Sub-nanometer Resolution Imaging with Amplitude-modulation Atomic Force Microscopy in Liquid

Ethan J. Miller; William Trewby; Amir Farokh Payam; Luca Piantanida; Clodomiro Cafolla; Kislon Vo&#239;tchovsky

doi:10.3791/54924

JoVE Journal > Engineering

Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.

공학

Imaging Résolution Sous-nanomètre avec modulation d'amplitude en microscopie à force atomique en liquide

Published: December 20, 2016

doi:

10.3791/54924

Ethan J. Miller*¹, William Trewby*¹, Amir Farokh Payam¹, Luca Piantanida¹, Clodomiro Cafolla¹, Kislon Voïtchovsky¹

¹Physics Department,Durham University

Summary

Nous présentons une méthode pour réaliser des images de résolution sous-nanomètre avec (mode tapping) modulation d'amplitude en microscopie à force atomique dans un liquide. La méthode est mise en évidence sur les microscopes à force atomique commerciales. Nous expliquons les raisons de nos choix de paramètres et de suggérer des stratégies d'optimisation de la résolution.

Abstract

Atomic force microscopy (AFM) has become a well-established technique for nanoscale imaging of samples in air and in liquid. Recent studies have shown that when operated in amplitude-modulation (tapping) mode, atomic or molecular-level resolution images can be achieved over a wide range of soft and hard samples in liquid. In these situations, small oscillation amplitudes (SAM-AFM) enhance the resolution by exploiting the solvated liquid at the surface of the sample. Although the technique has been successfully applied across fields as diverse as materials science, biology and biophysics and surface chemistry, obtaining high-resolution images in liquid can still remain challenging for novice users. This is partly due to the large number of variables to control and optimize such as the choice of cantilever, the sample preparation, and the correct manipulation of the imaging parameters. Here, we present a protocol for achieving high-resolution images of hard and soft samples in fluid using SAM-AFM on a commercial instrument. Our goal is to provide a step-by-step practical guide to achieving high-resolution images, including the cleaning and preparation of the apparatus and the sample, the choice of cantilever and optimization of the imaging parameters. For each step, we explain the scientific rationale behind our choices to facilitate the adaptation of the methodology to every user’s specific system.

Introduction

Depuis son invention, il y a trois décennies, la microscopie à force atomique (AFM) ¹ a imposé comme une technique de choix pour l' étude des échantillons à l'échelle nanométrique, en particulier lorsque la moyenne sur des surfaces macroscopiques est pas possible et l' information locale est nécessaire. Dans une mesure typique de l'AFM, la déviation d'un bras de levier flexible est utilisé pour quantifier la force d'interaction entre un petit nombre de molécules et d'une pointe de ultrasharp monté à l'extrémité du cantilever. Selon le type d'interactions et les échelles de temps considérées, un large éventail d'informations peuvent être dérivées, y compris les propriétés viscoélastiques des membranes biologiques mous ^2,3, la force d'un seul produit chimique ou de liaison moléculaire ^4,5, les détails d'un atomistique surface ^{^{^6-8,}} le ⁹ magnétique, capacitif ^10, la conduite ^11, thermiques et chimiques ^12,13 ¹⁴ propriétés d'échantillons <sup> 15. Une partie du succès de l' AFM est sa capacité à travailler sur une large gamme de matériaux ¹⁶ et dans de multiples environnements tels que le vide ^17, gaz ou liquide ^11,18 ^19,20, car il ne repose pas sur une force spécifique entre la sonde et de l' échantillon .

En pratique, toutefois, l'exploitation de l'AFM dans des conditions autres que la température ambiante peut être des résultats difficiles et nombreux sont encore publiés obtenus dans l'air. Une difficulté supplémentaire provient du fait qu'il est généralement nécessaire pour faire fonctionner l'AFM en mode dynamique (pointe vibrante) afin de préserver à la fois la pointe et l'échantillon en évitant d'importantes forces de frottement. Bien que plus difficile, le fonctionnement dynamique peut, en principe, de fournir plus d'informations sur l'échantillon analysé, et sans perte de résolution spatiale. Au cours de la dernière décennie, le domaine de l' AFM dynamique liquide a connu des développements importants, depuis l'avènement de l' AFM vidéo taux de ²¹ ^– ^23, des mesures multifréquences <sup> 24,25 et sous-nanomètre imagerie des structures d'hydratation au niveau des interfaces ²⁶ ^– ^31. Le fonctionnement de l' AFM tout immergé dans un liquide est maintenant couramment utilisé en biologie et biophysique ^{^{^32-36,}} la recherche de polymère ^37, électrochimie ³⁸ ^– ⁴⁰ et interfaces solide-liquide caractérisation ^{^{^41-44.}} La présence de liquide autour du levier vibrant modifie considérablement sa dynamique ^45, ainsi que l'interaction entre la pointe et l'échantillon ^29,42. Lorsqu'il est utilisé de manière appropriée, le liquide peut être exploitée pour améliorer la résolution d'imagerie ^26,29, avec une amélioration typique de presque un ordre de grandeur par rapport à la meilleure résolution obtenue dans des conditions ambiantes ^46.

Dans AFM, la résolution spatiale la plus élevée possible pour une mesure particulière dépend à la fois la qualité de l'AFM lui-même et la nature de til interaction sondé ^20,47,48. À l'heure actuelle, plus haut de gamme, AFMS disponibles dans le commerce présentent des niveaux de bruit qui sont proches de celle de la limite thermique ¹² de sorte que le facteur déterminant pour la résolution est généralement l'interaction pointe-échantillon. Il est effectivement le gradient spatial de cette interaction qui détermine la résolution: mesures basées sur courte distance, en décomposition rapide interaction produisent les résultats de la résolution plus élevée que lorsque les interactions à longue portée sont en jeu. Dans un liquide, les forces de solvatation peuvent améliorer la résolution d'image car elles ont tendance à disparaître au- dessus de quelques diamètres moléculaires du liquide (typiquement <1 nm) lors du déplacement à une distance de la surface de l'échantillon ^49. Ces forces proviennent de l'interaction entre les molécules de liquide et la surface de l'échantillon. Un liquide ayant une affinité forte pour la surface aura tendance à être plus ordonné et moins mobile que le liquide en vrac à l'interface avec l'échantillon ^29,42,50. Par conséquent,il faudra plus d' énergie pour une pointe d'AFM vibrant pour déplacer les molécules liquides interfaciale vrac liquide ^42, ce qui rend la mesure très sensible aux variations locales dans les propriétés liquides interfaciale à l'échelle nanométrique -le solvatation paysage.

Afin d'exploiter les forces de solvatation, plusieurs aspects pratiques doivent être pris en considération. En premier lieu, l'amplitude d'oscillation de l'embout doit être comparable à la plage des forces de solvatation, typiquement <1 nm. Deuxièmement, le liquide utilisé doit former un paysage de solvatation bien définie à la surface de l'échantillon. Macroscopiquement, ce qui équivaut à imposer un liquide de «mouillage» pour l'échantillon considéré. Par exemple, dans l' eau , il est plus facile d'obtenir une résolution au niveau moléculaire de mica hydrophile que le graphite hydrophobe ^42,51. Enfin, la constante du ressort de la poutre supportant la pointe doit être choisie de façon appropriée ^52,53. Lorsque vous travaillez dans ces conconditions, l'AFM ne fournissent pas seulement des images de niveau moléculaire de l'interface, mais il tire également des informations sur l'affinité locale échantillon liquide qui peut être utilisé pour obtenir de l' information chimique sur la surface de l'échantillon ^54.

Les modes les plus dynamiques de fonctionnement communs pour l'AFM en liquide sont à modulation d'amplitude (AM, aussi «mode tapping») AFM et à modulation de fréquence (FM) AFM. Dans le premier cas ^55, la pointe raster-analyse de l'échantillon tandis que son amplitude de vibration est maintenue constante par une boucle de rétroaction qui continue ré-ajuste la distance pointe-échantillon. Une image topographique de l'échantillon est obtenue à partir de la correction appliquée par la boucle de rétroaction. En FM-AFM ^28,41,56, il est la fréquence d'oscillation du cantilever / pointe qui est maintenue constante tandis que la pointe balaye l'échantillon. Les deux techniques offrent une résolution topographique comparable dans le liquide ^36,57. Quantification de l'interaction pointe-échantillon tend à être plus straightforward et précis dans FM-AFM, mais AM-AFM est plus facile à mettre en œuvre, plus robuste, et permet de travailler avec cantilevers plus doux, quelque chose d'utile pour l'étude des échantillons facilement déformables ou délicats. De manière significative, AM-AFM est plus répandue chez les utilisateurs de l'AFM, en partie pour des raisons historiques, mais aussi en raison du fait qu'il est techniquement plus facile à contrôler.

