Summary

Souris adulte DRG Explant et dissocié des modèles cellulaires pour étudier la neuroplasticité et réponses aux agressions environnementales y compris l’Infection virale

Published: March 09, 2018
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Summary

Dans le présent rapport, les avantages de culture organotypique et dissocié des cultures primaires des ganglions rachidiens provenant de souris sont mises en évidence afin d’étudier un large éventail de mécanismes associés aux interactions neurone-gliales, neuroplasticité, neuroinflammation et réponse à l’infection virale.

Abstract

Ce protocole décrit un modèle ex vivo de souris-dérivé de la racine dorsale ganglions (GRD) explant et in vitro dérivées de DRG co-culture de dissocié des neurones sensoriels et les cellules gliales par satellite. Ce sont des modèles pour étudier diverses réactions biologiques associés à des troubles physiologiques et pathologiques du système nerveux périphérique (PNS) allant des interactions neurone-gliales, neuroplasticité, utiles et polyvalents neuro-inflammation et infection virale. L’utilisation de l’explant DRG est scientifiquement avantageuse par rapport aux modèles de cellules individuelles simpliste pour de multiples raisons. Par exemple, comme une culture organotypique, l’explant DRG permet aux ex vivo le transfert d’un réseau neuronal entier, y compris le microenvironnement extracellulaire qui jouent un rôle important dans toutes les fonctions neuronales et gliales. En outre, DRG explants peuvent également être maintenus ex vivo pour plusieurs jours et les conditions de culture peuvent être perturbées comme vous le souhaitez. En outre, le PMSI récolté peut être dissocié de plus dans une culture mixte in vitro de neurones sensitifs primaires et de cellules gliales par satellite pour étudier les interactions neuronales et gliales, neuritogenesis, interaction cône axonal avec l’extracellulaire microenvironnement et plus généralement, tout aspect lié au métabolisme neuronal. Par conséquent, le système DRG-explant offre une grande flexibilité pour étudier un large éventail d’événements liés à des conditions biologiques, physiologiques et pathologiques de manière rentable.

Introduction

Dans ce manuscrit, nous présentons une méthode pour obtenir un modèle ex vivo d’organotypique d’un système de modèle DRG souris dérivé comme un micro-environnement tissu préservé pour enquêter sur un large éventail de réactions biologiques aux insultes PNS allant de neurone-gliales interaction, neuroplasticité, marqueurs de l’inflammation, d’infection virale. En outre, nous avons développé plus loin un protocole visant à créer une co-culture primaire de neurones sensoriels unique DRG-dérivés et de cellules satellites.

La DRG sont gris-matière-unités satellites situés à l’extérieur du système nerveux central (CNS) le long des racines spinales dorsales des nerfs rachidiens. Le PMSI, situé à proximité du foramen intervertébral, neurones sensoriels neurone de maison et les cellules gliales par satellite. Les neurone neurones comportent une neurite unique qui se divise en un processus périphérique transportant des apports somatiques et viscérales des périphériques cibles au corps cellulaire et un processus central qui soumet des informations sensorielles du corps cellulaire dans le SNC. Une capsule conjonctive définit et isole ce périphérique cluster des neurones et les cellules gliales du SNC. Aucune migration cellulaire postnatal vers ou à partir de la DRG n’a jamais été décrite et une niche de cellules souches locales est responsable de neurogènes événements qui ont lieu tout au long de la vie1. Par conséquent, ce modèle est particulièrement adapté pour étudier la neurogenèse adulte, axonogénèse, réponse à une lésion traumatique et cellule mort2,3,4,5,6,7 ,8,9 .

Dans le domaine de la neurogenèse, le PMSI récoltées en vivo et explantés in vitro reproduit axonotmésis, une condition de blessures dans les axones sont entièrement rompus et le corps cellulaire neuronal est déconnectée de la cible innervée10 ,11. Il est bien connu que les lésions du nerf périphérique peuvent provoquer l’expression des gènes une diminution et une augmentation dans le PMSI et bon nombre de ces changements sont le résultat de processus de régénération mais beaucoup peuvent aussi être le résultat de la réponse immunitaire ou un autre des cellules non neuronales. En utilisant un ex vivo système de DRG isolé, certaines de cette complexité est retiré et voies mécanistiques puissent être étudiés plus facilement.

En plus de son rôle central dans la transmission des influx sensitifs à la CNS, l’abondance des récepteurs de nombreux neurotransmetteurs dont GABA12,13,14,15 au niveau du soma neuronal ainsi que preuve d’excitation croisée interneuronales peut suggèrent que les DRG sont sophistiqués intégrateurs préliminaires des inputs sensoriels16,17. Ces nouveaux résultats confèrent à l’explant DRG les caractéristiques d’un système de réseau neuronal-mini semblable à d’autres modèles de « mini-cerveau », qui sont organoïdes nerveux-tissu-spécifique utilisé pour des champs expérimentaux plus larges enquête et thérapeutique approche de maladies neurologiques18,19. Ces témoignages ainsi que le fait que le PMSI est un groupe discret et bien défini du tissu neuronal entouré par une capsule conjonctive, en font un organe approprié pour ex vivo de transplantation.

