포탈 정맥 주입 모델 간 전이 유방암의 공부를
Summary
A surgical procedure was developed to deliver mammary tumor cells to the murine liver via portal vein injection. This model permits investigation of late stages of liver metastasis in a fully immune competent host, including tumor cell extravasation, seeding, survival, and metastatic outgrowth in the liver.
Abstract
유방암은 전 세계적으로 여성의 암 관련 사망의 주된 원인이다. 15개월 – 간 전이은 4.8의 평균 생존율과 가난한 결과에서 유방암 전이의 경우 30 %의 위쪽으로, 그리고 결과에 참여하고있다. 일차 종양 세포 이종 자발적 종양 모델을 포함 유방암 전이 현재 설치류 모델은 거의 간으로 전이하지 않는다. 심내 및 intrasplenic 주입 모델 그러나 이러한 모델 인해 주입 부위에서 종양 성장을 방지하기 위해 비장의 제거에 수반 차 사이트 전이에 의해 혼동 또는 손상된 면역가 될 수 간전 결과 않는다. 개선 간전 모델의 필요성 간이 개발에 먼저 직접적으로 종양 세포를 제공하는 뮤린 문맥 주입법을 해결한다. 이 모델은 다른 기관 또는 비장 제거 동시 전이 합병증없이 간으로 종양 세포를 제공한다. 수신 거부혈액 손실을 제어하기위한 주사 부위에서 10 μL, ≥ 32 게이지 바늘 및 지혈 가제 – imized 문맥 프로토콜 5 작은 주입량을 사용한다. 전이성 전위 시험 하였다 가변 세 동계 유방 종양 라인을 사용을 Balb / C 암컷 마우스의 문맥 주입 방법; 높은 전이성 4T1 세포, 중간 – 전이성 D2A1 세포, 낮은 전이성 D2.OR 세포. 덜 공격적인 D2.OR 라인에 대한 높은 전이성 4T1 및 D2A1 라인 간 전이의 개발을 40 일 이상> 오십오일 – 20 ~의 대기 시간 ≤ 10,000 세포 / 주입 결과의 농도. 이 모델을 간으로 유방암 전이 연구에 중요한 도구를 나타내고, 자주 결장 및 췌장 선암종 포함 간으로 전이 다른 암에 적용될 수있다.
Introduction
간으로 유방암 전이
간은 뼈와 폐 1-3 함께 유방암 전이 공통 위치이다. 유방암 환자의 간전이 4.8에서 15개월 6-9에 간전 범위 유방암 환자의 생존 기간의 중앙값으로서 매우 불량한 결과 4,5- 대한 독립적 인 예후 인자이다. 반대로, 폐 또는 뼈 전이 유방암 환자는 9 개월 27.4 16.3 8,9 및 56 개월 각각 8,10-12, 메디안 생존율을 갖는다. 전이는 원발 종양에서 종양 세포의 보급 시작 의한 먼 기관 13-15 내 종양 세포 순환 시드 및 생장에 환자 사망률과 종료 전이성 캐스케이드라고 다단계 프로세스이다. 10 % – 전이 설치류 모델은 전이성 캐스케이드 0.02으로 현저히 비효율적 인 것으로 밝혀졌다명백한의 전이 (16, 17)을 설정하는 종양 세포를 순환. 전이성 비 효율성의 하나의 주요 병목 현상을 이해 사이트 별 전이의 중요성을 강조, 전이성 틈새 (18)라는 보조 사이트에 고유 한 조직의 미세 환경에 의해 결정됩니다. 전이성 틈새 재발 사이트에 고유하며, 부분적으로 별개의 세포 외 기질 단백질 (19, 20)의 증착, 다양한 면역 세포 집단 21-23의 침윤, 그리고 수많은 사이토 카인의 조절 이상 생산 포함 변화된 조직 항상성에 의해 특징되며, 케모카인 및 성장 인자 15,18,24,25. 따라서, 조직 특이 적 전이성 틈새 이해 전이성 질환을 타겟팅하는 방법에 대한 이해를 선행한다. 그러나, 간 전이의 강력한 모델이 부족하다. 또한, 간 전이의 개선 모델은 유방암 환자 위스콘신에 대한 새로운 목표와 효과적인 치료법을 식별에 필수적이다일 간 전이.
