Summary

Тест на переносимость глюкозы внутрибрюшинного, измерение функции легких и фиксации легких, для изучения последствий ожирения и нарушением метаболизма на легочных исходов

Published: March 15, 2018
doi:

Summary

Распространенность ожирения растет и увеличивает риск развития хронических заболеваний легких. Для установления основных механизмов и превентивных стратегий, четко определенных животных необходимы модели. Здесь мы предоставляем три метода (тест на переносимость глюкозы, тело плетизмографии и легких фиксации) изучить влияние ожирения на легочных исходов у мышей.

Abstract

Ожирение и респираторных заболеваний являются серьезные проблемы со здоровьем. Ожирение становится новой эпидемии с ожидаемое количество тучных людей во всем мире более 1 миллиарда к 2030 году, таким образом представляя растущее социально-экономическое бремя. Одновременно связанных с ожирением сопутствующих заболеваний, включая диабет, а также сердце и хронические заболевания легких, постоянно находятся на подъеме. Хотя ожирения был связан с повышенным риском для обострений астмы, обострение респираторных симптомов и плохого управления, функциональная роль ожирения и возмущенных метаболизма в патогенезе хронического заболевания легких часто недооценивается, и глубинные механизмы остаются недостижимой. Эта статья стремится представить методы для оценки влияние ожирения на метаболизм, а также легких структуры и функции. Здесь мы опишем три техники для исследования мышей: (1) Оценка внутрибрюшинного глюкозе (ipGTT) для анализа влияния тучности на метаболизм глюкозы; (2) измерение сопротивления дыхательных путей (Res) и дыхательной системы соблюдения (Cdyn), чтобы проанализировать влияние ожирения на легочную функцию; и (3) подготовка и фиксации легких для последующего гистологического количественной оценки. Связанных с ожирением легочных заболеваний, вероятно многофакторного, вытекающих из системных воспалительных и метаболических регуляции, которые потенциально негативно влияют на функцию легких и ответа на терапию. Таким образом важно стандартизированной методологии для изучения молекулярных механизмов и эффект Роман лечения.

Introduction

По данным Всемирной организации здравоохранения (ВОЗ) в 2008 году, более чем 1,4 миллиарда взрослых, в возрасте 20 лет и старше, имели избыточный вес с индексом массы тела (ИМТ) больше или равен 25; Кроме того, более чем 200 миллионов мужчин и женщин почти 300 миллионов были ожирением (BMI≥30)1. Ожирение и метаболического синдрома являются основными факторами риска для множества заболеваний. При ожирении и соответствующее увеличение белой жировой ткани массового был тесно связан с тип 2 диабет2,3, сердечно сосудистые заболевания, в том числе ишемической болезни сердца (ИБС), сердечная недостаточность (ВЧ), фибрилляции4 и артроз5, их функциональной роли в патогенезе респираторных расстройств остаются плохо понимали. Однако эпидемиологические исследования показали, что ожирение является прочно ассоциируется с хронической дыхательной условий, включая напряжения одышка, синдром обструктивного апноэ сна (OSAS), ожирение гиповентиляции синдром (СГЯ), хронический обструктивная болезнь легких (ХОБЛ), легочная эмболия, аспирационной пневмонии и бронхиальной астме6,,78,9. Потенциальные механизмы увязки ожирения и возмущенных метаболизма, например, сопротивление инсулина и тип диабета II, в патогенезе хронического заболевания легких не только включают механические и физические последствия вес но также получить на вентиляции вызвать хронические подострых воспалительных состояние10,11. Рост ожирения и легочных заболеваний в течение последнего десятилетия, в сочетании с отсутствием эффективных превентивных стратегий и терапевтических подходов, подчеркивает необходимость изучения молекулярных механизмов определить новые пути для управления связанных с ожирением легких заболевания.

