Summary

Den kapillære Feeder-analysen Måler fødeindtagelse i<em> Drosophila melanogaster</em

Published: March 17, 2017
doi:

Summary

The CApillary FEeder (CAFE) assay is a simple, budget-friendly, highly reliable method for investigating mechanisms underlying food intake. Used with the highly versatile genetic model organism Drosophila melanogaster, it provides a powerful means of gaining new insights into regulatory mechanisms of food intake.

Abstract

For most animals, feeding is an essential behavior for securing survival, and it influences development, locomotion, health and reproduction. Ingestion of the right type and quantity of food therefore has a major influence on quality of life. Research on feeding behavior focuses on the underlying processes that ensure actual feeding and unravels the role of factors regulating internal energy homeostasis and the neuronal bases of decision-making. The model organism Drosophila melanogaster, with its great variety of genetically traceable tools for labeling and manipulating single neurons, allows mapping of neuronal networks and identification of molecular signaling cascades involved in the regulation of food intake. This report demonstrates the CApillary FEeder assay (CAFE) and shows how to measure food intake in a group of flies for time spans ranging from hours to days. This easy-to-use assay consists of glass capillaries filled with liquid food that flies can freely access and feed on. Food consumption in the assay is accurately determined using simple measurement tools. Herein we describe step-by-step the method from setup to successful execution of the CAFE assay, and provide practical examples to analyze the food intake of a group of flies under controlled conditions. The reader is guided through possible limitations of the assay, and advantages and disadvantages of the method compared to other feeding assays in D. melanogaster are evaluated.

Introduction

Spise er afgørende; dog deregulering af fødeindtagelse resulterer i spiseforstyrrelser såsom bulimi, anoreksi eller den generelle tendens til at spise for meget pålægger omkostninger på enkeltpersoner og samfundet 1, 2, 3. Målet med den nuværende forskning er at afdække reguleringsmekanismer af fødeindtagelse og give en strategi for at omgå uorden formation. Talrige undersøgelser anvender pattedyr modelorganismer har givet ny indsigt i kredsløb og den rolle, signalsystemer i spiseforstyrrelser 4, 5, 6. Ikke desto mindre er vores viden om neuronale og molekylære baser ligger til grund for disse lidelser er stadig langt fra afsluttet. I de seneste år, frugten flyve Drosophila melanogaster er blevet et værdifuldt modelsystem til optrevling grundlæggende mekanistiske indsigt i reguleringen af metabolism 7, 8, 9. Kapillarrøret Feeder (CAFE) assay for Drosophila melanogaster blev etableret i laboratoriet af Seymour Benzer i 2007 inspireret af et tidligere arbejde af Dethier i blowfly 10, 11. CAFE assay gjorde det muligt direkte at måle fødeindtagelse i Drosophila melanogaster. I denne adfærdsmæssige testsystem, fluer lever af flydende fødevarer omhandlet i graduerede glaskapillarer anbragt inde i et hætteglas. Faldet af kapillære menisk indikerer tab af mad løsning via fordampning og fødeindtagelse. Bestemmelse af fordampning rente med hætteglas uden fluer tillader nøjagtig kvantificering af fødeindtagelse.

CAFE-analysen er en af flere adfærdsmæssige paradigmer bruges til at måle fodring i Drosophila melanogaster og forskere nødt til at vælge den mest hensigtsmæssige for deres specifikkespørgsmål. Beslutningen om at anvende en bestemt assay bør overveje følgende punkter: arten af ​​fødevarer omhandlet; fodring tilstand; måling af indtagelse eller optagelse af næringsstoffer og efterforskning fødevareforbrug eller reaktion på mad.

CAFE assay som beskrevet i denne rapport er ideel til følgende fødeindtagelsen af ​​en flydende fødekilde under en opretstående fodring tilstand. Alternativt fødeindtagelse kan måles for en flue gruppe på en farvet fødekilde i et hætteglas eller på en plade. Fluer normalt dræbt eller bedøvet efter fodring, og mængden af ​​indtaget farvestof bestemmes ved spektrometri eller visuel inspektion af farvede abdomen. Fluer begynder at udskille den indtagne fødevarer kun 30 min efter indtagelse, hvorfor denne fremgangsmåde er vanskelig at anvende til analysen af kontinuerlige længere fodring behaviors 12, 13.