Bien que l'amplitude est maintenue constante par la boucle de rétroaction lors de l'imagerie AM-AFM, la phase-décalage entre l'oscillation de la pointe et l'oscillation d'entraînement est autorisé à changer librement. Le retard de phase peut fournir des informations utiles sur les interactions de la pointe-échantillon, étant lié à l'énergie dissipée pendant l' oscillation de la pointe à l'interface avec l'échantillon ^58. Ainsi la phase d'imagerie peut être acquis en même temps à l'imagerie topographique, et est souvent complémentaire à mettre en évidence l'hétérogénéité d'une surface de l'échantillon. l'imagerie de phase a été utilisée pour la cartographie des interactions différentes, y compris le dicartographie rect de l' énergie d'adhérence ^42, ⁵⁸ propriétés viscoélastiques et le paysage d'hydratation d'une interface ^44.

Pratiquement, l'obtention d'images à haute résolution dans le liquide reste non négligeable en raison du grand nombre de paramètres à contrôler, et l'absence d'un protocole simple et systématique qui fonctionne dans toutes les situations. La qualité d'image dépend généralement de la géométrie en porte à faux et l' élasticité, la composition chimique de pointe, l'amplitude d'oscillation et la raideur de l' échantillon, entre autres ^55. Les mesures de l'AFM sont aussi, par définition, perturbatifs au système. En conséquence, l'évolution des variables d'imagerie et les conditions environnementales sans considérations appropriées peut conduire à des difficultés de reproductibilité et / ou observations misrepresentative et des résultats erronés.

Ici, nous vous présentons notre protocole pour obtenir des images à haute résolution d'échantillons durs et mous en solution, en utilisant des instruments commerciaux exploités en amplitude-modulation. Notre objectif est d'offrir une procédure pratique pour optimiser les principaux paramètres susceptibles d'influer sur la résolution sur différents échantillons, en expliquant dans chaque cas la justification de nos choix à partir des principes physiques sous-jacents du processus d'imagerie. Nous détaillons une approche étape par étape, à partir du substrat de nettoyage et de préparation, au choix du cantilever, réglage des paramètres d'imagerie et de la résolution des problèmes communs. Expliquer le raisonnement scientifique derrière nos choix et nos procédures de haute résolution devrait aider à faire des choix rationnels lors de l'adaptation de la méthodologie, et de servir de point de départ pour les systèmes d'imagerie de nouveaux.

Dans tout le texte, nous utilisons AM pour désigner le mode de fonctionnement à modulation d'amplitude d'un AFM. Nous nous référons au paramètre de rétroaction maintenue constante pendant la déviation soit en porte à faux (mode de contact) ou l' amplitude d' oscillation (mode AM) en tant que valeur de consigne. En mode AM, le cantilever est entraîné à l'extérieursoit par une oscillation acoustique ou par un laser pulsé focalisé sur la base de la poutre. L'amplitude d'entraînement est l'intensité du signal oscillant externe. La valeur absolue de l'amplitude d'entraînement nécessaire pour obtenir une amplitude d'oscillation donnée du cantilever dépend de nombreux paramètres tels que la méthode d'entraînement (acoustique, photothermique ou magnétique), en porte à faux fixation et les paramètres (raideur, la géométrie) et l'alignement du laser. La valeur exacte de l'amplitude d'entraînement est donc pas pertinent, mais il est ajusté dans chaque expérience de manière à fournir une amplitude d'oscillation appropriée (et quantifiable) de la poutre. Lorsque le cantilever entraîné est loin de l'échantillon et aucun amortissement de sa vibration se produit à travers des interactions pointe-échantillon, son amplitude d'oscillation est appelée l'amplitude d'oscillation libre. Lorsque la pointe vibrante se rapproche de la surface de l'échantillon, son amplitude commence à diminuer. Si le retour est activé, le z-piezo sera constantly réajuster son extension afin de quille l'amplitude de consigne sélectionnée, constante. La valeur de consigne est normalement toujours inférieure à l'amplitude libre. Il est courant de se référer au rapport de consigne, le rapport de l'amplitude de consigne (imagerie d' amplitude) sur l'amplitude libre. Plus le rapport de consigne, le plus sévère des conditions de formation d'image sont.

