Gebruikmaking van een fluorescentie PCR-capillaire gelelektroforese techniek voor CRISPR Genotype / Cas9-gemedieerde knockout mutanten in een High-throughput Format
Summary
Genotypering techniek beschreven voor koppeling fluorescent polymerasekettingreactie (PCR) met capillaire gelelektroforese, maakt genotypering van nuclease-gemedieerde knockout klonen. Het omzeilt beperkingen geconfronteerd met andere genotyperingstechnieken en kosteneffectiever is dan sequencing methoden.
Abstract
De ontwikkeling van programmeerbare genoom-editing tools is het gebruik van reverse genetics om de rol van specifieke genoomsequenties spelen in het functioneren van cellen en hele organismen te begrijpen vergemakkelijkt. Deze oorzaak is enorm geholpen door de recente invoering van de CRISPR / Cas9 systeem een veelzijdige tool waarmee onderzoekers het genoom en transcriptoom manipuleren om, onder andere, knock-out, knock down, of knock in genen in een gerichte manier. Ten behoeve van kloppen van een gen, CRISPR / Cas9 gemedieerde dubbelstrengsbreuken werven de niet-homologe-DNA-end verbinden herstelweg de leesraamverschuivingsinducerende veroorzaken insertie of deletie van nucleotiden te introduceren in de rust plaats. Echter kan een individuele geleider RNA ongewenste off-target veroorzaken, en deze uit te sluiten, het gebruik van meervoudige geleider RNAs nodig. Deze veelheid aan doelen betekent ook dat een hoog volume screening van klonen vereist, wat op zijn beurt roept de toepassing van een efdoende high-throughput techniek om de knock-out klonen genotype. Huidige genotyperingstechnieken ofwel lijden aan inherente beperkingen of maakt hoge kosten, vandaar waardoor ze ongeschikt zijn voor high-throughput doeleinden. Hier hebben we gedetailleerd protocol voor het gebruik van fluorescente PCR, die genomisch DNA gebruikt uit ruw cellysaat als sjabloon en oplossen van de PCR-fragmenten via capillaire gelelektroforese. Deze techniek is nauwkeurig genoeg om een basenpaar verschil tussen fragmenten differentiëren en derhalve toereikend is dat de aanwezigheid of afwezigheid van een frameshift in de coderende sequentie van het doelgen. Deze nauwkeurige kennis effectief verzet zich tegen de noodzaak van een bevestigende sequencing stap en stelt gebruikers in staat om tijd en kosten te besparen in het proces. Bovendien is deze techniek bewezen veelzijdig genotypering diverse zoogdiercellen uit verschillende weefsels oorsprong doelwit van gids-RNA's tegen talrijke genen, zoals hier en elders getoond.
Introduction
Reverse genetische benaderingen zijn toegestaan wetenschappers om de effecten van specifieke veranderingen ontrafelen in het genoom van de cel of het hele organisme. Bijvoorbeeld kan de expressie van een bepaald gen worden verzwakt door gen knockdown 1, 2 (partiële reductie) of gen knockout 3, 4 (complete ablatie) om het effect dat dit heeft op de functie van de cel of het bepalen ontwikkeling van het organisme.
Genknockout experimenten gemakkelijker omdat de introductie van sequentiespecifieke programmeerbare nucleasen, zoals zinkvinger nucleasen (ZFNs) en transcriptie activator-achtige effector nucleasen (talens) worden. Echter, de relatief recente karakterisering van de geclusterde regelmatig afgewisseld korte palindroom repeat (CRISPR) / Cas9 systeem is het zeer eenvoudig voor elk laboratorium de hele wereld om gen uit te voeren gemaakte knockout experimenten. In wezen is de CRISPR / Cas9 bestaat uit twee essentiële componenten-één hulplijn RNA (sgRNA), die herkent en bindt via basis complementariteit met een specifieke sequentie in het genoom, en een endonuclease genoemd Cas9. Na de specifieke binding en werking van het sgRNA-Cas9 complex op genomisch DNA is dubbelstrengs splitsing van DNA. Dit op zijn beurt activeert de DNA-schade reactiemechanisme in de cel, die vervolgens via de niet-homologe-end-joining (NHEJ) of homologe recombinatie (HR) banen wordt hersteld. Aangezien de NHEJ herstelmechanisme (maar niet de HR mechanisme) resulteert vaak in de willekeurige insertie of deletie van nucleotiden op de plaats van reparatie, waardoor insertie / deletie (indel) mutaties, kan dit leiden tot het leesraam van een exon te verschuiven. Dit kan vervolgens leiden tot de knock-out van het gen door vroegtijdige terminatie van translatie en-nonsense gemedieerde verval 5, 6,7.