Здесь мы опишем три стандартных тестов, которые являются важные основы для расследования ожирения и его влияние на легких структуры и функции в модели мыши: (1) внутрибрюшинного глюкозы терпимости (ipGTT) (2) измерение сопротивления дыхательных путей (Res) и дыхательных системы соблюдения (Cdyn); и (3) подготовка и фиксации легких для последующего гистологического количественной оценки. IpGTT-это надежный скрининг-тест на поглощение глюкозы мера и, таким образом, влияние ожирения на метаболизм. Простота метода позволяет хорошо стандартизации и поэтому сопоставимости результатов между лабораториями. Более сложные методы, такие как гипергликемической зажимы или исследования на изолированных островков, может использоваться для подробного анализа метаболического фенотипа12. Здесь мы оценить толерантности к глюкозе для определения ожирения связанные состояния системных и метаболические расстройства как основу для дальнейших исследований на легких решений. Чтобы оценить влияние ожирения и метаболических расстройств на легочную функцию, мы измерили сопротивление дыхательных путей (Res) и дыхательной системы соблюдения (Cdyn). Охарактеризовать болезнь легких, безудержный, равно как и сдержанной методы для оценки функции легких доступны. Безудержный плетизмографии в свободно перемещающихся животных имитирует естественное состояние, отражающие дыхание моделей; в отличие от этого инвазивные методы, такие как измерение входной импеданс Res и cDyn в глубоко осознающие мышей для оценки динамических легких механики, являются более точным13. Так как хронических респираторных заболеваний, отражены в гистологических изменений в легочной ткани, надлежащего легких фиксации для дальнейшего анализа является неизбежной. Выбор метода фиксации ткани и подготовки зависит от отсека легких, которые будут изучены, например, проведение airways или паренхимы легких14. Здесь мы описываем метод, который позволяет качественной и количественной оценки проведения дыхательных путей для изучения влияния тучности на развития астмы.

Protocol

Все животные процедуры были проведены в соответствии с протоколами, утвержденными органами местного самоуправления (Земля NRW, AZ: 2012.A424) и были в соответствии с немецкой животных закона и положений о благополучии животных, используемых для экспериментов или другие научные цели. Поскольк…

Representative Results

Представитель результаты теста на толерантность внутрибрюшинного глюкозы (ipGTT) (рис. 4), легких функция тест (Рисунок 5) и представитель изображениями иллюстрирующие гематоксилином и эозином витражи легких (рис. 6). <p class=…

Discussion

Этот отчет содержит три протоколы для трех различных методов для анализа влияния тучности на метаболизм глюкозы и легочных исходов. Во-первых тест на переносимость глюкозы дает возможность анализировать внутриклеточных глюкозы и может быть показателем сопротивление инсулина. Во-вто?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Эксперименты были поддержаны Марга и Уолтер Болл-Stiftung, Керпен, Германия; Проект 210-02-16 (MAAA), проекта 210-03-15 (MAAA) и немецкого фонда научных исследований (DFG; AL1632-02; MAAA), Бонн, Германия; Центр Кельна молекулярной медицины (CMMC; Больница университета Кёльна; Программа развития карьеры; MAAA), Köln Fortune (факультет медицины, Кёльнский университет; KD).

Materials

GlucoMen LX A.Menarini diagnostics, Firneze, Italy 38969 blood glucose meter
GlucoMen LX Sensor A.Menarini diagnostics, Firneze, Italy 39765 Test stripes
Glucose 20% B. Braun, Melsung, Germany 2356746
FinePointe Software DSI, MC s´Hertogenbosch, Netherlands 601-1831-002
FinePointe RC Single Site Mouse Table DSI, MC s´Hertogenbosch, Netherlands 601-1831-001
FPRC Controller DSI, MC s´Hertogenbosch, Netherlands 601-1075-001
FPRC Aerosol Block DSI, MC s´Hertogenbosch, Netherlands 601-1106-001
Aerogen neb head-5.2-4um DSI, MC s´Hertogenbosch, Netherlands 601-2306-001
Forceps FST, British Columbia, Canada 11065-07
Blunt scissors FST, British Columbia, Canada 14105-12
Micro scissors FST, British Columbia, Canada 15000-00
Perma-Hand 4-0 Ethicon, Puerto Rico, USA 736H Surgical suture
Roti-Histofix 4% Roth P087.1 4% Paraformaldehyd
Ketaset Zoetis, Berlin, Germany 10013389 Ketamine
Rompun 2% Bayer, Leverkusen, Germany 770081 Xylazine