Protocol

1. Nettoyage des outils et autres surfaces NOTE: Dans l'optique de haute résolution, toute forme de contamination peut avoir des conséquences néfastes. Il est donc nécessaire de veiller à tous les outils utilisés pour manipuler l'échantillon, substrat ou AFM conseils sont nettoyés à fond. Applicable à toute surface ou instrument (par exemple, une pince à épiler) qui peuvent entrer en contact avec l'échantillon, en porte à faux, ou d'une cellule de l' AFM, y compris le stade de l' échantillon lui – même. Bath-Soniquer les instruments dans l'eau ultrapure (18,2 MQ, <5 organiques ppm), suivie de l'isopropanol (pureté de 99,7%), suivie par l'eau à nouveau ultrapure, chacune pendant 10 min. Lorsque cela est possible, utiliser l'isopropanol sous une hotte pour réduire l'inhalation de fumées. Sec sous un courant d'azote. Si l' immersion totale est impossible (par exemple, pour cantilever titulaire / électronique), physiquement nettoyer la surface en essuyant avec un seul pli, des tissus à faible charpie (tissus légers essuie – glaces) trempé dans ultrapure de l'eau, de l'isopropanol et de l'eau ultrapure, séquentiellement. Laisser la surface sécher à l'air (généralement dans les 15 à 30 min). 2. Préparation du substrat NOTE: Le substrat désigne la surface solide supportant directement les échantillons, typiquement en contact physique à la fois avec le scanneur AFM et l'échantillon. La plupart des AFMs ont un support magnétique et disques en acier peuvent être utilisés, mais le même protocole est également adapté pour des substrats tels que des lames de verre. Ici, nous supposons un disque d'acier sur lequel un disque de mica est apposé. Le but de cette procédure est de limiter autant que les sources externes de contamination possibles qui peuvent affecter l'imagerie. Les gants doivent être portés en tout temps. Baignoire à soniquer le disque échantillon d'acier dans de l'eau ultra-pure (18,2 MQ), suivi par de l'isopropanol et enfin par de l'eau ultrapure encore, chacun pendant 10 minutes. Sécher les disques sous un flux d'azote. Préparer une petite quantité de colle époxy avec des réactifs mélangés soigneusement et lieu ~ 1081; l sur le disque en acier. Fixer le substrat (muscovite, de SiO 2 cristalline, le verre, etc.) sur le disque en acier en appliquant une pression sur le substrat. Laisser sécher la colle pendant plusieurs heures à une température élevée (voir les spécifications du fabricant). Veiller à ce qu'aucune résine époxy est directement exposée à l'air, autour des bords du substrat. Cela se produira si la quantité excessive d'époxy est utilisé et peut devenir une source de contamination. Pour un substrat de mica, appuyez fermement ~ ruban adhésif 2,5 cm de large sur le substrat, de sorte que l'ensemble du visage est couvert, et en douceur le retirer. Utilisez du ruban adhésif légèrement et peler le mica en tirant parallèlement à la surface. Le matériau enlevé est visible sur la bande. Répétez ce processus 2-3 fois, jusqu'à ce que le mica est lisse comme un miroir à l'œil. Pour le verre / SiO 2, si une autre modification chimique de surface est nécessaire, répéter la routine bain-sonication des étapes 2.1-2.2. Vous pouvez également utiliser Uunité d'exposition de V (lampes UV-C germicides 18 W) pour 30-60 min, en fonction de la puissance) à pyrolyser des matières organiques qui peuvent être laissés à la surface. Cette procédure rend également la surface plus hydrophile sans augmenter de manière significative la rugosité. 3. Préparation du cantilever et Conseil Immerger la puce en porte à faux dans un bain d'isopropanol, puis de l'eau ultra-pure, chacune pendant 60 min. Si la console / pointe nécessite un nettoyage complet (par exemple, après un stockage prolongé dans la boîte de gel), ajouter un trempage de 30 minutes dans de l' acétone (> 99,5% de pureté) avant l' étape 1 (voir également la section portant sur la contamination). Le stockage des conseils dans des boîtes de gel est, dans notre expérience, l' une des principale source de contamination qui peut se produire très rapidement 59. Exposer la pointe aux UV brièvement la lumière (<5 min) afin de favoriser la formation de sites d'hydratation stables 60. Évitez de plus longs temps de surexposition car il peut endommager la pointe ou incRease son rayon de courbure. Insérez le cantilever en porte à faux de la porte et la pipette de l'AFM ~ 50 pi de solution d'imagerie (la nature de la solution dépendra de l'échantillon à l'étude, mais dans ce cas utiliser une solution à 10 mM de chlorure de rubidium dans l'eau ultrapure) sur la console et la pointe de pré-humide, il; cela va limiter l'apparition de bulles d'air à l'approche de l'échantillon. 4. Mise en place de l'AFM cellulaire Monter le disque de l'échantillon et le substrat sur la scène de l'échantillon et ajouter une goutte de liquide d'imagerie (liquide généralement 2-3 mm d'épaisseur à son point le plus haut). Connectez le support en porte à faux à l'AFM. Amener le porte à faux et de l'échantillon à proximité immédiate de manière à former un pont capillaire entre les fluides sur le cantilever / pointe et l'échantillon. 5. Initialisation Mesure et étalonnage du cantilever Aligner le laser de mesure (généralement rouge) à proximité de la pointe-end du cantilever. Selon le modèle de l'AFM, le faire soit via des commandes de logiciel ou par le réglage manuel de la position du laser. Acquérir spectre thermique du cantilever dans un liquide (voir la figure 1A). Le processus enregistre les fluctuations thermiques de la console à l'aide du laser, afin de trouver la fréquence de résonance principale de la console (de eigenmode fondamentale). Dans la plupart AFM moderne, cela se fait par le biais des procédures automatisées dans les contrôles logiciels, mais les détails peuvent varier d'AFM à l'AFM. Figure 1: Tuning et calibrer le cantilever. A: thermique spectre de bruit de déviation verticale de la console (noir) avec un simple ajustement oscillateur harmonique (SHO) de la eigenmode fondamentale (rouge). Ici, la résonance est de 18,7 kHz dans l'eau. Les trois premières fréquences de résonance qui correspondent aux trois premiers modes propres de flexion sont Highlighted avec des flèches bleues. B: Calibrage de Inverse optique Levier Sensibilité du cantilever. Le débattement linéaire de la poutre en appui contre une surface rigide (non déformable) est utilisé pour mesurer le facteur de conversion (de InvOLS) entre la déformation mesurée en volts et la valeur correspondante en nanomètres. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure. Enregistrer une déviation par rapport à la courbe de distance avec le porte à faux sur un support rigide (par exemple, le mica ou le verre) et calibrer la déviation en imposant que la pente de la courbe dans la zone de déviation linéaire (comme sur la figure 1B) est l' unité 61-63. NOTE: Ce procédé trouve le facteur de conversion entre la déformation mesurée sur le photodétecteur (en volts) et le braquage réel du cantilever (en nanomètres) – known comme Inverse optique Levier Sensibilité (InvOLS). Le calibrage peut endommager la pointe, il est donc préférable d'effectuer après toutes les mesures sont terminées. Utilisez la valeur de InvOLS dérivée pour une autre console du même type lors d'une expérience précédente pour obtenir une estimation (en général> 90% de précision) de l'amplitude réelle avant le calibrage. Monter le pic de résonance dans le spectre thermique avec un modèle simple de l' oscillateur harmonique 64-66 pour obtenir la constante du ressort du cantilever. Cette procédure est automatisée dans la plupart des logiciels de l'AFM et ne nécessite généralement pas des connaissances spécialisées du modèle en question. Tune le cantilever. Trouver la réponse en amplitude de la poutre lorsqu'elle est entraînée à l' extérieur (par exemple acoustique ou par photothermique excitation) sur une plage de fréquences proches de la fréquence de résonance nominale. Régler la fréquence d'entraînement à la proximité du maximum dans ce spectre, un peu vers la gauche. Si la poutre est acoustically entraîné, de nombreux maxima parasites peut apparaître lors du réglage. Sélectionner un pic de résonance aussi proche que possible (et à l'intérieur de l'enveloppe), la résonance identifiés dans le spectre thermique en utilisant le logiciel de contrôle de l'AFM mais des détails peuvent dépendre du type et la version du logiciel qui contrôle l'AFM. 6. Approche et Check initiale de l'échantillon Régler l'amplitude d'entraînement de telle sorte que l'amplitude d'oscillation libre est d'environ 5 nm. Cela correspond généralement à 0,2-0,8 V sur la plupart des AFMs (dans le cas où les InvOLS ne sont pas calibrés). Ajuster la valeur de consigne d'amplitude à environ 80% de l'amplitude libre. Définissez les gains de rétroaction relativement élevée (la valeur absolue dépend de l'AFM), mais veiller à ce qu'aucune instabilité ou de sonnerie se produit. Réglez la vitesse de balayage initiale et la taille de balayage pour les petites valeurs (par exemple, à ~ 1 Hz et 10 nm respectivement). Cela permet de préserver la pointe au cas où certains paramètres de retour sont mal ajustésen évitant le balayage sur de grandes distances. La taille de numérisation peut ensuite être augmentée à une valeur plus grande (par exemple, 100 nm) si les conditions de numérisation semblent appropriés. Déterminer la hauteur approximative de la surface (dans certains cas, cela doit être fait optiquement) avant l'approche. Initier l'approche de la pointe à la surface à l'aide du logiciel de commande AFM. Les petits détails de ce processus dépendra du modèle de l'AFM et les logiciels utilisés. S'il y a des problèmes avec l'approche lors de l'utilisation d'un porte à faux doux, effectuer l'approche en mode contact. Dans ce cas, veiller à ce que les gains sont plus faibles que dans le mode AM, et régler la consigne à une valeur relativement faible (0,1-0,2 V après le centrage du laser sur le photodétecteur) pour préserver la pointe. Évaluer si la pointe a atteint la surface sans commencer à l'image en changeant légèrement la valeur de consigne (augmentation en mode contact ou une diminution en mode AM). Si la pointe est à la surface, l'effet sur til extension de la Z-piezo devrait être négligeable. Les mouvements en direct de la Z-piezo sont généralement affichés graphiquement dans le logiciel de contrôle de la plupart AFM. Si le changement de consigne déclenche un mouvement visible de l'élément piézoélectrique, ce qui indique une fausse engager. Dans ce dernier cas, re-démarrer l'approche de la position actuelle de la pointe, en utilisant un peu plus élevé (contact) ou inférieur (AM) consigne. Une fois que la pointe a atteint la surface, rétracter le Z-piezo (habituellement en appuyant simplement sur 'stop') et réaccorder le cantilever (répétez l'étape 5.4.); la fréquence de résonance aura probablement changé à une valeur inférieure en raison d'interactions tip-échantillons. Pour changer le point de ~ 80% de l'amplitude libre nouvellement accordé (à ce bout-échantillon à distance) ensemble. Engager le cantilever et procéder à une analyse nm 2 10 × 10 de la surface en mode AM pour vérifier que les paramètres d'imagerie sont appropriés. Vérifier que la trace (balayage de gauche à droite) et retracer (balayage de droite à gauche)profils superposent. Si pas davantage réduire la consigne et essayez d'augmenter le gain. Abaisser les gains si l'image devient bruyant. Répéter l'opération avec un grand – 1 × 1 pm 2 à 5 x 5 pm 2 – analyse de l'échantillon à condition que cela est possible. Sur des échantillons mous ou biologiques, cela pourrait entraîner une contamination de la pointe. 7. haute résolution d'imagerie Réduire la taille de balayage à une valeur appropriée pour visualiser les caractéristiques (par exemple, 100 x 100 nm 2 pour les cristaux de protéine ou de 20 x 20 nm à 2 mica ou calcite). Réduire l'amplitude d'entraînement du levier suffisant pour la boucle de rétroaction de se rétracter automatiquement le Z-piezo et donc la pointe de la surface. Alors que le cantilever est éloignée de la surface, ajuster l'amplitude d'entraînement de sorte que l'amplitude du cantilever est d'environ 1-2 nm (crête à crête). Utilisation du logiciel de commande AFM, Progresréduire sivement la consigne de quelques dizaines de mV à un moment jusqu'à ce que le Z-piezo étend à nouveau vers la surface et l'image originale est récupérée. Gardez l'amplitude de consigne entre 75% et 95% de la nouvelle amplitude libre. Réajuster les gains en utilisant le logiciel de contrôle de l'AFM; des gains plus élevés peuvent être utilisés à des amplitudes plus faibles sans introduire de bruit important. Répétez les étapes 7,2-7,4 afin de déterminer la meilleure combinaison de libre amplitude, consigne et gagner pour la haute résolution. Les conditions optimales dépendent de l'échantillon (solvatation paysage et les propriétés de mouillage du liquide), mais aussi le cantilever (constante de ressort, la raideur). Explorez différentes combinaisons d'amplitudes pour optimiser les conditions d'imagerie. Il peut être nécessaire d'augmenter à nouveau l'amplitude libre 42. Dans un tel cas, réglez d' abord la consigne à une valeur plus élevée et ensuite augmenter le lecteur (ie, la procédure inverse de celle utilisée pour diminuer l'amplitude). Gardez le setpoint amplitude dans la gamme de 0,5 nm – 1,5 nm (crête à crête) avec des rapports de consigne maintenue au-dessus de 0,7 (typiquement ,75 à 0,95). Pour les interfaces solvophilic, utilisez cantilevers avec une constante de printemps de 0,5 à 2 N / m. Cela est suffisant pour la pointe pour éliminer la majeure partie du liquide interfaciale sans toucher la surface. Une règle de base est proposé dans l'équation. 4 référence 29.