간으로 유방암 전이를 공부하는 모델 설립
간은 면역 손상 쥐에서 인간의 암 세포의 이종 이식을 포함에 현재 사용 가능한 모델은 유방암 전이를 공부합니다. – / – 또는 SCID 면역 감염된 뮤린 26-29 호스트이 모델들은 일반적으로 MCF-7 및 MDA-MB-231, 누드 Rag1 같이 잘 연구 인간 유방암 세포주를 사용한다. 이종 이식 모델은 인간 유래의 암 세포주를 포함하는 이점을 제공하지만, 전이 30-32 및 치료 내성 33-35에서 면역 세포에 대한 최근의 인식을 주어진 완전 면역 능력 호스트의 전이에 관한 연구가 중요하다. 면역 능력 호스트에서 간으로 유방암 전이 공부 모델 또는 수술없이 유방 지방 패드로 동계 종양 세포 (예를 들어, 4T1 및 D2A1 세포주)의 소성을 주입 포함기본 종양의 절제 및 전이 36 ~ 38의 후속 평가. 참고로, 동소 이식 모델의 간 전이의 속도가 매우 낮은 또는 폐 39, 40 등의 다른 전이 부위에 비해 존재하지 않는 경우, 또는 폐전이 설정된 후, 간 특이 적 전이 (37, 39)의 조사를 복잡하게 발생 .
자발 유전 공학적 유방암 모델에서 종양 이식편이 동계 종양 세포 등 나이브 호스트의 유방 지방 패드로 재 주입 될 수있다. 예를 들어, 최근 동소 야생형 호스트 주입시 K14 Cre 호텔 ECAD F / F의 P53의 F / F 마우스에서 자발적 종양 모델되는 침습성 소엽 성 유방암 종양을 개발하는 것이보고되었다. 이들이 15mm이 도달하면 이들 종양 절제술 이후, 쥐의 18 %가 간전 40, 41으로 진행. 세 번째 방법은 간 전이 분류기를 모델링유전자 조작 생쥐의 자발적인 전이. 지금까지 용이 간 확산 유방암 전이 자발 뮤린 모델을보고 드물다. 예외는 H19-IGF2, p53과의 FP / FP MMTV-Cre 호텔의 WAP-Cre 호텔 및 K14 Cre 호텔 ECAD F / f를 P53을 포함 F 간 전이 쥐의 낮은 비율에 개발 유전자 조작 마우스 모델, F / 38,41- 43. 유전자 변형 마우스 모델의 전이성 캐스케이드 강력하고 임상 적으로 모델을 제공하는 모든 단계에 대한 연구를 촉진하면서 따라서, 이들은 인해 간전이 (38)의 낮은 속도로 제한된다.