References

  1. Kelly, T., Yang, W., Chen, C. S., Reynolds, K., He, J. Global burden of obesity in 2005 and projections to 2030. Int J Obes (Lond). 32, 1431-1437 (2008).
  2. Freemantle, N., Holmes, J., Hockey, A., Kumar, S. How strong is the association between abdominal obesity and the incidence of type 2 diabetes?. International journal of clinical practice. 62, 1391-1396 (2008).
  3. Wassink, A. M. J., et al. Waist circumference and metabolic risk factors have separate and additive effects on the risk of future Type 2 diabetes in patients with vascular diseases. A cohort study. Diabetic Medicine. 28, 932-940 (2011).
  4. Oktay, A. A., et al. The Interaction of Cardiorespiratory Fitness with Obesity and the Obesity Paradox in Cardiovascular Disease. Progress in cardiovascular diseases. , (2017).
  5. Azamar-Llamas, D., Hernandez-Molina, G., Ramos-Avalos, B., Furuzawa-Carballeda, J. Adipokine Contribution to the Pathogenesis of Osteoarthritis. Mediators Inflamm. 2017, 5468023 (2017).
  6. Koenig, S. M. Pulmonary complications of obesity. The American journal of the medical sciences. 321, 249-279 (2001).
  7. Stunkard, A. J. Current views on obesity. The American journal of medicine. 100, 230-236 (1996).
  8. Murugan, A. T., Sharma, G. Obesity and respiratory diseases. Chron Respir Dis. 5, 233-242 (2008).
  9. Zammit, C., Liddicoat, H., Moonsie, I., Makker, H. Obesity and respiratory diseases. International journal of general medicine. 3, 335-343 (2010).
  10. Ouchi, N., Parker, J. L., Lugus, J. J., Walsh, K. Adipokines in inflammation and metabolic disease. Nat Rev Immunol. 11, 85-97 (2011).
  11. McArdle, M. A., Finucane, O. M., Connaughton, R. M., McMorrow, A. M., Roche, H. M. Mechanisms of obesity-induced inflammation and insulin resistance: insights into the emerging role of nutritional strategies. Front Endocrinol (Lausanne). 4, 52 (2013).
  12. Ayala, J. E., et al. Standard operating procedures for describing and performing metabolic tests of glucose homeostasis in mice. Disease models & mechanisms. 3, 525-534 (2010).
  13. Bates, J. H., Irvin, C. G. Measuring lung function in mice: the phenotyping uncertainty principle. J Appl Physiol. 94 (1985), 1297-1306 (2003).
  14. Hsia, C. C., Hyde, D. M., Ochs, M., Weibel, E. R. An official research policy statement of the American Thoracic Society/European Respiratory Society: standards for quantitative assessment of lung structure. Am J Respir Crit Care Med. 181, 394-418 (2010).
  15. Hoogstraten-Miller, S. L., Brown, P. A. Techniques in aseptic rodent surgery. Curr Protoc Immunol. Chapter 1, (2008).
  16. Heydemann, A. An Overview of Murine High Fat Diet as a Model for Type 2 Diabetes Mellitus. Journal of diabetes research. 2016, 2902351 (2016).
  17. Asha, G. V., Raja Gopal Reddy, M., Mahesh, M., Vajreswari, A., Jeyakumar, S. M. Male mice are susceptible to high fat diet-induced hyperglycaemia and display increased circulatory retinol binding protein 4 (RBP4) levels and its expression in visceral adipose depots. Archives of physiology and biochemistry. 122, 19-26 (2016).
  18. Jovicic, N., et al. Differential Immunometabolic Phenotype in Th1 and Th2 Dominant Mouse Strains in Response to High-Fat Feeding. PLoS One. 10, e0134089 (2015).
  19. Fontaine, D. A., Davis, D. B. Attention to Background Strain Is Essential for Metabolic Research: C57BL/6 and the International Knockout Mouse Consortium. Diabetes. 65, 25-33 (2016).
  20. Muniyappa, R., Lee, S., Chen, H., Quon, M. J. Current approaches for assessing insulin sensitivity and resistance in vivo: advantages, limitations, and appropriate usage. Am J Physiol Endocrinol Metab. 294, E15-E26 (2008).
  21. Heijboer, A. C., et al. Sixteen hours of fasting differentially affects hepatic and muscle insulin sensitivity in mice. Journal of lipid research. 46, 582-588 (2005).
  22. Heikkinen, S., Argmann, C. A., Champy, M. F., Auwerx, J. Evaluation of glucose homeostasis. Current protocols in molecular biology. Chapter 29, (2007).