Representative Results

Le protocole décrit dans la section précédente a été appliquée avec succès avec plusieurs AFMs commerciales pour obtenir des images molecular- ou au niveau atomique. Toutes les images ont été obtenues avec des amplitudes de travail entre 0,5 nm et 1,5 nm ajustés individuellement à la suite de la procédure étapes 7,1-7,4. Les résultats pourraient être obtenus sur une large gamme de doux (Figure 2) et (figure 3) échantillons rigides. Dans chaque cas, les caractéristiques d'intérêt sont mis en évidence. Un des grands avantages de la technique est que les petites amplitudes d'oscillation et points de consigne élevés réduisent la force exercée par la pointe sur l'échantillon, ce qui permet fragiles auto-assemblages de lipides (Figure 2A), des protéines (Figure 2B et D), et molécules amphiphiles (figure 2C) à imager sans dommage en solution. Les matériaux plus durs cristallins tels que les minéraux (figures 3A, B, D) etdes ions métalliques simples adsorbées sur une surface (figure 3C) peuvent être imagés en utilisant l'approche , car dans tous les cas, il est interfaciale du liquide qui est effectivement imagée avec le protocole décrit. Les forces de solvatation sont comparables sur les échantillons figures 2 et 3 indiquées: tous les échantillons sont hydrophiles (plus généralement "solvophilic" dans le cas des figures 2C, 3B, 3D) par rapport à la solution d'imagerie. Constamment, cantilevers avec rigidité comparable (0,2 à 0,8 N / m) ont été utilisés dans tous les cas. Tant l'échantillon et la pointe doivent être solvophilic pour assurer que les molécules liquides forment une structure de solvatation bien définie qui peut être imagé. Cela ne veut pas toujours une condition suffisante, mais dans la plupart des cas, et pour des molécules relativement petites de liquide, le liquide se restructure d'une manière qui imite l'échantillon de symétrie. Le principal moteur de la haute résolution est la variation locale de l'affinité des molécules de solvant adsorbéespour les surfaces (Ångström échelle, dans le cas des figures 2A, 3A, 3C). La technique est donc mieux adaptée aux matériaux dont la structure solvant varie dans une large mesure sur toute la surface. Figure 2: interfaces souples imagées par AM-AFM dans des solutions aqueuses. A: dipalmitoyl-phosphatidylcholine (DPPC) bicouche lipidique dans la phase de gel imagé dans de KCl 150. Les groupes de tête lipidiques hexagonale emballés se distinguent à la fois la topographie et de la phase, ainsi que le contraste local indiquant les variations spécifiques au site dans l'hydratation. B: membranes pourpres de Halobacterium salinarum imager en mM KCl, 150 mM de Tris 10, pH 7,4. Plusieurs trimères de protéines bactériorhodopsine sont mis en évidence. La phase présente un contraste différent de la topographie due à des sites d'hydratation locales sur les protéines. trimères de protéines individuelles peut être établie (lignes en pointillés). C: colorant amphiphiles (Z907) de molécules adsorbées à la surface d'une nanoparticule de TiO 2 dans une cellule solaire sensibilisée par un colorant. L'image a été acquise en sulfone d'éthyle-isopropylique. L'apparence semblable à une éponge est créé par les molécules adsorbées de colorant. D: cristal aquaporine dans les membranes de lentille bovine native imagées dans le même tampon que B. Un tétramère aquaporine est mis en surbrillance. Sous-structure correspondant à des boucles inter-hélicoïdaux sont visibles dans la topographie tandis que la phase montre un contraste étonnamment différent en raison du comportement de l'eau inhabituelle près de la protéine. Les images sont adaptées de refs 36 (B), ref 38 (C) et 67 ref (D). La barre d'échelle est de 5 nm (A), 10 nm (B), 3 nm (C), et 15 nm (D) L'échelle de couleur indique respectivement une hauteur et une variation de phase de 200 h et 15 ° (A), 600 h et 4 ° (B), 2,5 nm et 2,5 ° (C), et 1,6 nm et 9,5 ° (D).charge / 54924 / 54924fig2large.jpg "target =" _ blank "> S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure. Figure 3: images représentant AM-AFM d'échantillons durs dans des solutions fluides. A: calcite cristalline [ ] Surface imagée dans une solution d'eau ultra pure équilibrée. B: le titanate de strontium imagé obtenu dans du diméthylsulfoxyde (DMSO). Haute résolution n'a pas été possible dans l'eau. C: muscovite mica imagé en mM RbCl 3 – ions adsorbées simples Rb + sont visibles sur les sites du réseau du mica dans les deux scans de phase et de la hauteur. D: Le carbure de silicium dans imagé dans le DMSO. Les arrangements cristallographiques attendus sont présentés dans les images B et D. Les images sont adaptées de ref 68 (A), ref 42 (B et D),ref et 44 (C). La barre d'échelle est de 3 nm (A, B, D) et 5 nm (C). L'échelle de couleur indique respectivement une hauteur et une variation de phase de 250 pm et 14 ° (A), 600 h et 5,5 ° (B), 800 pm et 15 ° (C) et 500 h et 3,5 ° (D). S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

Discussion

En supposant que le liquide de formation d'image et la rigidité en porte à faux ont été sélectionnés de manière appropriée, les étapes les plus critiques pour la réalisation de haute résolution avec succès sont le réglage de l'amplitude d'imagerie, et la propreté générale du système étudié.

Des amplitudes comparables à l'épaisseur de la région interfaciale liquide (typiquement inférieure à 2 nm) sondes principalement variation des propriétés du solvant ⁴² interfaciale. Si l'amplitude d'oscillation est trop grande, la pointe vibrante va parcourir de longue portée, des champs de force non-linéaires ⁵² qui empêchent la stabilité du mouvement en porte à faux, et inévitablement frappé l'échantillon quelles que soient les conditions d'imagerie ^29, entraînant une détérioration de la résolution. Mis à part la perte de résolution, harmoniques supérieures commencent à apparaître dans le mouvement de la pointe et le système devient plus complexe à modéliser ^55. En variante, si l'amplitude de formation d'image est trop petite opartie eul de l'interface est sondé (typiquement des couches spécifiques du liquide interfaciale) et de l' imagerie stable ne peut être atteint avec des cantilevers rigides (> 10 N / m dans l' eau ⁵³⁾ pour un rapport satisfaisant signal-bruit, avec le risque de échantillons mous néfastes sur de grandes variations de hauteur. Le besoin de cantilevers raides est de surmonter le bruit thermique qui peut devenir plus important que le signal mesuré Lorsque vous travaillez avec de faibles amplitudes, les interactions à longue portée entre la pointe et l'échantillon sont toujours présents, mais sont en grande partie constante et ne porte pas atteinte au haute résolution contraste dans les images obtenues.