I modsætning fluer holdes intakt ved absorberbar farvestofs med radioaktive sporstoffer anvendes og deres forbrug af radioaktive isotoper er scoret i en scintillationstæller 14, 15. Absorption af det radioaktive ved fluen fordøjelsessystem gør langsigtet mad optagelse måling er muligt, men kan føre til undervurdering af forbruget på grund af ikke-absorberede og udskilles tracer molekyler. En anden tilgang til at måle respons på mad i Drosophila melanogaster er den snabel forlængelse respons (PER), hvilket normalt sker for fødeindtagelse 16. Denne elegante metode måler første reaktion på en fødevare stimulus, men ikke registrerer mængden af ​​indtaget. Fødeindtagelse dynamisk justeres under fodring ved hjælp af flere post-fordøjelsesproblemer feedback-signaler, der er kritiske for regulering af fodring 17, 18. Adskillige forsøg er blevet gjort i de seneste år til semi-automatisere dataindsamling i PER analysen <sup class = "xref"> 19, 20. PER detekteres af en elektrisk pude eller en kombination af elektroder og talt via computer. Kombinere PER assay med radioisotop optagelse afslørede, at dette assay er begrænset af lav følsomhed over for detektion mængde fodring forskelle 18. Den manuelle fodring assay (Mafe) 21, hvori en flue fødes manuelt med et glas kapillarrør, blev for nylig udviklet til måling mad-optagelse i en enkelt immobiliseret flue. Den Mafe assay eliminerer interferens på fødesøgning og fodring initiering og har en tidsopløsning sekunder, og initiering af PER og fødeindtagelse kan overvåges uafhængigt i assayet. Men den måde, hvorpå immobilisering af fluen påvirker visse aspekter af fodring adfærd (f.eks bevægelse, motivation) skal stadig undersøges. For fremragende sammenlignende undersøgelser af forskellige assays til måling fødevareforbruget i Drosophila miglanogaster og hjælpe forskerne finde den mest hensigtsmæssige, se rapporter fra Deshpande og Marx 13, 22.

CAFE assay undgår nogle af ulemperne ved andre assays beskrevet ovenfor og kombinerer nemme at anvende med pålidelig måling af fødeindtagelse. Her er en detaljeret beskrivelse af CAFE analysen forudsat, og vi viser en simpel opsætning modifikation at reducere fordampning. Repræsentative resultater, herunder en to mad valg assay (kort og lang sigt) og saccharose optagelse af fluer er påvist. I diskussionen sammenligner vi vores beskrevne metode med alternative måder at udføre CAFE analysen, og fremhæve potentielle begrænsninger.

Protocol

1. CAFE Assay BEMÆRK: Analysen består af tre komponenter: en eksperimentel hætteglas, en bestemt låg og mikro- kapillærer. En plastboks med låg anvendes til at transportere de forberedte hætteglas og at styre fugtigheden mere effektivt. Brug en Drosophila melanogaster kultur plast hætteglas (valgfrit 8 cm højde, 3,3 cm diameter) som et rør til assayet. Forsegle hætteglasset med en fremstillet plexiglas låg indeholdende en O-ring (figur 1A, 1B…

Representative Results

Fluer af w 1118 genotype anvendes til at vise, hvordan analysen udføres. De w 1118 mutanter er almindeligt anvendt til at generere transgene linjer og styre den genetiske baggrund af transgener mærket med hvide gen. Normalt for adfærdsmæssige forsøg, er alle transgene linjer tilbagekrydset i fem generationer til samme w 1118 materiel, der anvendes som en eksperimentel kontrol. Vi viser forskellige eksperimenter: en…

Discussion

Rapporten beskriver CAFE analysen i en trin-for-trin mode med fokus på den tekniske opsætning og gode præstationer i laboratoriet. På grund af sin enkelhed, kan dette assay også anvendes uddannelsesmæssigt som en skole eksperiment. Eksemplerne viser, at analysen giver undersøgelse af fødevarer sensing, præferencer og forbrug i Drosophila melanogaster over korte og længere perioder (timer til dage). CAFE-analysen er blevet anvendt bredt i marken for at undersøge emner, herunder mad og forbrug af narko…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

We thank the past and present members of the Scholz lab for discussion and Helga Döring for excellent technical support. We especially thank the members of the Biocenter workshop of the University of Cologne for their support and creativity. The work is supported by SFB 1340, SysMedAlc, and DAAD-Siemens.