  23. McGuinness, O. P., Ayala, J. E., Laughlin, M. R., Wasserman, D. H. NIH experiment in centralized mouse phenotyping: the Vanderbilt experience and recommendations for evaluating glucose homeostasis in the mouse. Am J Physiol Endocrinol Metab. 297, E849-E855 (2009).
  24. Ayala, J. E., Bracy, D. P., McGuinness, O. P., Wasserman, D. H. Considerations in the design of hyperinsulinemic-euglycemic clamps in the conscious mouse. Diabetes. 55, 390-397 (2006).
  25. Lodhi, I. J., Semenkovich, C. F. Why we should put clothes on mice. Cell Metab. 9, 111-112 (2009).
  26. Swoap, S. J., Gutilla, M. J., Liles, L. C., Smith, R. O., Weinshenker, D. The full expression of fasting-induced torpor requires beta 3-adrenergic receptor signaling. J Neurosci. 26, 241-245 (2006).
  27. Geiser, F. Metabolic rate and body temperature reduction during hibernation and daily torpor. Annu Rev Physiol. 66, 239-274 (2004).
  28. Mead, J. Mechanical properties of lungs. Physiological reviews. 41, 281-330 (1961).
  29. Lundblad, L. K., Irvin, C. G., Adler, A., Bates, J. H. A reevaluation of the validity of unrestrained plethysmography in mice. J Appl Physiol. 93, 1198-1207 (2002).
  30. Lundblad, L. K., et al. Penh is not a measure of airway resistance!. Eur Respir J. 30, 805 (2007).
  31. Adler, A., Cieslewicz, G., Irvin, C. G. Unrestrained plethysmography is an unreliable measure of airway responsiveness in BALB/c and C57BL/6 mice. J Appl Physiol. 97, 286-292 (2004).
  32. Fairchild, G. A. Measurement of respiratory volume for virus retention studies in mice. Applied microbiology. 24, 812-818 (1972).
  33. Brown, R. H., Wagner, E. M. Mechanisms of bronchoprotection by anesthetic induction agents: propofol versus ketamine. Anesthesiology. 90, 822-828 (1999).
  34. Goyal, S., Agrawal, A. Ketamine in status asthmaticus: A review. Indian journal of critical care medicine: peer-reviewed, official publication of Indian Society of Critical Care Medicine. 17, 154-161 (2013).
  35. Doi, M., Ikeda, K. Airway irritation produced by volatile anaesthetics during brief inhalation: comparison of halothane, enflurane, isoflurane and sevoflurane. Canadian journal of anaesthesia = Journal canadien d’anesthesie. 40, 122-126 (1993).
  36. Braber, S., Verheijden, K. A., Henricks, P. A., Kraneveld, A. D., Folkerts, G. A comparison of fixation methods on lung morphology in a murine model of emphysema. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 299, L843-L851 (2010).
  37. Weibel, E. R., Limacher, W., Bachofen, H. Electron microscopy of rapidly frozen lungs: evaluation on the basis of standard criteria. Journal of applied physiology: respiratory, environmental and exercise physiology. 53, 516-527 (1982).
  38. Rolls, G. . Process of Fixation and the Nature of Fixatives. , (2017).
  39. Winsor, L., Woods, A., Ellis, R. Tissue processing. Laboratory histopathology. , 4.2-1-4.2-39 (1994).
  40. Pearse, A. . Histochemistry, theoretical and applied. , (1980).
  41. Weibel, E. R. Morphological basis of alveolar-capillary gas exchange. Physiological reviews. 53, 419-495 (1973).
  42. Bur, S., Bachofen, H., Gehr, P., Weibel, E. R. Lung fixation by airway instillation: effects on capillary hematocrit. Experimental lung research. 9, 57-66 (1985).
  43. Bachofen, H., Ammann, A., Wangensteen, D., Weibel, E. R. Perfusion fixation of lungs for structure-function analysis: credits and limitations. Journal of applied physiology: respiratory, environmental and exercise physiology. 53, 528-533 (1982).
  44. Balcombe, J. P., Barnard, N. D., Sandusky, C. Laboratory routines cause animal stress. Contemporary topics in laboratory animal science. 43, 42-51 (2004).
check_url/kr/56685?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Dinger, K., Mohr, J., Vohlen, C., Hirani, D., Hucklenbruch-Rother, E., Ensenauer, R., Dötsch, J., Alejandre Alcazar, M. A. Intraperitoneal Glucose Tolerance Test, Measurement of Lung Function, and Fixation of the Lung to Study the Impact of Obesity and Impaired Metabolism on Pulmonary Outcomes. J. Vis. Exp. (133), e56685, doi:10.3791/56685 (2018).

View Video