Propreté de l'environnement d'imagerie est d'une importance capitale quand il vient à haute résolution AFM. composés indésirables dans le système peuvent interférer avec la fois l'imagerie et la spectroscopie de force. Il existe deux grandes catégories de contaminations qui ont tendance à affecter les expériences: (i) les contaminants directement visibles lors de l'imagerie ( <strong> Figure 4B, 4C) et (ii) l' absence inexpliquée général de haute résolution. Le cas (i) a tendance à se produire que dans des systèmes hautement idéalisée tels que l'interface eau-mica où les agrégats moléculaires adsorbées qui interfèrent avec les interactions basculantes échantillon sont nettement en contraste contre la surface atomiquement plane de mica (figure 4A). Avant de changer la pointe et l'échantillon, il convient de l'acquisition des courbes spectroscopiques avec un grand débattement, en appuyant efficacement dur la pointe contre l'échantillon à plusieurs reprises. Cela devrait normalement endommager une nouvelle pointe, mais peut parfois nettoyer une pointe sale ou induire des sites d'hydratation stables appropriés pour l'imagerie. Cette astuce va, cependant, inévitablement émoussée et donc être uniquement pour l'échantillon plat même si l'imagerie améliore. En cas de suspicion de contamination sur des échantillons rigides, il peut être intéressant d'essayer de l'image avec la deuxième eigenmode du cantilever avant de tenter la procédure quelque peu destructive décrite ci-dessus. Cela nécessite simplement swdémangeaisons de la fréquence d'entraînement à la deuxième eigenmode et en réajustant l'amplitude / consigne (voir la discussion de dépannage ci-dessous). La rigidité effective des augmentations de cantilever considérablement en cas d'utilisation à la deuxième eigenmode et tout contaminant faiblement adsorbé peut être repoussé par la pointe en imagerie. Cette stratégie ne remplace pas la nécessité d'un échantillon propre et pourboire, mais offre quelques autres avenues pour acquérir des images satisfaisantes quand une pointe / échantillon est clairement pas idéal.

Figure 4: Exemples de contamination observés lors de l' imagerie mica muscovite qui inhibent l'imagerie haute résolution. A: Mica imager en mM RbCl 5 – pas de particules de contaminants sont visibles. B: Contamination prenant la forme d'agrégats de l'ordre de dizaines de nm à travers tout l' imagerie dans l' eau nominalement ultrapure. C: structures auto-assemblées formées par contaparticules nants vraisemblablement amphiphiles dans la nature. L'imagerie a été à nouveau conduite dans l'eau nominalement ultrapure. D: sections Verticalement décalage correspondant aux lignes pointillées en A, B et C illustrant la déviation de surface atomiquement plat de mica. Les barres d'échelle par A, B et C correspondent à 300 nm. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

Cas (ii) est plus fréquente et caractérisée principalement par le fait frustrant que les caractéristiques sous-nanomètre simplement ne peuvent pas être résolus, quelles que soient les conditions d'imagerie. La signature de ce type de situation est généralement visible dans la mesure de la spectroscopie de force qui tendent à montrer quelques incohérences. Ceux – ci peuvent inclure des courbes peu reproductibles et amplitude vs courbes de distance qui dévient de façon significative d'une forme sigmoïde typique ^42. Si les contaminants, ioniques ou non, sont dispersed de façon homogène dans le liquide, ils peuvent ne pas apparaître dans l' imagerie topographique mais pourrait perturber la structure d'hydratation de l'échantillon ^69, ce qui est crucial pour le maintien d' une pointe-échantillon régulier interaction ²⁹ et l' obtention de haute résolution ^70. Il peut également y avoir des effets directs des contaminants sur l'échantillon, en particulier dans les expériences biologiques, douces. Par exemple, il est bien connu que la présence d'alcools ( à partir de la procédure de nettoyage) peut fluidifier les bicouches lipidiques phase gel ^{^{^71-73,}} ce qui rend subnanomètre résolution de niveau impossible. Si haute résolution est impossible, il faut prendre soin d'abord dans le processus de nettoyage, en se concentrant en particulier sur tout équipement qui entre en contact avec la solution d'imagerie. Même les composés apparemment stables tels que la résine époxy peuvent solvater dans le fluide dans une certaine mesure, sinon complètement durci.

Imagerie à haute résolution avec AM-AFM est exigeante, exige de la patience etsouvent plusieurs essais avant d'atteindre les meilleures conditions possibles d'imagerie. Les petits problèmes expérimentaux peuvent facilement devenir suffisamment important pour éviter de haute résolution et de dépannage compétences sont essentielles. Ci-après, nous énumérons quelques-uns des problèmes les plus courants que nous avons rencontrés avec notre solution proposée.

cantilever tuning

La plupart des AFMs commerciaux utilisent excitation acoustique pour conduire le cantilever. Dans ce cas, le réglage du cantilever, comme décrit à l'étape 5.4, à proximité de sa fréquence de résonance fournit souvent des performances suffisantes pour un fonctionnement dans l'air. Dans les milieux liquides, le liquide a tendance à induire un certain couplage entre les différentes pièces mécaniques de l'AFM, tels que la puce en porte à faux et le support. Cela peut affecter la résonance apparente du cantilever, souvent illustrée par un spectre de fréquences en porte à faux qui présente de nombreux pics et vallées vives couramment décrites comme une «forêt de pics". Par conséquent, il est souvent difficile de trouver le correfréquence d'entraînement ct. Ces pics existent aussi dans des environnements de gaz, mais en raison de la valeur élevée du facteur de qualité du cantilever, l'amplitude à résonnances est considérablement plus grande ^74,75. En liquide sélectionnant le pic approprié pour conduire le cantilever peut-être pas facile et peut exiger un procès et de l'erreur. Dans la pratique, le pic de fréquence avec une variation plus forte amplitude dans la "forêt de pics" autour de la fréquence de résonance est généralement le meilleur pari en dépit d'être pas nécessairement exactement sur la résonance et fournit souvent une fréquence de conduite adéquate pour obtenir des images haute résolution.

Distorsion de l'image

la dérive de l'imagerie est souvent un problème lors de la recherche de haute résolution et rend les images sont déformées (typiquement étiré). Son origine est généralement thermique, soit parce que le scanner / AFM n'a pas atteint sa température de fonctionnement à l'équilibre, ou parce qu'une partie de l'échantillon liquide est rapide évaporation (par exemple, l' imagerie dans les alcools ). Dans tous les cas, la dérive devient négligeable à l'équilibre thermique. Il est donc utile de fixer la température de l'échantillon, si possible. Sinon, il vaut la peine de quitter l'AFM pour analyser un échantillon à blanc (scan de grande taille à une vitesse de balayage lent) pendant plusieurs heures avant de procéder à l'expérience. Si l' évaporation est pas un problème, cette procédure est préférable de faire après l' étape 6 de la procédure, en prenant soin d'abord retirer la pointe à une courte distance (par exemple, 20 um) à partir de la surface. De temps en temps, la dérive restera même après une vaste thermalisation. Cela indique généralement que le cantilever ou sa puce est en partie traînent l'échantillon alors que l'imagerie, quelque chose qui peut se produire sur des échantillons cohésives mous tels que des films minces ou si la pointe / cantilever / puce ne sont pas convenablement placés. Sur les puces qui hébergent plus d'un cantilever / pointe, il est souvent utile de briser la porte à faux qui ne sont pas en cours d'utilisation, plutôt que de les laisser traîner sur la surface.

Force ionique

ntent "> Depuis l'imagerie est dominé par le liquide interfaciale, il est parfois utile d'ajouter un peu de sel pour imagerie à haute résolution de la surface chargée dans l'eau. Le rôle du sel est double. Tout d'abord, il modifie le paysage de l'hydratation de la surface imagée sur l' adsorption, ce qui améliore souvent le contraste. d' autre part, elle permet de fortes interactions électrostatiques d'écran entre la pointe et l' échantillon (par exemple, le mica). en général, les ions plus gros tels le potassium, le rubidium et le césium permettent de meilleures images en raison de leurs propriétés spécifiques d'hydratation ^76, et le fait qu'ils adsorbent souvent principalement dans un état d'hydratation unique de ^77.