Materials

Vials (breeding) Greiner Bio-One 960177 www.greinerbioone.com
Vials (CAFE assay) Greiner Bio-One 217101 www.greinerbioone.com
Lid-CAFE assay Workshop
Plastic box, low wall Plastime 353 www.plastime.it
Cover for the plastic box Workshop
Capillaries BLAUBRAND  REF 7087 07 www.brand.de
Pipette tips Greiner Bio-One 771290 www.greinerbioone.com
Filter paper circles Whatman 10 311 804 www.sigmaaldrich.com
D(+)-Sucrose AppliChem 57-50-1 www.applichem.com
Ethanol absolute VWR Chemicals 20,821,330 www.vwr.com
Food color (red, E124) Backfun 10027 www.backfun.de
Food color (blue, E133) Backfun 10030 www.backfun.de
Soap solution (CVK 8) CVH 103220 www.cvh.de
Digital caliper GARANT 412,616 www.hoffmann-group.com
Vials (breeding) Height 9.8 cm, diameter 4.8 cm 
Vials (CAFE assay) Height 8 cm, diameter 3.3 cm
Lid-CAFE assay Produced in university workshop, technical drawing supplied
Plastic box, low wall A plastic grid inlay was custom-made for 8 x 10 vial positions 
Cover for the plastic box Dimensions (37 x29 x18 cm)
Capillaries DIN ISO 7550 norm,  IVD-guideline 98/79 EG, ends polished
Pipette tips Pipettes for the outer circle are cut according to the lid
Filter paper circles 45 mm diameter works nicely if folded for the vials used
D(+)-Sucrose Not harmful
Ethanol absolute Highly flammable liquid and vapor
Food color (red, E124) Not stated
Food color (blue, E133) Not stated
Soap solution (CVK 8) Odor neutral soap
Digital caliper
Standard fly food (for 20 L)
Agar 160 g
Brewer`s Yeast 299.33 g
Cornmeal 1200g
Molasses 1.6 L
Propionic acid 57.3 mL
Nipagin 30% 160 mL

