Se presenta un protocolo por el método de tinción de Golgi-Cox en secciones de cerebro de espesor, con el fin de visualizar las neuronas con árboles dendríticos largas contenidos dentro de muestras de tejido individuales. También se presentan dos variantes de este protocolo que implica cresilo contratinción violeta, y la congelación de los cerebros no transformadas para almacenamiento a largo plazo.
El método de Golgi-Cox de la tinción de las neuronas ha sido empleado durante más de doscientos años para avanzar en nuestra comprensión de la morfología de las neuronas dentro del cerebro muestras histológicas. Si bien es preferible desde un punto de vista práctico para preparar secciones de cerebro en el mayor espesor posible, a fin de aumentar la probabilidad de identificar neuronas teñidas que están contenidos completamente dentro de las secciones individuales, este enfoque es limitado desde un punto de vista técnico por la distancia de trabajo de alto -magnification objetivos de microscopio. Presentamos aquí un protocolo para teñir las neuronas utilizando el método de Golgi-Cox en secciones de cerebro de ratón que se cortan en 500 espesor m, y para visualizar las neuronas en toda la profundidad de estas secciones usando un microscopio vertical equipado con una alta resolución de 30X de silicona 1,05 NA objetivo de inmersión en aceite que tiene una distancia de trabajo de 800 m. describen además dos variantes útiles de este protocolo que se puede emplear para contrateñir la superficie demontado secciones de cerebro con la tinción de violet Nissl de cresilo, o para congelar los cerebros enteros para almacenamiento a largo plazo antes de seccionar y el procesamiento final. El protocolo principal y sus dos variantes producen secciones de cerebro de espesor manchadas, a lo largo de la cual los árboles neurona dendríticas completos y espinas dendríticas se pueden visualizar y cuantificar de forma fiable.
La visualización de las neuronas individuales dentro de muestras de tejido permite el análisis in situ de las neuronas características morfológicas, que ha avanzado significativamente nuestra comprensión del cerebro y cómo puede ser influenciado por la enfermedad endógena o factores ambientales exógenas. El método de tinción de Golgi-Cox es un medio rentables, relativamente simples de la tinción de una muestra aleatoria de las neuronas dentro del cerebro. En primer lugar desarrollado por Golgi 1 y modificado por Cox 2 en la década de 1800, los investigadores han perfeccionado esta técnica en los últimos años para producir neuronas claros y bien teñidas con que se pueden utilizar para visualizar y cuantificar tanto la morfología del árbol dendrítico y la densidad de la columna 3, 4, 5, 6, 7, 8, 9.
Una consideración técnica importante para la visualización de las neuronas teñidas dentro de las secciones del cerebro es el espesor máximo rebanada, que está limitada por la distancia de trabajo de los objetivos disponibles de gran aumento / de alta resolución del microscopio. objetivos de inmersión en aceite comunes en el 60 – 100X gama proporcionan una excelente resolución, pero están limitados por sus distancias de trabajo que son típicamente no mayor de 200 m. Las secciones de cerebro de corte en el rango de 200 micras pueden ser adecuadas para visualizar ciertos tipos de neuronas que pueden estar contenidos dentro de este grosor de corte, por ejemplo las neuronas piramidales en las capas superficiales de la corteza cerebral 10, 11, 12, las neuronas piramidales en la región CA1 de la hipocampo 13, 14, y las células granulares en el giro dentado del hipocampo 15. Las neuronas con relativamente más largoárboles dendríticos, tales como las neuronas piramidales en las capas profundas de la corteza cerebral que para el ratón se puede extender más de 800 m desde el cuerpo celular 16, proporcionan un mayor reto porque tendrían que ser seccionada en un ángulo perfecto cerebros para contener todo el árbol de dendritas dentro de los 200 m rodajas. Esto puede incluso no ser factible si una dendrita o cualquiera de sus ramas se extienden en la dirección rostral o caudal. Si bien es posible abordar esta limitación mediante el trazado de una neurona a través de múltiples secciones de cerebro adyacentes, este enfoque presenta un desafío técnico significativo en la alineación de las secciones con precisión para la localización 17. Un enfoque más práctico sería para visualizar las neuronas enteras contenidas dentro de las secciones del cerebro que se cortan en un espesor mayor.