여러 전이 모델 차 종양 intravasation에서 종양 세포의 확산을 포함하는 전이 캐스케이드의 초기 단계를 우회. 이러한 모델은 넘쳐에서 보조 사이트에서 종양의 설립, 전이성 폭포의 이후 단계의 조사를 허용합니다. INTracardiac 주입 모델 대동맥을 통해 순환 시스템으로 종양 세포를 분배 좌심실로 종양 세포를 제공한다. 심장 내 주입은 성공적인 주사를 확인하기 위해 세포를 주사 부위 또는 루시 페라 제의 생물 발광 등의 다른 영상 방식의 초음파 유도 영상 태그가 필요합니다. 좌심실을 통해 종양 세포의 주입은 다른 기관 44-48 사이 뼈, 뇌, 폐, 및 / 또는 간 전이 될 수있다. 때문에 다기관 전이,이 마우스는 자주 완전히 간 내 전이의 성장을 조사하는 기능을 무효화 종래 명백한 간전 안락사 개발 될 필요가있다. 상당히 멀티 사이트 전이 현상을 최소화하는 다른 방법은 분사 intrasplenic 모델이다. Intrasplenic 주입 간문맥 49,50 될 장간막 정맥 조인 비장의 정맥을 통해 종양 세포를 제공한다. 동물 outgr 모니터링 할 수있다간에서 전이성 병변 owth 다른 부위에서 전이의 형성은 희귀하기 때문에, 결과적으로 동물의 전반적인 건강 49,50 유지된다. 그러나,이 절차에 영향을 미치는 면역 기능의 intrasplenic 모델은 비장 종양 49,50 않도록 비장 절제술을 요구한다는 것이 중요하다. 예를 들어, 심근 허혈 재관류 손상은 비장에서 유래 허혈 51,52 다음 상처 치유 동안 식세포 및 단백질 분해 활성을 담당 Ly6C + 단핵구 서브 세트들의 침윤을 특징으로한다. 비장 절제술로, 52 상처 치유에 도움이 단핵 세포 집단에서 관찰 된 감소가있다. 또한, 비장 절제술 특히 순환 인트라 종양 CCR2 +는 CD11b + Ly6C + 단핵구 myelo의 수의 감소를 통해, 비 – 소세포 폐암 모델에서 일차 종양 성장 및 폐 전이를 감소시키는 것으로 나타났다아이디 셀 (53). 또한 결장암 세포의 주사 intrasplenic 다음 비장 절제술은 장간막 림프절 및 상승 간전 54 항 종양 자연 살해 세포의 감소 된 수준의 결과. 결론적으로,이 연구 결과는 비장 절제술은 전이성 세포의 운명에 대한 후속 결과로 면역 체계의 역할을 타협하는 것이 좋습니다.
간 전이의 포털 정맥 주입 모델
마우스 인해 다기관 전이에 노출되지 않은 상태에서 완전 면역 능력 숙주에서 간으로 유방암의 전이를 조사하기 위해, 문맥 주입 모델을 개발 하였다. Intraportal 주입 모델 대장 55, 56 및 16 흑색 종 세포주의 간전 공부 이전에 사용되었다; 여기에 우리가 동계 유방 종양 세포의 전이를 모델링하기 위해 intraportal 주입의 응용 프로그램을 설명합니다. 이 모델 연구하는데 사용될 수있다명백한 병변에 유방암 세포의 혈관 외 유출 및 시드, 죽음 / 확산 / 휴면에 대한 종양 세포의 운명 결정 및 파생물을 포함하여 전이성 캐스케이드의 나중 단계. 이 모델에서는 동계 유방 종양 세포주는 면역 능력을 Balb / C 암컷 마우스에서의 문맥, 비장을 제거하지 않고간에 먼저 직접적으로 종양 세포에 전달하는 방법을 통해 주입된다. 이 모델을 사용 하였다 오름차순에서 자신의 전이성 능력의 범위 네 유방 종양 세포 라인의 사용을 개발하려면 다음 D2.OR, D2A1 및 4T1, 그리고 녹색 형광 단백질 (D2A1-GFP) 태그 D2A1를 사용했다 종양 세포의 주입 후 시간의 포인트 초기 조사. 4T1 자발적 MMTV +을 Balb / C 마우스 여성 (36, 37)에 일어나 유방 지방 패드 기본 종양 39,57,58에서 폐, 간, 뇌, 뼈에 전이를 410.4 종양에서 파생 된 높은 전이성 세포 라인입니다. D2A1 종양 세포 WER전자는 원래 D2 증식 폐포 결절 세포의 이식 후을 Balb / C 호스트에서 발생하는 자연스러운 유방 종양에서 유래하고, 폐 59, 60에 기본 종양에서 전이 된 것으로 확인된다. 그들은 원발 종양 벗어나 보조 사이트에 도착하더라도 D2.OR 종양 세포들이 거의 원격 전이 (60, 61)을 구축하지 상기 D2A1 선 비 전이성 자매 라인이며.