Culture souris DRG présente une option attrayante multicellulaire pour modéliser les pathophysiologies humaines en raison de similitudes structurales et génétiques entre les espèces. En outre, un grand dépôt de lignées de souris transgéniques est très propice à futures études mécanistes. Extension de neurites fois au cours du développement et après une lésion nécessite des interactions mécaniques entre croissance cône et substrat de20,21. Nano et micro-aux motifs de substrats ont servi d’outils pour diriger la croissance neuritique et démontrer leur capacité à répondre à des caractéristiques topographiques dans leurs biocénoses. Les neurones ont démontré que survivre, adhérer, migrer et orienter leurs axones pour naviguer dans les caractéristiques de surface tels que les rainures dans les substrats22,23. Toutefois, ces études ont utilisé généralement de lignées de cellules cultivées et il est difficile de prédire comment les cellules primaires neuronale volonté répondre aux repères bien définis, physique in vivo ou ex vivo.

Le modèle ex vivo explant de souris DRG utilisée pour cette proposition imite l’interaction cellule-cellule réelle et les signaux biochimiques qui entourent les axones croissantes. Parmi beaucoup d’autres paradigmes expérimentaux, allant de la régénération axonale, Neurosphère production, à la neuro-inflammation, le PMSI explantation modèle continue à servir comme un outil précieux pour étudier l’aspect viral infection et latence dans sensorielle les ganglions24,25,26,27.

Le système nerveux (NS) est en général de cible pour les infections virales28,29,30. La plupart des virus infectent la surface des cellules épithéliales et endothéliales et font leur chemin dans les tissus de surface à la NS par l’intermédiaire de nerf périphérique des fibres sensorielles et motrices. En particulier, le virus de l’herpès simplex type 1 (HSV-1) après une infection initiale dans les cellules épithéliales établit un temps de latence long de la vie dans les ganglions sensitifs de préférence, le PMSI du PNS31,32. HSV-1 neuroptropic capacité d’infecter le PNS conduit finalement à des maladies neurologiques,33.

Protocol

Toutes les procédures y compris l’utilisation des animaux ont été approuvés par l’examen de l’établissement approuvé par le Conseil des protocoles (IACUC-Midwestern University). 1. récolte DRG embryons de souris Euthanasier les souris adultes par méthode d’asphyxie (CO2) suivis par décapitation. Procéder immédiatement à enlever chirurgicalement la colonne vertébrale. Exposer la colonne vertébrale en réduisant la couche de …

Representative Results

Plusieurs aspects de la neuroplasticité et neurone-environment interaction peuvent être étudiées à l’aide de DRG et un modèle de culture de cellules dissociées du même. Nous avons commencé les études en isolant un explant DRG et DRG dérivées des cellules dissociées comme schématiquement représentées dans la Figure 1. Les tissus et modèles de cellules individuelles peuvent être analysés en utilisant une variété de techniques moléculaires tels que l’immunofluorescence…

Discussion

Le modèle DRG ex vivo est extrêmement utile d’examiner un large éventail d’événements comme des interactions neurone-glie, ainsi que l’effet du microenvironnement sur ces deux métabolismes neuronales et gliales37. En outre, le DRG-modèle pourrait servir comme un outil économique pour répondre à des questions pertinentes en ce qui concerne le mécanisme pathogène et associés des marqueurs en développant ex vivo des systèmes pour la phase chronique et latente ai…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Nous remercions sincèrement le laboratoire central de l’imagerie à Midwestern University (SM) et le groupe d’étudiants [Chanmoly Seng, Christopher Dipollina, Darryl Giambalvo et Casey Sigerson] pour leurs contributions en culture cellulaire et le travail d’imagerie. Ce travail de recherche a été financé par de la SM intra-muros subvention des fonds de démarrage M.F. et recherche de V.T.