References

  1. Krauth, C., Buser, J., Vogel, K. How high are the costs of eating disorders – anorexia nervosa and bulimia nervosa – for German society. Eur. J. Health Econ. 3 (4), 244-250 (2002).
  2. Cawley, J., Meyerhoefer, C. The medical costs of obesity and instrumental variables approach. J. Health Econ. 31, 219-230 (2012).
  3. The costs of eating disorders: Social, health and economic impacts. Assessing the impact of eating disorders across the UK on behalf of BEAT. PwC Available from: https://www.beat.co.uk/assets/000/000/302/The_costs_of_eating_disorders_Final_original.pdf (2015)
  4. Lenard, N. R., Berthoud, H. R. Central and peripheral regulation of food intake and physical activity: pathways and genes. Obesity. 16, S11-S22 (2008).
  5. Magni, P., et al. Feeding behavior in mammals including humans. Trends in Comp. Endocrinology and Neurobiology. 1163, 221-232 (2009).
  6. Morton, G. J., Meek, T. H., Schwartz, M. W. Neurobiology of food intake in health and disease. Nature Reviews Neuroscience. 15, 367-378 (2014).
  7. Bharuchka, K. N. The epicurean fly: using Drosophila melanogaster to study metabolism. Pediatr. Res. 65 (2), 132-137 (2009).
  8. Smith, W. W., Thomas, J., Liu, J., Li, T., Moran, T. H. From fat fruit fly to human obesity. Physiol. Behav. 136, 15-21 (2014).
  9. Rajan, A., Perrimon, N. Of flies and men: insights on organismal metabolism from fruit flies. BMC Biology. 11, (2013).
  10. Ja, W. W., et al. Prandiology of Drosophila and the CAFE assay. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 104 (20), 8253-8256 (2007).
  11. Dethier, V. G. . The Hungry Fly: A Physiological Study of the Behavior Associated with Feeding. , (1976).
  12. Albin, S. D., Kaun, K. R., Knapp, J., Chung, P., Heberlein, U., Simpson, J. H. A subset of serotonergic neurons evokes hunger in adult Drosophila. Curr. Biol. 25, 2435-2440 (2015).
  13. Deshpande, S. A., et al. Quantifying Drosophila food intake: comparative analysis of current methodology. Nat. Methods. 11 (5), 535-540 (2014).
  14. Geer, B. W., Olander, R. M., Sharp, P. L. Quantification of dietary choline utilization in adult Drosophila melanogaster by radioisotope methods. J. Insect Physiol. 16, 33-43 (1970).
  15. Thompson, E. D., Reeder, B. A., Bruce, R. D. Characterization of a method for quantitating food consumption for mutation assays in Drosophila. Environ. Mol. Mutagen. 18, 14-21 (1991).
  16. Wong, R., Piper, M. D., Wertheim, B., Partridge, L. Quantification of food intake in Drosophila. PLoS One. 4 (6), e6063 (2009).
  17. Scheiner, R., Steinbach, A., Classen, G., Strudthoff, N., Scholz, H. Octopamine indirectly affects proboscis extension response habituation in Drosophila melanogaster by controlling sucrose responsiveness. J. Insect Physiol. 69, 107-117 (2014).
  18. Liu, Y., Luo, J., Carlsson, M. K., Nässel, D. R. Serotonin and insulin-like peptides modulate leucokinin-producing neurons that affect feeding and water homeostasis in Drosophila. J. Comp. Neurol. 523, 1840-1863 (2015).
  19. Ro, J., Harvanek, Z. M., Pletcher, S. D. FLIC: high-throughput, continuous analysis of feeding behaviors in Drosophila. PLoS One. 9 (6), e101107 (2014).
  20. Itskov, P. M. Automated monitoring and quantitative analysis of feeding behavior in Drosophila. Nat. Commun. 5, 4560 (2014).
  21. Qi, W., Yang, Z., Lin, Z., Park, J. Y., Suh, G. S. B., Wang, L. A quantitative feeding assay in adult Drosophila reveals rapid modulation of food ingestion by its nutritional value. Mol. Brain. 8, 87 (2015).
  22. Marx, V. Metabolism: feeding fruit flies. Nat. Methods. 12 (7), 609-612 (2015).
  23. Spieth, H. T. Courtship behavior in Drosophila. Annu. Rev. Entomol. 19, 385-405 (1974).
  24. Devineni, A. V., Heberlein, U. Preferential ethanol consumption in Drosophila models features of addiction. Curr. Biol. 19 (24), 2126-2132 (2009).
  25. Lee, K. P., et al. Lifespan and reproduction in Drosophila: New insights from nutritional geometry. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 105 (7), 2498-2503 (2008).
  26. Pohl, J. B., et al. Ethanol preference in Drosophila melanogaster is driven by its caloric value. Alcohol Clin. Exp. Res. 36 (11), 1903-1912 (2012).
  27. Vargas, M. A., Luo, N., Yamaguchi, A., Kapahi, P. A role for S6 kinase and serotonin in postmating dietary switch and balance of nutrients in D. melanogaster. Curr. Biol. 20 (11), 1006-1011 (2010).
  28. Masek, P., Scott, K. Limited taste discrimination in Drosophila. Proc. Natl. Acad. Sci. 107 (33), 14833-14838 (2010).
  29. Pool, A. H., Scott, K. Feeding regulation in Drosophila. Curr. Opin. Neurobiol. 29, 57-63 (2014).
  30. Luo, J. N., Lushchak, O. V., Goergen, P., Williams, M. J., Nässel, D. R. Drosophila insulin-producing cells are differentially modulated by serotonin and octopamine receptors and affect social behavior. Plos One. 9 (6), e99732 (2014).
check_url/kr/55024?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Diegelmann, S., Jansen, A., Jois, S., Kastenholz, K., Velo Escarcena, L., Strudthoff, N., Scholz, H. The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster. J. Vis. Exp. (121), e55024, doi:10.3791/55024 (2017).

View Video