Ondanks het gemak verschaft door de invoering van de CRISPR / Cas9 systeem kloppen van een gen, genotypering klonen van doelcellen loopt stuk, vooral in een high-throughput instelling 8, 9. Bestaande technieken ofwel enige hinder inherente beperkingen of financieel kostbaar. Bijvoorbeeld, de inspecteur of T7E1 assay, welke een enzymatische test die mismatches detecteert DNA duplexen 10, niet in staat onderscheid te maken tussen wildtype klonen en homozygote mutanten (klonen waarvan de allelen identiek gemuteerd) aangezien deze klonen identieke allelen en derhalve geen mismatches aanwezig in de DNA-sequentie 11. Bovendien, het gebruik van Sanger sequentiebepaling, die wordt beschouwd als de gouden standaard voor het genotyperen van mutante klonen, in een hoge-doorvoer opstelling is ongewenst vanwege de hoge kosten. Hier presenteren we een detailed protocol van de fluorescente PCR-capillaire gelelektroforese techniek, die de beperkingen van de andere bestaande genotyperingstechnieken kan omzeilen en is vooral nuttig bij het uitvoeren van een high-throughput screen van nuclease-gemedieerde knockout klonen. Deze methode is technisch eenvoudig uit te voeren en bespaart tijd en kosten.
Protocol
Representative Results
Discussion
Het uitspelen van een specifiek gen in een model cellijn keuze heeft routine voor het ophelderen van de rol die het gen speelt in die specifieke cellulaire context te worden. In feite, verschillende genoom-brede schermen zijn beschikbaar die de CRISPR / Cas9 systeem vrijwel alle bekende menselijke genen gericht in het genoom 14, 15, 16. Met deze grote schermen (of zelfs kleine targeting van individuele genen van belang), is het…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
De auteurs danken mevrouw Tan Shi Min, mevrouw Helen Ong, en Dr. Zhao Yi voor het helpen met de capillaire gelelektroforese experimenten. Dit werk werd ondersteund door NMRC / IRG verlenen NMRC / 1314/2011 en MOE ACRF Tier 2 Fund subsidie MOE2011-T2-1-051.
Materials
| HEPG2 cells | ATCC | HB-8065 | |
| HyClone Dulbecco's Modified Eagles Medium (DMEM) | Thermo Fisher Scientific | SH30022.01 | |
| HyClone Fetal Bovine Serum | Thermo Fisher Scientific | SV30160.03 | |
| pSpCas9(BB)-2A-GFP plasmid | Addgene | PX458 | |
| Lipofectamine 2000 | Thermo Fisher Scientific | 11668027 | |
| Trypsin-EDTA (0.25%), phenol red | Thermo Fisher Scientific | 25200056 | |
| Trypsin-EDTA (0.5%), no phenol red | Thermo Fisher Scientific | 15400054 | |
| Penicillin-Streptomycin (10,000 U/mL) | Thermo Fisher Scientific | 15140122 | |
| HyClone Water, Molecular Biology Grade | GE Healthcare | SH30538.02 | |
| CRISPR sgRNA insert oligonucleotide (sense) | AITbiotech | None | Sequence: 5'-CACCGCTAACCTTTCAGCCTGCCTA-3' |
| CRISPR sgRNA insert oligonucleotide (anti-sense) | AITbiotech | None | Sequence: 5'-AAACTAGGCAGGCTGAAAGGTTAGC-3' |
| Unlabeled PCR amplification forward primer | AITbiotech | None | Sequence: 5'-CACTAACTCCAATGCTTCAGTTTC-3'; this primer is also used to sequence PCR amplified alleles |
| 6-FAM-labeled fluorescent PCR forward primer | AITbiotech | None | Sequence: 5'-6-FAM-CACTAACTCCAATGCTTCAGTTTC-3' |
| HEX-labeled fluorescent PCR forward primer | AITbiotech | None | Sequence: 5'-HEX-CACTAACTCCAATGCTTCAGTTTC-3' |
| Unlabeled PCR reverse primer | AITbiotech | None | Sequence: 5'-CCTCTTCCAAGTCTGCTTATGT-3' |
| Taq PCR Core Kit | QIAGEN | 201223 | |
| Hi-Di Formamide | Thermo Fisher Scientific | 4311320 | |
| GeneScan 500 LIZ Dye Size Standard | Thermo Fisher Scientific | 4322682 | |
| MicroAmp Optical 96-Well Reaction Plate | Thermo Fisher Scientific | 4306737 | |
| 3500xL Genetic Analyzer | Thermo Fisher Scientific | 4405633 | |
| 3500 Series 2 program | Thermo Fisher Scientific | 4476988 | |
| Gene Mapper 5 program | Thermo Fisher Scientific | 4475073 | |
| Gentra Puregene Cell Kit | QIAGEN | 1045696 | |
| Wizard SV Gel and PCR Clean-Up System | Promega | A9282 | |
| NAP1L1 Antibody (N-term) | Abgent | AP1920b | |
| Nuclear Matrix Protein p84 antibody [5E10] | GeneTex | GTX70220 | |
| Peroxidase AffiniPure Goat Anti-Rabbit IgG | Jackson ImmunoResearch | 111-035-144 | |
| Peroxidase AffiniPure Sheep Anti-Mouse IgG | Jackson ImmunoResearch | 515-035-003 |
References
- Chang, H., et al. CRISPR/cas9, a novel genomic tool to knock down microRNA in vitro and in vivo. Sci. Rep. 6, 22312 (2016).