또한, 비 스테로이드 성 항 염증성 약물 (NSAIDs) 중 또는 수술을 다음과 같은 일반적으로 사용되는 통증 관리의 약물 사용을 방지하는 것이 중요하다. 비 스테로이드 성 소염 진통제 특정 유방암 62-65에서 항 종양 활성을 가지고, 비 스테로이드 성 소염 진통제 일부 클래스는 잠재적 간전 연구 및 간 전이 틈새 저하 간독성 66,67의 위험을 증가시킨다. 또한, 연구는 프로 전이성 내선 감소, 비 스테로이드 성 소염 진통제 직접 조직의 미세 환경에 영향을 미치는 것이 좋습니다racellular 기질 단백질 68-C 테네 스틴과 섬유 성 콜라겐 62,65. 다르게는, 오피오이드 유도체, 부 프레 노르 핀의 사용은, 오피오이드는 항 종양 활성 (70)을 가지고 있기 때문에 쥐 통증 관리 (69)에서의 효능으로 인해 증거가 부족 하였다. 간 불필요한 손상을 방지하기 위해 10 μL -이 간문맥 주입 모델 (5)의 더 작은 주사 부피에 대해 최적화되었다. 이 모델은 또한 작은 직경 (≥ 32 게이지) 바로 절차 동안 혈액 손실을 최소화하기 위해 다음의 주사 지혈 거즈 사용하여 바늘을 포함하도록 최적화되었다. 이러한 최적화 된 주입 파라미터는 대조적으로, 세포 수는 세포주의 발암 가능성에 기초하여, 개별적으로 결정되어야한다. 그러나 장기 연구 / 주입 ≤ 10,000 세포에서 시작하는 것이 좋습니다. 예 짧은 엔드 포인트 (예를 들면, 24 시간 후 분사) 상당히 많은 종양 세포 (들면,1 × 105 – 보증 된 경우 1 × 106)를 사용할 수있다. 요약하면, 여기에 설명 된 문맥 주입 모델간에 유방암 전이 연구에 유용한 도구를 나타내고, 다른 간전 모델의 제한들을 회피. 이 모델은 종양 세포의 혈관 외 유출, 파종, 면역 능력이 쥐 호스트에서 생존, 증식 및 휴면 및 전이성 파생물의 초기 운명 결정의 연구를 용이하게한다.
Protocol
Representative Results
Discussion
을 Balb / C 마우스 문맥 주입 모델 교란 다기관 전이의 부재 간에서와 완전 면역 능력 숙주에서 유방암 병소의 조사를 허용한다. 우리 프로토콜은 직접 간 16,55,56에 종양 세포를 주입하기위한 문맥에 대한 액세스를 허용 이전에 발행 된 수술의 발전이다. 우리가 만든 하나의 진보는 현저 만 종양 세포 / 주입하는 ≤ ≥ 1 × 105 세포 / 사출 다운 16,55,56으로부터 주입 된 종양 세포의 수를 감소시키는 것이다. 또한 간 유방암 전이 연구를위한 모델을 전개했다. 이 프로토콜을 이용하여, 공지의 전이 가능성이 유방암 세포주보다 대기 유방 종양 세포주보다 짧은 대기 시간 간 전이를 개발한다. 또한, 초기 시점에서, 종양 세포는 단일 CE 단일 또는 작은 그룹으로 간 실질 걸쳐 분포종양 세포 주입 후 LLS. 간에서 마이크로 전이성 및 명백한 전이성 질환의 발전에 기여하는 모든 표현형 – 모델은 종양 세포의 혈관 외 유출, 세포 생존, 휴면 및 증식을 포함한 전이 효율의 질문에 대한 답을 태세.