Presentamos aquí una técnica para teñir las neuronas dentro de 400 – secciones de cerebro de espesor 500 micras de ratones utilizando el método de Golgi-Cox, y para visualizar su morphology usando un silicio objetivo de inmersión en aceite de alta resolución que tiene una distancia de trabajo de 800 m. La impregnación y el procesamiento de protocolo de Golgi-Cox que describimos se modificó a partir de uno de los protocolos modernos más citados en la literatura 6. Nuestro enfoque con secciones de cerebro de espesor proporciona la ventaja de aumentar la probabilidad de identificar neuronas de cualquier tipo que están contenidos completamente dentro de la sección. Además del protocolo principal, también presentes dos variaciones que proporcionan ventajas únicas: (1) la tinción de Golgi-Cox con la contratinción cresil violeta en la superficie de las secciones montadas, con el fin de definir los límites de las regiones del cerebro y para identificar capas de la corteza cerebral, y (2) tinción de Golgi-Cox con una etapa de congelación intermedio para el almacenamiento a largo plazo de cerebros enteros impregnadas antes de seccionar y el procesamiento final.
Se describe aquí un protocolo de tinción Golgi-Cox junto con dos variantes útiles para la visualización de las neuronas dentro de las secciones del cerebro de espesor. Como se muestra en los resultados representativos, el uso de un objetivo de alta resolución que tiene una larga distancia m de trabajo 800 permite la visualización fiable de las neuronas enteras a lo largo de la profundidad de las secciones del cerebro cortadas a 500! M. Este estudio de secciones del cerebro relativamente gruesas aumenta la probabil…
The authors have nothing to disclose.
Este trabajo fue apoyado por una subvención del descubrimiento de CDCB de las Ciencias Naturales e Ingeniería de Investigación de Canadá (NSERC), un Fondo Líderes concesión de infraestructuras de investigación John R. Evans a CDCB desde Canadá Fundación para la Innovación (CFI proyecto número 30381), y por Descubrimiento de una subvención a MNJ de CRSNG. ELL fue apoyado por una beca de Graduados de Ontario y por una beca de la OVC de la Facultad de Veterinaria de Ontario de la Universidad de Guelph. CDS con el apoyo de una Ayudantía de Investigación de Pregrado Estudiantes de CRSNG. ALM fue apoyado por una beca de Alexander Graham Bell de CRSNG y por una beca de la OVC de la Facultad de Veterinaria de Ontario de la Universidad de Guelph.
potassium dichromate | Fisher Scientific | P188-100 | Hazardous |
potassium chromate | Fisher Scientific | P220-100 | Hazardous |
mercuric chloride | Fisher Scientific | S25423 | Hazardous |
Whatman grade 1 filter paper | Fisher Scientific | 1001-185 | |
isoflurane | Pharmaceutical Partners of Canada | CP0406V2 | |
20 mL scintillation vial | Fisher Scientific | 03-337-4 | |
sucrose | Bioshop Canada | SUC700.1 | |
sodium phosphate monobasic | Sigma Aldrich | S5011-500G | |
sodium phosphate dibasic | Sigma Aldrich | S9390-500G | |
50 mL conical tube | Fisher Scientific | 12-565-271 | |
isopentane | Fisher Scientific | AC126470010 | also known as 2-methylbutane. Hazardous |
agar | Sigma Aldrich | A1296-100G | |
small weigh dish | Fisher Scientific | 02-202-100 | |
vibratome | Leica | VT1000 S | |
6 well tissue culture plates | Fisher Scientific | 08-772-1b | |
mesh bottom tissue culture inserts | Fisher Scientific | 07-200-214 | |
paraformadelhyde, 16% | Electron Microscope Sciences | 15710-S | Hazardous |
ammonium hydroxide | Fisher Scientific | A669S-500 | Hazardous |
Kodak Fixative A | Sigma Aldrich | P7542 | |
superfrost plus slides | Fisher Scientific | 12-550-15 | |
CitroSolv clearing agent | Fisher Scientific | 22-143-975 | |
anhydrous ethyl alcohol | Commercial Alcohols | N/A | |
cresyl violet | Sigma Aldrich | C1791 | |
permount | Fisher Scientific | SP15-100 | |
upright microscope | Olympus | BX53 model | |
colour camera, 12 bit | MBF Biosciences | DV-47d | QImaging part 01-MBF-2000R-F-CLR-12 |
three-dimensional motorized microscope stage, controller and enoders | MBF Biosciences | N/A | Supplied and integrated with microscope by MBF Biosciences |
4x microscope objective | Olympus | 4x 0.16 N.A. UplanSApo | |
10x microscope objective | Olympus | 10x 0.3 N.A. UPlan FL N | |
30x microscope objective | Olympus | 30x 1.05 N.A. UPlanSApo | |
60x microscope objective | Olympus | 60x 1.42 N.A. PlanAPO N | |
silicone immersion oil | Olympus | Z-81114 | |
Neurolucida software | MBF Biosciences | Version 10 | |
ImageJ software | U. S. National Institutes of Health | Current version | With the OME Bio-Formats plugin installed |
Photoshop software | Adobe | version CS6 |