- O’Connell, M. R., et al. Programmable RNA recognition and cleavage by CRISPR/Cas9. Nature. 516, 263-266 (2014).
- Ran, F. A., et al. Double nicking by RNA-guided CRISPR Cas9 for enhanced genome editing specificity. Cell. 154, 1380-1389 (2013).
- Ran, F. A., et al. Genome engineering using the CRISPR-Cas9 system. Nat. Protoc. 8 (11), 2281-2308 (2013).
- Perez, E. E., et al. Establishment of HIV-1 resistance in CD4+ T cells by genome editing using zinc-finger nucleases. Nat. Biotechnol. 26, 808-816 (2008).
- Santiago, Y., et al. Targeted gene knockout in mammalian cells by using engineered zinc-finger nucleases. P. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 105, 5809-5814 (2008).
- Sung, Y. H., et al. Knockout mice created by TALEN-mediated gene targeting. Nat. Biotechnol. 31, 23-24 (2013).
- Shalem, O., et al. Genome-scale CRISPR-Cas9 knockout screening in human cells. Science. 343, 84-87 (2014).
- Zhou, Y., et al. High-throughput screening of a CRISPR/Cas9 library for functional genomics in human cells. Nature. 509, 487-491 (2014).
- Guschin, D. Y., et al. A rapid and general assay for monitoring endogenous gene modification. Methods Mol. Biol. 649, 247-256 (2010).
- Kim, H. J., Lee, H. J., Kim, H., Cho, S. W., Kim, J. S. Targeted genome editing in human cells with zinc finger nucleases constructed via modular assembly. Genome Res. 19, 1279-1288 (2009).
- Ramlee, M. K., Yan, T., Cheung, A. M., Chuah, C. T., Li, S. High-throughput genotyping of CRISPR/Cas9-mediated mutants using fluorescent PCR-capillary gel electrophoresis. Sci. Rep. 5, 15587 (2015).
- Liu, C. C., et al. Distinct Responses of Stem Cells to Telomere Uncapping-A Potential Strategy to Improve the Safety of Cell Therapy. Stem cells. 34, 2471-2484 (2016).
- Doench, J. G., et al. Rational design of highly active sgRNAs for CRISPR-Cas9-mediated gene inactivation. Nat. Biotechnol. 32, 1262-1267 (2014).
- Wang, T., et al. Identification and characterization of essential genes in the human genome. Science. 350, 1096-1101 (2015).
- Sanjana, N. E., Shalem, O., Zhang, F. Improved vectors and genome-wide libraries for CRISPR screening. Nat. Methods. 11, 783-784 (2014).
- Urnov, F. D., et al. Highly efficient endogenous human gene correction using designed zinc-finger nucleases. Nature. 435, 646-651 (2005).
- Kim, H., Kim, J. S. A guide to genome engineering with programmable nucleases. Nat. Rev. Genet. 15, 321-334 (2014).
- Dahlem, T. J., et al. Simple methods for generating and detecting locus-specific mutations induced with TALENs in the zebrafish genome. PLoS Genet. 8, e1002861 (2012).
- Thomas, H. R., Percival, S. M., Yoder, B. K., Parant, J. M. High-throughput genome editing and phenotyping facilitated by high resolution melting curve analysis. PLoS One. 9, 114632 (2014).
- Kim, J. M., Kim, D., Kim, S., Kim, J. S. Genotyping with CRISPR-Cas-derived RNA-guided endonucleases. Nat. Commun. 5, 3157 (2014).