Bad cantilever / conseil

Si l'on soupçonne que le cantilever est une source de contamination (voir les symptômes décrits ci-dessus), il convient de la première inspection sous un microscope optique. Si elles sont stockées dans une boîte de gel, le cantilever peut ramasser des traces de polymères de gel ou de l' huile de silicium ⁵⁹ qui peut apparaîtreDans les cas extrêmes, comme des taches plus foncées, sur l'arrière de la console (comme sur la figure 5A). Photothermique oscillation du cantilever peut provoquer des taches similaires, mais ils sont dus à la dégradation / surchauffe du revêtement en porte à faux par le laser d'entraînement. La contamination a tendance à apparaît de façon aléatoire sur la console. A plus long (12 h) le nettoyage avec de l'isopropanol et, ensuite, avec de l'eau ultrapure peut éliminer toutes les particules indésirables de la console.

Figure 5: Comparaison entre une nouvelle console et une autre identique qui a été largement utilisé sur des surfaces dures et à gauche dans une boîte de gel pendant une période prolongée. A: Top; image optique de cantilever flambant neuf qui a été nettoyé (voir la procédure). Bas; image optique montrant l'apparition de contamination visible (flèche bleue) de la boîte de gel. B: Comparaison des spectres thermiques respectifs de cantilevers.Élargissement du premier pic de résonance de l'ancien cantilever est clair (flèche verte) et des modes d'ordre supérieur sont améliorées (flèche bleue). Spectra ont été décalés verticalement et présentés sur une échelle log-log pour plus de clarté. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

Si la résolution sous-nanomètre nécessaire est pas atteint, en dépit des images acceptables à basse résolution, il est possible que la pointe de l'AFM est devenue chimiquement modifiée au cours de son environnement de stockage. Cela peut être traitée par l' exposition de la puce en porte à faux à un comburant ultraviolet pendant 120 secondes, ce qui facilite la création de groupes de surface hydrophiles sur la pointe ^60. Il faut prendre soin cependant, que l'heure exacte nécessaire peut varier en fonction de la géométrie de la pointe et de la puissance UV, et la surexposition peut entraîner émoussant de la pointe et une résolution réduite.

Le bruit thermique </ P>

Imagerie à haute résolution nécessite une grande sensibilité aux variations de la force et les distances (typiquement forces sous-pN et sous-Ångström distances ^78). Pour cantilevers plus doux, le mouvement thermo-mécanique du cantilever en raison de son mouvement brownien intrinsèque (vibration thermique) peut être un problème. En première approximation, avec un cantilever de raideur k, il est impossible de mesurer les caractéristiques plus petites que L'amplitude du bruit thermique, où k _B est la constante de Boltzmann et T la température. Pratiquement, en utilisant cantilever avec des fréquences de résonance plus élevées se répand le bruit sur une plus grande gamme de fréquences, et réduit le niveau de bruit global dans la bande passante de mesure ^79.

Imagerie eigenmode supérieur

Il peut parfois être utile de faire fonctionner le cantilever à sa deuxième eigenmodeen raison de l'augmentation de la rigidité effective (voir la discussion de la contamination). Pratiquement, cela se fait tout simplement en conduisant le cantilever à sa deuxième eigenmode (le deuxième pic de résonance à la fréquence plus élevée, voir la figure 1A). Lors du réglage de la console, il suffit de sélectionner le deuxième eigenmode au lieu de la résonance principale et passez à l'étape 5.4. Notez que les InvOLS seront différentes lorsque la console est entraînée à la seconde eigenmode; typiquement ~ 3/1 des InvOLS mesurés à l'étape 5.2 pour une console rectangulaire.

La principale limitation de cette technique est qu'elle nécessite un paysage de solvatation stable à la surface de l'échantillon. L'échantillon doit être suffisamment robuste pour permettre de perturber le liquide interfaciale sans induire une déformation importante de l'échantillon lui-même. Cela peut être difficile sur les très doux et des échantillons instables ces grosses biomolécules. En outre, de faible amplitude AFM comme décrit ici ne peut pas obtenir de l'information au sujet de la mécanique propriétés d'un échantillon, comme la pointe de la console passe la majorité de son temps dans le liquide interfaciale. Pour cela, il peut être avantageux d'utiliser d' autres approches telles que quantitative nanomécanique Mapping ⁸⁰ ou utiliser des harmoniques supérieures du mouvement en porte à faux. Harmonicas plus élevées sont généralement améliorées lors de l' imagerie dans le liquide (avec la qualité des facteurs faibles) ^29,81 ^– ⁸³ et peut fournir simultanément la topographie et la rigidité des échantillons ^25,81 ^– ⁸⁴ , mais ils sont généralement nuisibles à haute résolution. D'autres limitations inhérentes à toutes les techniques de microscopie à sonde à balayage sont toujours valables ici, en particulier le fait que les résultats contiennent inévitablement des informations sur la pointe de mesure. L'utilisation de petites amplitudes est pas non plus idéal pour les échantillons avec de grandes variations de hauteur; la boucle de rétroaction va inévitablement réagir plus lentement lorsque les variations de hauteur sont plus grandes que l'amplitude d'imagerie, d'où risque de l'échantillon et la pointe des dommages. L'utilisation of cantilever doux atténue ce problème dans une certaine mesure.

Le principal avantage de la méthode présentée ici est le fait qu'il offre la plus haute résolution possible avec l'AFM d'image dans un liquide, mais peut être mis en œuvre sur un AFM commercial, à condition que les niveaux de la machine de bruit sont assez bas. résolution comparable sur les instruments commerciaux est habituellement obtenue en mode contact, ou occasionnellement en FM-AFM avec cantilevers raides. Travailler en AM-mode et avec cantilevers relativement mous permet un choix plus large d'échantillons, et est plus facile à mettre en œuvre que FM-AFM sur la plupart des systèmes. L'approche repose sur l'exploitation des forces de solvatation existantes à l'interface entre un liquide et solide pour améliorer la résolution et obtenir de l'information chimique locale. Il peut en principe être utilisé dans des conditions ambiantes, en se fondant uniquement sur les couches d'eau (typiquement plusieurs nanomètres d'épaisseur) de construction sur la plupart des surfaces en raison de l'humidité de l'air. Les principes qui sous-tendent lastratégie à haute résolution restent inchangés , mais la plupart de la pointe est dans l' air, avec seulement un pont capillaire entre le sommet de la pointe et l'échantillon ^85. Haute résolution a été démontrée sur des échantillons rigides dans ces conditions ^86,87. Les conditions d'imagerie sont cependant différentes de celles du liquide immergé en raison d'un facteur Q élevé de l'oscillation du cantilever. Pratiquement, nous avons trouvé qu'il est difficile d'atteindre un fonctionnement stable sur des échantillons mous ou irréguliers, probablement en raison de changements temporels du pont capillaire et augmenté Q-facteurs pour une rigidité cantilever donnée.

Le protocole décrit ici propose une méthodologie pour obtenir des images d'échantillons de résolution au niveau moléculaire dans le liquide avec la plupart des AM-AFMs commerciales modernes. Nous fournissons la justification scientifique derrière notre choix de paramètres d'imagerie et de souligner le rôle des forces de solvatation. Nous discutons également des problèmes communs et en particulier à une contamination. Les interactions spécifiques tip-échantillon can varie considérablement en fonction du contenu de la solution d'imagerie, la géométrie et le matériau en porte à faux, et la composition chimique de l'échantillon. Une compréhension pratique de la nature des forces dominantes présentes lors de la numérisation est donc indispensable d'adapter ce protocole aux nouveaux systèmes et d'assurer des résultats fiables. Lorsque optimisé, l'approche expérimentale est puissant pour obtenir in situ des idées locales au niveau moléculaire d'échantillons en solution.

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Financement de l'ingénierie et de physique Sciences Research Council (Les subventions 1452230 et EP / M023915 / 1), la biotechnologie et Science Research Council biologique (accorder BB / M024830 / 1) et le Conseil européen (FP7 CIG 631.186) sont appréciés.

