. 551 (7679), 232-236 (2017).
Lopez, C. M., et al. A Neural Probe With Up to 966 Electrodes and Up to 384 Configurable Channels in 0.13 mu m SOI CMOS. Ieee Transactions on Biomedical Circuits and Systems. 11 (3), 510-522 (2017).
Scholvin, J., et al. Close-Packed Silicon Microelectrodes for Scalable Spatially Oversampled Neural Recording. Ieee Transactions on Biomedical Engineering. 63 (1), 120-130 (2016).
Bernatchez, S. F., Parks, P. J., Gibbons, D. F. Interaction of macrophages with fibrous materials in vitro. Biomaterials. 17 (21), 2077-2086 (1996).
Sanders, J. E., Stiles, C. E., Hayes, C. L. Tissue response to single-polymer fibers of varying diameters: Evaluation of fibrous encapsulation and macrophage density. Journal of Biomedical Materials Research. 52 (1), 231-237 (2000).
Seymour, J. P., Kipke, D. R. Neural probe design for reduced tissue encapsulation in CNS. Biomaterials. 28 (25), 3594-3607 (2007).
Szarowski, D. H., et al. Brain responses to micro-machined silicon devices. Brain Research. 983 (1-2), 23-35 (2003).
Thelin, J., et al. Implant Size and Fixation Mode Strongly Influence Tissue Reactions in the CNS. PLoS One. 6 (1), (2011).
Mols, K., Musa, S., Nuttin, B., Lagae, L., Bonin, V. In vivo characterization of the electrophysiological and astrocytic responses to a silicon neuroprobe implanted in the mouse neocortex. Science Reports. 7 (1), 15642 (2017).
Okun, M., Lak, A., Carandini, M., Harris, K. D. Long Term Recordings with Immobile Silicon Probes in the Mouse Cortex. PLoS One. 11 (3), e0151180 (2016).
Kim, Y. T., Hitchcock, R. W., Bridge, M. J., Tresco, P. A. Chronic response of adult rat brain tissue to implants anchored to the skull. Biomaterials. 25 (12), 2229-2237 (2004).
Biran, R., Martin, D. C., Tresco, P. A. The brain tissue response to implanted silicon microelectrode arrays is increased when the device is tethered to the skull. Journal of Biomedical Materials Research. Part A. 82 (1), 169-178 (2007).
Lacour, S. P., Courtine, G., Guck, J. Materials and technologies for soft implantable neuroprostheses. Nature Reviews Materials. 1 (10), (2016).
Geddes, L. A., Roeder, R. Criteria for the selection of materials for implanted electrodes. Annals of Biomedical Engineering. 31 (7), 879-890 (2003).
Fattahi, P., Yang, G., Kim, G., Abidian, M. R. A Review of Organic and Inorganic Biomaterials for Neural Interfaces. Advanced Materials. 26 (12), 1846-1885 (2014).
Weltman, A., Yoo, J., Meng, E. Flexible, Penetrating Brain Probes Enabled by Advances in Polymer Microfabrication. Micromachines. 7 (10), (2016).
Ware, T., et al. Fabrication of Responsive, Softening Neural Interfaces. Advanced Functional Materials. 22 (16), 3470-3479 (2012).
Harris, J. P., et al. Mechanically adaptive intracortical implants improve the proximity of neuronal cell bodies. Journal of Neural Engineering. 8 (6), (2011).
Rousche, P. J., et al. Flexible polyimide-based intracortical electrode arrays with bioactive capability. Ieee Transactions on Biomedical Engineering. 48 (3), 361-371 (2001).
Patel, P. R., et al. Insertion of linear 8.4 mu m diameter 16 channel carbon fiber electrode arrays for single unit recordings. Journal of Neural Engineering. 12 (4), (2015).
Xiang, Z. L., et al. Ultra-thin flexible polyimide neural probe embedded in a dissolvable maltose-coated microneedle. Journal of Micromechanics and Microengineering. 24 (6), (2014).
Felix, S., et al. Removable silicon insertion stiffeners for neural probes using polyethylene glycol as a biodissolvable adhesive. Conference Proceedings of the IEEE Engineering in Medicine and Biology Society. 2012, 871-874 (2012).
Felix, S. H., et al. Insertion of flexible neural probes using rigid stiffeners attached with biodissolvable adhesive. Journal of Visualized Experiments. (79), (2013).
Kozai, T. D. Y., Kipke, D. R. Insertion shuttle with carboxyl terminated self-assembled monolayer coatings for implanting flexible polymer neural probes in the brain. Journal of Neuroscience Methods. 184 (2), 199-205 (2009).
Joo, H. R., Fan, J. L., Chen, S., et al. A microfabricated, 3D-sharpened silicon shuttle for insertion of flexible electrode arrays through dura mater into brain. J Neural Eng. , (2009).
Sohal, H. S., et al. The sinusoidal probe: a new approach to improve electrode longevity. Frontiers in Neuroengineering. 7, 10 (2014).
Kim, B. J., et al. 3D Parylene sheath neural probe for chronic recordings. Journal of Neural Engineering. 10 (4), (2013).
Zhao, Z., et al. Parallel, minimally-invasive implantation of ultra-flexible neural electrode arrays. Journal of Neural Engineering. , (2019).
Richter, A., et al. A simple implantation method for flexible, multisite microelectrodes into rat brains. Frontiers in Neuroengineering. 6, 6 (2013).
Hanson, T. L., Diaz-Botia, C. A., Kharazia, V., Maharbiz, M. M., Sabes, P. N. The “sewing machine” for minimally invasive neural recording. bioRxiv. , (2019).
Jackson, N., Muthuswamy, J. Artificial dural sealant that allows multiple penetrations of implantable brain probes. Journal of Neuroscience Methods. 171 (1), 147-152 (2008).
Gage, G. J., et al. Surgical implantation of chronic neural electrodes for recording single unit activity and electrocorticographic signals. Journal of Visualized Experiments. (60), (2012).
Bothe, R. T., Beaton, K. E., Davenport, H. A. Reaction of Bone to Multiple Metallic Implants. Surgery, Gynecology and Obstetrics. 71, 598-602 (1940).
Chung, J. E., et al. A Fully Automated Approach to Spike Sorting. Neuron. 95 (6), 1381-1394 (2017).

Play Video

PDF

DOI

DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite This Article

Chung, J. E., Joo, H. R., Smyth, C. N., Fan, J. L., Geaghan-Breiner, C., Liang, H., Liu, D. F., Roumis, D., Chen, S., Lee, K. Y., Pebbles, J. A., Tooker, A. C., Tolosa, V. M., Frank, L. M. Chronic Implantation of Multiple Flexible Polymer Electrode Arrays. J. Vis. Exp. (152), e59957, doi:10.3791/59957 (2019).