Summary

蛍光マクロスコピーを用いた無傷マウス頭蓋骨を介した脳脊髄液輸送の生体内イメージング

Published: July 29, 2019
doi:

Summary

経頭蓋光学イメージングは、無傷の頭蓋骨を介して生きているマウスの皮質における脳脊髄液輸送の広視野イメージングを可能にする。

Abstract

げっ歯類における脳脊髄液(CSF)の流れは、主にトレーサーの外生体定量を用いて研究されている。2光子顕微鏡や磁気共鳴イメージング(MRI)などの技術により、CSFフローの生体内定量化が可能になりましたが、イメージング量の減少と空間分解能の低下により制限されています。最近の研究は、CSFがげっ歯類皮質の動脈と貫通動脈を取り囲む血管周囲空間のネットワークを介して脳のパレンキマに入っていることを発見した。CSFのこの両頭膜エントリは、リンパ系の主要な運転者であり、有毒な代謝溶質(例えば、アミロイド-β)のクリアランスに関与する経路である。ここでは、生きたマウスの無傷の頭蓋骨を通して蛍光CSFトレーサーのリアルタイム、メソスコピックイメージングを可能にする新しいマクロスコピックイメージング技術を例示する。この最小限に侵略的な方法は多数の実験設計を促進し、CSFダイナミクスの単一または繰り返しテストを可能にする。マクロスコープは、高い空間的および時間的な解像度を持ち、その大きなガントリーと作業距離は、行動デバイス上でタスクを実行しながら、イメージングを可能にします。このイメージングアプローチは、この技術から得られた2光子イメージングおよび蛍光測定を用いて検証され、外生蛍光および無線標識トレーサーの定量と強く相関する。このプロトコルでは、経頭蓋マクロスコピックイメージングを使用して生マウスのリンパ輸送を評価する方法について説明し、より高価なイメージングモダリティに対するアクセス可能な代替手段を提供する。

Introduction

脳脊髄液(CSF)は、脳と脊髄を浴び、恒常性の維持、栄養素の供給、頭蓋内圧の調節に関与しています。くも膜下のCSFは皮質動脈を取り囲む周血管空間(PVS)のネットワークを介して脳に入り、その後、貫通動脈2に沿って流れ落ちる。一度、CSFは間質液(ISF)と交換し、アミロイドβ(Aβ)やタウタンパク質などの有害な代謝産物を脳外に運び、低抵抗性の白質路および経度空間2、3を通して凝集体する。.この経路は、アストログリアアクアポリン-4(AQP4)チャネルに依存し、したがってグリアリンパ系(リンパ系)系4と呼ばれた。神経ピルの廃棄物は、最終的に頭蓋骨神経の近くのリンパ管を介してCSF-ISFから、頸部リンパ節向かって髄膜に取り除かされる5。このシステムの障害は、アルツハイマー病6、7、外傷性脳損傷3、虚血性および出血性脳卒中8などのいくつかの神経疾患に関与している。

CSF輸送は、過去にシスターナマグナ(CM)9、10およびリンパ研究にトレーサーを注入することによって可視化することができ、主に2光子顕微鏡検査4、11、12利用している。 13, 磁気共鳴イメージング (MRI)14,15,16,17, および ex vivo イメージング3,6,11,18トレーサーの動態を評価する。2光子顕微鏡は、PVSおよび高い空間分解能によるCSFトレーサーの詳細なイメージングに適した方法ですが、視野が狭く、侵襲的な頭蓋窓や頭蓋骨の薄化が必要です。Ex vivoイメージングは、免疫組織化学と組み合わせることで、単一細胞から脳全体に至るまでのマルチレベル分析を可能にする19.しかしながら、死後組織を観察するために必要な灌流固定のプロセスは、CSF流向に大きな変化を生じ、PVSを崩壊させ、トレーサー12の分布および位置を著しく変化させる。最後に、MRIはマウスと人間の脳全体のCSF流れを追跡できますが、血管周囲流の空間的および時間的分解能を欠いている。

新しい技術である経頭蓋マクロ画像は、生きているマウスの後頭皮質全体における血管CSF輸送の広視野イメージングを可能にすることによって、これらの限界のいくつかを解決する。このタイプのイメージングは、マルチバンドフィルタキューブ、微細LED光源、および高効率CMOSカメラ10を使用してエピ蛍光マクロスコープで行われます。これらのセットアップは、頭蓋骨表面の下1〜2ミリメートルまでのPVSを解決することができ、頭蓋骨を完全に無傷の10のままにしながら、皮質表面の下に5〜6ミリメートルまでの蛍煙を検出することができます。励起波長を素早く調整できるマルチバンドフィルタとLEDにより、複数の蛍光色素を使用することで、CSFは同じ実験で異なる分子量と化学的特性のトレーサーで標識することができます。