Materials

Multimode IIIA AFM	Brucker	NA	One of the machine used
Cypher ES AFM	Asylum Resarch	NA	One of the machine used
AFM cantilever/tip	Nanoworld	Arrow UHF-AUD	best for high frequency
AFM cantilever/tip	Olympus	RC800-PSA	versatile and cheap
ultrapure water	Milipore	NA	lab filtering systems can induce contamination
Dimethyl sulfoxide	Sigma-Aaldrich	200-664-3	standard chemical, no further purification
Monovalent salts	Sigma-Aaldrich		standard chemical, no further purification
Lipids	Avanti polar lipids		lipid bilayers formed using stadard protocols
Crystals	MTI		polished crystals
Scotch tape	3M	Scotch Magic Tape	Translucent tape works best. Transparent sticks too strongly

References

Binnig, G., Quate, C. F. Atomic Force Microscope. Phys. Rev. Lett. 56 (9), 930-933 (1986).
Rico, F., Su, C., Scheuring, S. Mechanical mapping of single membrane proteins at submolecular resolution. Nano Lett. 11 (9), 3983-3986 (2011).
Payam, A. F., Ramos, J. R., Garcia, R. Molecular and nanoscale compositional contrast of soft matter in liquid: interplay between elastic and dissipative interactions. ACS Nano. 6 (6), 4663-4670 (2012).
Grandbois, M. How Strong Is a Covalent Bond. Science. 283 (5408), 1727-1730 (1999).
Oesterhelt, F. Unfolding Pathways of Individual Bacteriorhodopsins. Science. 288 (5463), 143-146 (2000).
McLean, R. S., Doyle, M., Sauer, B. B. High-Resolution Imaging of Ionic Domains and Crystal Morphology in Ionomers Using AFM Techniques. Macromolecules. 33 (17), 6541-6550 (2000).
Scheuring, S., Reiss-Husson, F., Engel, A., Rigaud, J. L., Ranck, J. L. High-resolution AFM topographs of Rubrivivax gelatinosus light-harvesting complex LH2. EMBO J. 20 (12), 3029-3035 (2001).
Novoselov, K. S., et al. Two-dimensional atomic crystals. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 102 (30), 10451-10453 (2005).
Freeman, M. R., Choi, B. C. Advances in magnetic microscopy. Science. 294 (5546), 1484-1488 (2001).
Bockrath, M., et al. Scanned Conductance Microscopy of Carbon Nanotubes and λ-DNA. Nano Lett. 2 (3), 187-190 (2002).
Oliver, R. A. Advances in AFM for the electrical characterization of semiconductors. Reports Prog. Phys. 71 (7), 076501 (2008).
Butt, H. -. J., Jaschke, M. Calculation of thermal noise in atomic force microscopy. Nanotechnology. 6 (1), 1-7 (1995).
Majumdar, A., Carrejo, J. P., Lai, J. Thermal imaging using the atomic force microscope. Appl. Phys. Lett. 62 (20), 2501 (1993).
Vezenov, D. V., Noy, A., Ashby, P. Chemical force microscopy: probing chemical origin of interfacial forces and adhesion. J. Adhes. Sci. Technol. 19 (3-5), 313-364 (2005).
Gerber, C., Lang, H. P. How the doors to the nanoworld were opened. Nat. Nanotechnol. 1 (1), 3-5 (2006).
Bharat, B. . Encyclopedia of Nanotechnology. , (2012).
Giessibl, F. J. Subatomic Features on the Silicon (111)-(7×7) Surface Observed by Atomic Force Microscopy. Science. 289 (5478), 422-425 (2000).
Haugstad, G. . Atomic Force Microscopy. , (2012).
Moreno-Herrero, F., Colchero, J., Gòmez-Herrero, J., Barò, A. M. Atomic force microscopy contact, tapping, and jumping modes for imaging biological samples in liquids. Phys. Rev. E. Stat. Nonlin. Soft Matter Phys. 69 (3), 031915 (2004).
Gan, Y. Atomic and subnanometer resolution in ambient conditions by atomic force microscopy. Surf. Sci. Rep. 64 (3), 99-121 (2009).
Kodera, N., Yamamoto, D., Ishikawa, R., Ando, T. Video imaging of walking myosin V by high-speed atomic force microscopy. Nature. 468 (7320), 72-76 (2010).
Picco, L. M., et al. High-speed AFM of human chromosomes in liquid. Nanotechnology. 19 (38), 384018 (2008).
Fantner, G. E., et al. Components for high speed atomic force microscopy. Ultramicroscopy. 106 (8-9), 881-887 (2006).
Garcia, R., Herruzo, E. T. The emergence of multifrequency force microscopy. Nat. Nanotechnol. 7 (4), 217-226 (2012).
Raman, A., et al. Mapping nanomechanical properties of live cells using multi-harmonic atomic force microscopy. Nat. Nanotechnol. 6 (12), 809-814 (2011).
Fukuma, T., Higgins, M. J., Jarvis, S. P. Direct imaging of individual intrinsic hydration layers on lipid bilayers at Angstrom resolution. Biophys. J. 92 (10), 3603-3609 (2007).
Higgins, M. J., et al. Structured water layers adjacent to biological membranes. Biophys. J. 91 (7), 2532-2542 (2006).
Kobayashi, K., Oyabu, N., et al. Visualization of hydration layers on muscovite mica in aqueous solution by frequency-modulation atomic force microscopy. J. Chem. Phys. 138 (18), 184704 (2013).
Voïtchovsky, K. Anharmonicity, solvation forces, and resolution in atomic force microscopy at the solid-liquid interface. Phys. Rev. E. Stat. Nonlin. Soft Matter Phys. 88 (2), 022407 (2013).
Müller, D. J., Dufrêne, Y. F. Atomic force microscopy as a multifunctional molecular toolbox in nanobiotechnology. Nat. Nanotechnol. 3 (5), 261-269 (2008).
Alessandrini, A., Seeger, H. M., Di Cerbo, A., Caramaschi, T., Facci, P. What do we really measure in AFM punch-through experiments on supported lipid bilayers. Soft Matter. 7 (15), 7054 (2011).
Schmidt, S., Biegel, E., Müller, V. The ins and outs of Na(+) bioenergetics in Acetobacterium woodii. Biochim. Biophys. Acta. 1787 (6), 691-696 (2009).
Bippes, C. A., Muller, D. J. High-resolution atomic force microscopy and spectroscopy of native membrane proteins. Reports Prog. Phys. 74 (8), 086601 (2011).
Chada, N., et al. Glass is a Viable Substrate for Precision Force Microscopy of Membrane Proteins. Sci. Rep. 5, 12550 (2015).
Möller, C., Allen, M., Elings, V., Engel, A., Müller, D. J. Tapping-mode atomic force microscopy produces faithful high-resolution images of protein surfaces. Biophys. J. 77 (2), 1150-1158 (1999).
Antoranz Contera, S., Voïtchovsky, K., Ryan, J. F. Controlled ionic condensation at the surface of a native extremophile membrane. Nanoscale. 2 (2), 222-229 (2010).
Kumaki, J. Observation of polymer chain structures in two-dimensional films by atomic force microscopy. Polym. J. 48 (1), 3-14 (2015).
Voïtchovsky, K., et al. In Situ Mapping of the Molecular Arrangement of Amphiphilic Dye Molecules at the TiO Surface of Dye-Sensitized Solar Cells. ACS Appl. Mater. Interfaces. 7 (20), 10834-10842 (2015).
Segura, J. J., et al. Adsorbed and near surface structure of ionic liquids at a solid interface. Phys. Chem. Chem. Phys. 15 (9), 3320-3328 (2013).
Hayes, R., Warr, G. G., Atkin, R. Structure and Nanostructure in Ionic Liquids. Chem. Rev. 115 (13), 150601082109009 (2015).
Fukuma, T., Kobayashi, K., Matsushige, K., Yamada, H. True atomic resolution in liquid by frequency-modulation atomic force microscopy. Appl. Phys. Lett. 87 (3), 034101 (2005).
Voïtchovsky, K., Kuna, J. J., Contera, S. A., Tosatti, E., Stellacci, F. Direct mapping of the solid-liquid adhesion energy with subnanometre resolution. Nat. Nanotechnol. 5 (6), 401-405 (2010).
Siretanu, I., et al. Direct observation of ionic structure at solid-liquid interfaces: a deep look into the Stern Layer. Sci. Rep. 4, 4956 (2014).
Ricci, M., Spijker, P., Voïtchovsky, K. Water-induced correlation between single ions imaged at the solid-liquid interface. Nat. Commun. 5, 4400 (2014).
Kiracofe, D., Raman, A. On eigenmodes, stiffness, and sensitivity of atomic force microscope cantilevers in air versus liquids. J. Appl. Phys. 107 (3), 033506 (2010).