Materials

Adult Mice NIH/Swiss Harlan Laboratories
35mm petri dish Cell Treat 229635
Matrigel ECM Sigma-Aldrich E1270 gelatinous protein mixture
F12 Media Gibco 11765-054 *Part of SFM media
Collagenase IV Sigma-Aldrich C5138
Trypsin Sigma-Aldrich 25200-056
FBS Sigma-Aldrich F6178
0.22um filter BD Falcon 352350
Neurobasal media Gibco 10888-022
B27 supplement Gibco 17504-044 Supplement for neuronal culture
PSN antibiotics Gibco 15640-055 *Part of SFM media
Antibiotic mixture
L-glutamate Sigma-Aldrich G7513 *Part of SFM media
NGF Alomone Labs N-100 Nerve growth factor
Laminin coated coverslide Neuvitro GG-14-Laminin
ONPG subtrate Pierce 34055
X-gal Invitrogen 15520034
Antibody anti-B-tubulin Sigma-Aldrich T8328 1:2000 dilution
Antibody anti-peripherin Millipore AB1530 1:1000 dilution
Hoechst dye Thermo Fisher 62249 1.5 µM final concentration
Anti-heparan sulfate US Biological H1890-10 0.180555556
Anti gD antibody Virostat 196 1:10 dilution
BSA  Sigma-Aldrich A2153-100G *Part of SFM media
BME Gibco 21010-046 *Part of SFM media
Glucose Sigma-Aldrich G7021-1KG *Part of SFM media
KIT (Insulin-transferrin-Selenium-A) Gibco 51300-044 *Part of SFM media
Vitamin-C Sigma-Aldrich A4403 *Part of SFM media
Putrescine Sigma-Aldrich P7505 *Part of SFM media
488 (goat anti-mouse) Life Technologies A11029
Cy3 (goat anti-rabbit) Jackson Immunoresearch laboratories 111-165-003
Normal Goat serum  Vector S-1000
Formalin Solution Sigma-Aldrich HT5014-120ML
PBS Gibco 10010-031
Triton-X Sigma-Aldrich T9284-500ML
VectaShield Vector H-1500 Flurescence mount
Diamond White Glass Coverslides Globe Scientific 1380-20