この手順では、頭蓋骨を露出させ、イメージングセッション中に頭部を安定させるために軽量ヘッドプレートを配置する簡単で最小限に侵襲的な手術が必要です。トレーサーは、頭蓋骨に穴をあけたり、ピペットまたはカニューレ9、20で皮質組織を貫通することなく、CMに送達することができます。CMカニューレとヘッドプレートの両方が数日間安定したままで、古典的なエンドポイントビジュアライゼーションと比較して、より複雑な実験設計を容易にします。このプロトコルは、麻酔/睡眠または覚醒マウスのCMに蛍光CSFトレーサーの急性または慢性注射後のリンパ系機能を研究するために経頭蓋マクロスコピックイメージングを使用する方法を説明する。

Protocol

すべての実験は、ロチェスター大学の動物資源に関する大学委員会(UCAR、プロトコルNo.2011-023)によって承認され、実験動物のケアと使用のためのNIHガイドに従って行われました。 1. シスターナマグナカニューレ、ヘッドプレート、ヘッドホルダーの準備 手術前にすべての手術器具とヘッドプレートを殺菌します。注:蛍光トレーサーは、シスターナマグナカニ?…

Representative Results

CSF流入は、マウス皮質におけるCSFトレーサー輸送のメソスコピックイメージングを可能にするエピ蛍光マクロスコープ(図1A)上で画像化される。全頭蓋骨の頭部プレートは、中心の前頭骨と頭頂部骨の両方、および頭間骨のrostral部分を口頭で視覚化することができる(図1B)。イメージング中に、ナソフロント、矢状、冠状、およびラムドイド縫合糸?…

Discussion

我々は、市販の蛍光マクロスコープおよびトレーサーを用いて生きたマウスで経頭蓋CSFイメージングを行うための詳細なプロトコルを説明した。この技術は、シンプルで最小限に侵略的でありながら定量的です。生体内イメージングでは、CM送達後に3つのH-dextranおよび14 C-inulinを含む無線標識トレーサーの液体シンチレーション計数などの敏感な方法と相関し、およびex vivo冠…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

この研究は、神経障害と脳卒中の国立研究所と老化に関する国立研究所(米国国立衛生研究所;)R01NS100366およびRF1AG057575からMNへ、フォンダシオン・レダック大西洋横断ネットワーク・オブ・エクセレンス・プログラム、およびEU Horizon 2020の研究とイノベーション・プログラム(助成金第666881号;SVDs@ターゲット)。また、グラフィックイラストのエキスパートの支援をダン・シュエに感謝したいと思います。

Materials

0.25% Bupivacaine HCl University of Rochester Vivarium
100 µL Gastight Syringe Model 1710 TLL, PTFE Luer Lock Hamilton Company 81020
A-M Systems Dental Cement Powder Fisher Scientific NC9991371
Carprofen University of Rochester Vivarium
Chlorhexidine Prevantics B10800
CMOS Camera Hammamatsu ORCA Flash 4.0
Head Plate University of Rochester No catalog # Custom made at the machine shop at the University of Rochester
High-Temperature Cautery Bovie Medical Corporation AA01
Insta-set Accelerator Bob Smith Industries BSI-151
Isoflurane – Fluriso Vet One 502017 University of Rochester Vivarium
Ketamine Strong Memorial Hospital Pharmacy
Krazy Glue Elmer's Products, Inc No catalog #, see link in comments https://www.amazon.com/Krazy-Glue-KG48348MR-Advance-Multicolor/dp/B000BKO6DG
Micropore Surgical tape Fisher Scientific 19-027-761
Paraformaldehyde Sigma-aldrich P6148
PE10 – Polyethylene .011" x .024" per ft., 100 ft. continuous Braintree Scientific PE10 100 FT
Pump 11 Elite Infusion Only Dual Syringe Harvard Apparatus 70-4501
PURALUBE VET OINTMENT Dechra
Puritan PurSwab Cotton Tipped Cleaning Sticks Fisher Scientific 22-029-553
Research Macro Zoom Microscope Olympus MVX10
Simple Head Holder Plate (for mice) Narishige International USA Inc MAG-1
Single-use Needles, BD Medical VWR BD305106
Sterile Alcohol Prep Pads Fisher Scientific 22-363-750
Tunable LED PRIOR Lumen 1600-LED
Xylazine University of Rochester Vivarium