San Paulo, A., Garcìa, R. High-resolution imaging of antibodies by tapping-mode atomic force microscopy: attractive and repulsive tip-sample interaction regimes. Biophys. J. 78 (3), 1599-1605 (2000).
Garcìa, R., San Paulo, A. Attractive and repulsive tip-sample interaction regimes in tapping-mode atomic force microscopy. Phys. Rev. B. 60 (7), 4961-4967 (1999).
Butt, H. J. Electrostatic interaction in atomic force microscopy. Biophys. J. 60 (4), 777-785 (1991).
Israelachvili, J. N. Intermolecular and Surface Forces. Intermol. Surf. Forces. , (2011).
Yu, C. -. J., et al. Order in molecular liquids near solid-liquid interfaces. Appl. Surf. Sci. 182 (3-4), 231-235 (2001).
Ortiz-Young, D., Chiu, H. -. C., Kim, S., Voïtchovsky, K., Riedo, E. The interplay between apparent viscosity and wettability in nanoconfined water. Nat. Commun. 4, 2482 (2013).
Patil, S. V., Hoffmann, P. M. Small-Amplitude Atomic Force Microscopy. Adv. Eng. Mater. 7 (8), 707-712 (2005).
Fukuma, T., Jarvis, S. P. Development of liquid-environment frequency modulation atomic force microscope with low noise deflection sensor for cantilevers of various dimensions. Rev. Sci. Instrum. 77 (4), 043701 (2006).
Burkhardt, M., et al. Concept of a molecular charge storage dielectric layer for organic thin-film memory transistors. Adv. Mater. 22 (23), 2525-2528 (2010).
Garcìa, R. . Amplitude Modulation Atomic Force Microscopy. , (2010).
Uchihashi, T., et al. Quantitative force measurements in liquid using frequency modulation atomic force microscopy. Appl. Phys. Lett. 85 (16), 3575 (2004).
Yamada, H., et al. Molecular Resolution Imaging of Protein Molecules in Liquid Using Frequency Modulation Atomic Force Microscopy. Appl. Phys. Express. 2 (9), 095007 (2009).
Stark, M., et al. From Images to Interactions: High-Resolution Phase Imaging in Tapping-Mode Atomic Force Microscopy. Biophys. J. 80 (6), 3009-3018 (2001).
Lo, Y. -. S., et al. Organic and Inorganic Contamination on Commercial AFM Cantilevers. Langmuir. 15 (19), 6522-6526 (1999).
Akrami, S. M. R., Nakayachi, H., Watanabe-Nakayama, T., Asakawa, H., Fukuma, T. Significant improvements in stability and reproducibility of atomic-scale atomic force microscopy in liquid. Nanotechnology. 25 (45), 455701 (2014).
Meyer, G., Amer, N. M. Novel optical approach to atomic force microscopy. Appl. Phys. Lett. 53 (12), 1045 (1988).
Alexander, S., et al. An atomic-resolution atomic-force microscope implemented using an optical lever. J. Appl. Phys. 65 (1), 164 (1989).
Green, C. P., et al. Normal and torsional spring constants of atomic force microscope cantilevers. Rev. Sci. Instrum. 75 (6), 1988 (2004).
Cleveland, J. P., Manne, S., Bocek, D., Hansma, P. K. A nondestructive method for determining the spring constant of cantilevers for scanning force microscopy. Rev. Sci. Instrum. 64 (2), 403 (1993).
Hutter, J. L., Bechhoefer, J. Calibration of atomic-force microscope tips. Rev. Sci. Instrum. 64 (7), 1868 (1993).
Sader, J. E., Larson, I., Mulvaney, P., White, L. R. Method for the calibration of atomic force microscope cantilevers. Rev. Sci. Instrum. 66 (7), 3789 (1995).
Ricci, M., Quinlan, R., Voitchovsky, K. No Title. Soft Matter. , (2016).
Ricci, M., Spijker, P., Stellacci, F., Molinari, J. -. F., Voïtchovsky, K. Direct visualization of single ions in the Stern layer of calcite. Langmuir. 29 (7), 2207-2216 (2013).
Kilpatrick, J. I., Loh, S. -. H., Jarvis, S. P. Directly probing the effects of ions on hydration forces at interfaces. J. Am. Chem. Soc. 135 (7), 2628-2634 (2013).
Fukuma, T., et al. Mechanism of atomic force microscopy imaging of three-dimensional hydration structures at a solid-liquid interface. Phys. Rev. B. 92 (15), 155412 (2015).
Maula, T., Westerlund, B., Slotte, J. P. Differential ability of cholesterol-enriched and gel phase domains to resist benzyl alcohol-induced fluidization in multilamellar lipid vesicles. Biochim. Biophys. Acta. 1788 (11), 2454-2461 (2009).
Schroeder, F., Morrison, W. J., Gorka, C., Wood, W. G. Transbilayer effects of ethanol on fluidity of brain membrane leaflets. Biochim. Biophys. Acta – Biomembr. 946 (1), 85-94 (1988).
Tierney, K. J., Block, D. E., Longo, M. L. Elasticity and phase behavior of DPPC membrane modulated by cholesterol, ergosterol, and ethanol. Biophys. J. 89 (4), 2481-2493 (2005).
Basak, S., Raman, A. Dynamics of tapping mode atomic force microscopy in liquids: Theory and experiments. Appl. Phys. Lett. 91 (6), 064107 (2007).
Eslami, B., Solares, S. D. Experimental approach for selecting the excitation frequency for maximum compositional contrast in viscous environments for piezo-driven bimodal atomic force microscopy. J. Appl. Phys. 119 (8), 084901 (2016).
Collins, K. D., Neilson, G. W., Enderby, J. E. Ions in water: characterizing the forces that control chemical processes and biological structure. Biophys. Chem. 128 (2-3), 95-104 (2007).
Lee, S. S., Fenter, P., Park, C., Sturchio, N. C., Nagy, K. L. Hydrated cation speciation at the muscovite (001)-water interface. Langmuir. 26 (22), 16647-16651 (2010).
Liang, S., et al. Thermal noise reduction of mechanical oscillators by actively controlled external dissipative forces. Ultramicroscopy. 84 (1-2), 119-125 (2000).
Hodges, A. R., Bussmann, K. M., Hoh, J. H. Improved atomic force microscope cantilever performance by ion beam modification. Rev. Sci. Instrum. 72 (10), 3880 (2001).
Adamcik, J., Berquand, A., Mezzenga, R. Single-step direct measurement of amyloid fibrils stiffness by peak force quantitative nanomechanical atomic force microscopy. Appl. Phys. Lett. 98 (19), 193701 (2011).
Preiner, J., Tang, J., Pastushenko, V., Hinterdorfer, P. Higher harmonic atomic force microscopy: imaging of biological membranes in liquid. Phys. Rev. Lett. 99 (4), 046102 (2007).
Dulebo, A., et al. Second harmonic atomic force microscopy imaging of live and fixed mammalian cells. Ultramicroscopy. 109 (8), 1056-1060 (2009).
Xu, X., Melcher, J., Basak, S., Reifenberger, R., Raman, A. Compositional contrast of biological materials in liquids using the momentary excitation of higher eigenmodes in dynamic atomic force microscopy. Phys. Rev. Lett. 102 (6), 060801 (2009).
Turner, R. D., Kirkham, J., Devine, D., Thomson, N. H. Second harmonic atomic force microscopy of living Staphylococcus aureus bacteria. Appl. Phys. Lett. 94 (4), 043901 (2009).
Barcons, V., Verdaguer, A., Font, J., Chiesa, M., Santos, S. Nanoscale Capillary Interactions in Dynamic Atomic Force Microscopy. J. Phys. Chem. C. 116 (14), 7757-7766 (2012).
Wastl, D. S., Weymouth, A. J., Giessibl, F. J. Atomically resolved graphitic surfaces in air by atomic force microscopy. ACS Nano. 8 (5), 5233-5239 (2014).
Wastl, D. S., Judmann, M., Weymouth, A. J., Giessibl, F. J. Atomic Resolution of Calcium and Oxygen Sublattices of Calcite in Ambient Conditions by Atomic Force Microscopy Using qPlus Sensors with Sapphire Tips. ACS Nano. 9 (4), 3858-3865 (2015).

Play Video

PDF

DOI

DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite This Article

Miller, E. J., Trewby, W., Farokh Payam, A., Piantanida, L., Cafolla, C., Voïtchovsky, K. Sub-nanometer Resolution Imaging with Amplitude-modulation Atomic Force Microscopy in Liquid. J. Vis. Exp. (118), e54924, doi:10.3791/54924 (2016).