References

  1. Muratori, L., et al. Generation of new neurons in dorsal root Ganglia in adult rats after peripheral nerve crush injury. Neural Plast. , 860546 (2015).
  2. Dellarole, A., Grilli, M. Adult dorsal root ganglia sensory neurons express the early neuronal fate marker doublecortin. J Comp Neurol. 511 (3), 318-328 (2008).
  3. Devor, M., Govrin-Lippmann, R. Neurogenesis in adult rat dorsal root ganglia. Neurosci Lett. 61 (1-2), 189-194 (1985).
  4. Farel, P. B., Boyer, A. Transient effects of nerve injury on estimates of sensory neuron number in juvenile bullfrog. J Comp Neurol. 410 (2), 171-177 (1999).
  5. Geuna, S., Borrione, P., Poncino, A., Giacobini-Robecchi, M. G. Morphological and morphometrical changes in dorsal root ganglion neurons innervating the regenerated lizard tail. Int J Dev Neurosci. 16 (2), 85-95 (1998).
  6. La Forte, R. A., Melville, S., Chung, K., Coggeshall, R. E. Absence of neurogenesis of adult rat dorsal root ganglion cells. Somatosens Mot Res. 8 (1), 3-7 (1991).
  7. Pannese, E. Investigations on the Ultrastructural Changes of the Spinal Ganglion Neurons in the Course of Axon Regeneration and Cell Hypertrophy I. Changes during Axon Regeneration. Z Zellforsch Mikrosk Anat. 60, 711-740 (1963).
  8. Popken, G. J., Farel, P. B. Sensory neuron number in neonatal and adult rats estimated by means of stereologic and profile-based methods. J Comp Neurol. 386 (1), 8-15 (1997).
  9. Tandrup, T. Unbiased estimates of number and size of rat dorsal root ganglion cells in studies of structure and cell survival. J Neurocytol. 33 (2), 173-192 (2004).
  10. Sarikcioglu, L., et al. Effect of severe crush injury on axonal regeneration: a functional and ultrastructural study. J Reconstr Microsurg. 23 (3), 143-149 (2007).
  11. Varejao, A. S., et al. Functional and morphological assessment of a standardized rat sciatic nerve crush injury with a non-serrated clamp. J Neurotrauma. 21 (11), 1652-1670 (2004).
  12. Hanack, C., et al. GABA blocks pathological but not acute TRPV1 pain signals. Cell. 160 (4), 759-770 (2015).
  13. Pagadala, P., et al. Loss of NR1 subunit of NMDARs in primary sensory neurons leads to hyperexcitability and pain hypersensitivity: involvement of Ca(2+)-activated small conductance potassium channels. J Neurosci. 33 (33), 13425-13430 (2013).
  14. Zhang, X. L., Albers, K. M., Gold, M. S. Inflammation-induced increase in nicotinic acetylcholine receptor current in cutaneous nociceptive DRG neurons from the adult rat. 신경과학. 284, 483-499 (2015).
  15. Zhu, Y., Lu, S. G., Gold, M. S. Persistent inflammation increases GABA-induced depolarization of rat cutaneous dorsal root ganglion neurons in vitro. 신경과학. 220, 330-340 (2012).
  16. Amir, R., Devor, M. Functional cross-excitation between afferent A- and C-neurons in dorsal root ganglia. 신경과학. 95 (1), 189-195 (2000).
  17. Kim, Y. S., et al. Coupled Activation of Primary Sensory Neurons Contributes to Chronic Pain. Neuron. 91 (5), 1085-1096 (2016).
  18. Lancaster, M. A., et al. Cerebral organoids model human brain development and microcephaly. Nature. 501 (7467), 373-379 (2013).
  19. Qian, X., et al. Brain-Region-Specific Organoids Using Mini-bioreactors for Modeling ZIKV Exposure. Cell. 165 (5), 1238-1254 (2016).
  20. Lowery, L. A., Van Vactor, D. The trip of the tip: understanding the growth cone machinery. Nat Rev Mol Cell Biol. 10 (5), 332-343 (2009).
  21. Dickson, B. J. Molecular mechanisms of axon guidance. Science. 298 (5600), 1959-1964 (2002).
  22. Miller, C., Shanks, H., Witt, A., Rutkowski, G., Mallapragada, S. Oriented Schwann cell growth on micropatterned biodegradable polymer substrates. Biomaterials. 22 (11), 1263-1269 (2001).
  23. Clark, P., Connolly, P., Curtis, A. S., Dow, J. A., Wilkinson, C. D. Topographical control of cell behaviour: II. Multiple grooved substrata. Development. 108 (4), 635-644 (1990).
  24. Antinone, S. E., Smith, G. A. Retrograde axon transport of herpes simplex virus and pseudorabies virus: a live-cell comparative analysis. J Virol. 84 (3), 1504-1512 (2010).
  25. Holland, D. J., Miranda-Saksena, M., Boadle, R. A., Armati, P., Cunningham, A. L. Anterograde transport of herpes simplex virus proteins in axons of peripheral human fetal neurons: an immunoelectron microscopy study. J Virol. 73 (10), 8503-8511 (1999).
  26. Sharthiya, H., Seng, C., Van Kuppevelt, T. H., Tiwari, V., Fornaro, M. HSV-1 interaction to 3-O-sulfated heparan sulfate in mouse-derived DRG explant and profiles of inflammatory markers during virus infection. J Neurovirol. 23 (3), 483-491 (2017).
  27. Zerboni, L., et al. Herpes simplex virus 1 tropism for human sensory ganglion neurons in the severe combined immunodeficiency mouse model of neuropathogenesis. J Virol. 87 (5), 2791-2802 (2013).
  28. Koyuncu, O. O., Hogue, I. B., Enquist, L. W. Virus infections in the nervous system. Cell Host Microbe. 13 (4), 379-393 (2013).
  29. Swanson, P. A., McGavern, D. B. Viral diseases of the central nervous system. Curr Opin Virol. 11, 44-54 (2015).
  30. Tyler, K. L. Emerging viral infections of the central nervous system: part 2. Arch Neurol. 66 (9), 1065-1074 (2009).
  31. Preston, C., Efstathiou, S., Campadelli-Fiume, G., Arvin, A., Mocarski, E. Ch 33. Human Herpesviruses Biology, Therapy, and Immunoprophylaxis. , (2007).
  32. Roizman, B., Whitley, R. J. An inquiry into the molecular basis of HSV latency and reactivation. Annu Rev Microbiol. 67, 355-374 (2013).
  33. Whitley, R., Kimberlin, . D. W., Prober, C. G., Arvin, A., et al. . Human Herpesviruses: Biology, Therapy, and Immunoprophylaxis. , (2007).
  34. Fueshko, S., Wray, S. LHRH cells migrate on peripherin fibers in embryonic olfactory explant cultures: an in vitro model for neurophilic neuronal migration. Dev Biol. 166 (1), 331-348 (1994).
  35. Parish, C. R. The role of heparan sulphate in inflammation. Nat Rev Immunol. 6 (9), 633-643 (2006).
  36. Zhang, X., Wang, B., Li, J. P. Implications of heparan sulfate and heparanase in neuroinflammation. Matrix Biol. 35, 174-181 (2014).
  37. Du, X., et al. Local GABAergic signaling within sensory ganglia controls peripheral nociceptive transmission. J Clin Invest. 127 (5), 1741-1756 (2017).
  38. Hughes, C. S., Postovit, L. M., Lajoie, G. A. Matrigel: a complex protein mixture required for optimal growth of cell culture. Proteomics. 10 (9), 1886-1890 (2010).

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Fornaro, M., Sharthiya, H., Tiwari, V. Adult Mouse DRG Explant and Dissociated Cell Models to Investigate Neuroplasticity and Responses to Environmental Insults Including Viral Infection. J. Vis. Exp. (133), e56757, doi:10.3791/56757 (2018).

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