References

  1. Tumani, H., Huss, A., Bachhuber, F. The cerebrospinal fluid and barriers – anatomic and physiologic considerations. Handbook of Clinical Neurology. , 21-32 (2017).
  2. Jessen, N. A., Munk, A. S., Lundgaard, I., Nedergaard, M. The Glymphatic System: A Beginner’s Guide. Neurochemical Research. 40 (12), 2583-2599 (2015).
  3. Iliff, J. J., et al. Impairment of glymphatic pathway function promotes tau pathology after traumatic brain injury. The Journal of Neuroscience. 34 (49), 16180-16193 (2014).
  4. Iliff, J. J., et al. A paravascular pathway facilitates CSF flow through the brain parenchyma and the clearance of interstitial solutes, including amyloid beta. Science Translational Medicine. 4 (147), (2012).
  5. Louveau, A., et al. Structural and functional features of central nervous system lymphatic vessels. Nature. 523 (7560), 337-341 (2015).
  6. Peng, W., et al. Suppression of glymphatic fluid transport in a mouse model of Alzheimer’s disease. Neurobiology of Disease. 93, 215-225 (2016).
  7. Da Mesquita, ., S, , et al. Functional aspects of meningeal lymphatics in ageing and Alzheimer’s disease. Nature. 560 (7717), 185-191 (2018).
  8. Gaberel, T., et al. Impaired glymphatic perfusion after strokes revealed by contrast-enhanced MRI: a new target for fibrinolysis. Stroke. 45 (10), 3092-3096 (2014).
  9. Xavier, A. L. R., et al. Cannula Implantation into the Cisterna Magna of Rodents. Journal of Visualized Experiments. 10 (135), (2018).
  10. Plog, B. A., et al. Transcranial optical imaging reveals a pathway for optimizing the delivery of immunotherapeutics to the brain. JCI Insight. 3 (23), (2018).
  11. Kress, B. T., et al. Impairment of paravascular clearance pathways in the aging brain. Annals of Neurology. 76 (6), 845-861 (2014).
  12. Mestre, H., et al. Flow of cerebrospinal fluid is driven by arterial pulsations and is reduced in hypertension. Nature Communications. 9 (1), 4878 (2018).
  13. Xie, L., et al. Sleep drives metabolite clearance from the adult brain. Science. 342 (6156), 373-377 (2013).
  14. Plog, B. A., Nedergaard, M. The Glymphatic System. in Central Nervous System Health and Disease: Past, Present, and Future. Annual Review of Pathology. 13, 379-394 (2018).
  15. Iliff, J. J., et al. Brain-wide pathway for waste clearance captured by contrast-enhanced MRI. Journal of Clinical Investigation. 123 (3), 1299-1309 (2013).
  16. Davoodi-Bojd, E., et al. Modeling glymphatic system of the brain using MRI. Neuroimage. 188, 616-627 (2019).
  17. Lee, H., et al. The Effect of Body Posture on Brain Glymphatic Transport. The Journal of Neuroscience. 35 (31), 11034-11044 (2015).
  18. Hablitz, L. M., et al. Increased glymphatic influx is correlated with high EEG delta power and low heart rate in mice under anesthesia. Science Advances. 5 (2), (2019).
  19. Rasmussen, M. K., Mestre, H., Nedergaard, M. The glymphatic pathway in neurological disorders. The Lancet Neurology. 17 (11), 1016-1024 (2018).
  20. Mestre, H., et al. Aquaporin-4-dependent glymphatic solute transport in the rodent brain. Elife. 7, (2018).
  21. Monai, H., et al. Calcium imaging reveals glial involvement in transcranial direct current stimulation-induced plasticity in mouse brain. Nature Communications. 7, 11100 (2016).
  22. Munk, A. S., et al. PDGF-B Is Required for Development of the Glymphatic System. Cell Reports. 26 (11), 2955-2969 (2019).
  23. Schindelin, J., et al. Fiji: an open-source platform for biological-image analysis. Nature Methods. 9 (7), 676-682 (2012).
  24. Ren, Z., et al. Hit & Run’ model of closed-skull traumatic brain injury (TBI) reveals complex patterns of post-traumatic AQP4 dysregulation. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 33 (6), 834-845 (2013).
  25. Plog, B. A., et al. Biomarkers of traumatic injury are transported from brain to blood via the glymphatic system. The Journal of Neuroscience. 35 (2), 518-526 (2015).
  26. Ma, Q., Ineichen, B. V., Detmar, M., Proulx, S. T. Outflow of cerebrospinal fluid is predominantly through lymphatic vessels and is reduced in aged mice. Nature Communications. 8 (1), 1434 (2017).
  27. Roth, T. L., et al. Transcranial amelioration of inflammation and cell death after brain injury. Nature. 505 (7482), 223-228 (2014).
  28. Xu, H. T., Pan, F., Yang, G., Gan, W. B. Choice of cranial window type for in vivo imaging affects dendritic spine turnover in the cortex. Nature Neuroscience. 10 (5), 549-551 (2007).
  29. Ma, Q., et al. Rapid lymphatic efflux limits cerebrospinal fluid flow to the brain. Acta Neuropathologica. 137 (1), 151-165 (2019).
  30. Silasi, G., Xiao, D., Vanni, M. P., Chen, A. C., Murphy, T. H. Intact skull chronic windows for mesoscopic wide-field imaging in awake mice. Journal of Neuroscience Methods. 267, 141-149 (2016).

Play Video

Cite This Article
Sweeney, A. M., Plá, V., Du, T., Liu, G., Sun, Q., Peng, S., Plog, B. A., Kress, B. T., Wang, X., Mestre, H., Nedergaard, M. In Vivo Imaging of Cerebrospinal Fluid Transport through the Intact Mouse Skull using Fluorescence Macroscopy. J. Vis. Exp. (149), e59774, doi:10.3791/59774 (2019).

View Video