이는 시험을 개시하기 전에 문맥 주입 프로토콜의 다양한 측면을 고려하는 것이 중요하다. 조심스럽게 세포주, 세포 농도, 총 세포 수, 작은 탐색 적 연구를 기반으로 관심의 종점을 결정하는 것이 좋습니다. 또한, 면역 능력이 호스트와 동계 세포주의 사용은 호스트 종양 세포의 상호 작용을 이해하는 데 가장 중요하다. 앞쪽에 뇌하수체에서 새로 개발 된 "빛나는 머리"eGFP는 표현 마우스와 루시 페라 제는 외생 eGFP는과 루시 페라 제에 대한 호스트 응답을 제거하기위한 중요한 도구이며, 단백질은 종종 유방 종양 라인 (75)에 태그를 사용 </sup>. 은 "빛나는 머리"마우스와 동계의 사용은 종양 세포는 eGFP는 또는 루시 페라 제에 대한 염증 반응의 우려없이 IHC에 의해 하나의 전파 세포를 쉽게 식별 및 미세 전이 병소를 용이하게 태그. 마찬가지로, 최소 항 또는 약물 치료 요법에서 프로 종양 효과를 보장하기 위해주의 깊게 통증 관리 전략을 선택하는 것이 권장된다. 이 모든 결과를 혼동하는 바와 같이이 프로토콜의 중요한 단계가 발생하지 않는 감염을 확인하기 위해 수술을 통해 멸균 상태를 유지하는 것을 포함한다. 이 바늘 제대로 종양 세포가 간으로 전달되도록하여 문맥에 배치하는 것도 중요하다. 인도 잉크 등의 염료와 프로토콜을 연습하면이 문제에 도움이 될 것입니다. 피부 절개 사이트에서 종양 성장은 부적절한 바늘의 위치가 발생하는 가장 좋은 지표입니다. 마지막으로, 문맥 혈액 손실을 적절히 제어하는 것이 중요하고 suturi 전적으로 종래 중지동물을 ng를. 지혈 가제를 사용하면 크게 주입 다음 문맥에서 제어되지 않은 혈액 손실의 위험을 감소시킨다. 우리 손에 의한 간문맥 다음 주사에서 혈액 손실 절차 관련 사망률 지혈 거즈를 이용하여 마우스의 2 %에서 30 % 감소되었다.
문맥 주입 모델 전체 전이성 캐스케이드 복제하지 않도록주의하는 것이 중요하지만, 혈관 외 유출 및 종양 성장 다음 암세포의 혈관 외 유출, 종양 세포 틈새 상호 작용 연구에 제한된다. 환자의 발생 등을 정확하게 간의 전체 전이성 캐스케이드를 복제 모델은, 시급히 필요하다. 간문맥 주입 모델의 추가 제한이 병의 진행에 영향을 76,77 공지 상처 치유와 호스트 수술의 영향에 의해 혼동된다는 것이다.
간문맥 주입 모델은 다른 주입의 개선을 나타낸다모델은 심장 내 및 intrasplenic 모델을 포함하여 간 전이를 공부합니다. 즉, 문맥 주입 모델들은 다른 조직에서 수반 전이에 의해 제한되는 심내 모델보다 질병 진행의 더 큰 범위의 연구를 허용한다. intrasplenic 모델 에서처럼 또한, 문맥 모델은 비장의 제거가 복잡하지 않다.
간문맥 주입 모델 일반 간전의 연구를위한 유용한 도구를 증명할 수있다. 간 전이> 특히 높은 췌장암의 비율 (전이의 85 %가 간으로 있습니다), 대장 및 직장 선암 (> 70 %)뿐만 아니라 위장과 식도 (와, 전체 30 선암의 전이의 가장 흔한 사이트입니다 %) 1. 췌장 및 결장 선암의 자발적 동소 차 종양 모델을 더 용이 78,79 간으로 전이되지만, 간문맥 주입 모델 잠 수도종양 세포의 조절 전달 이들 암의 전이 과정을 이해하는데 유용한 예는 종양 세포 도착 후 지정된 시간에, 생화학, 분자 조직 학적 평가를 허용한다. 요약하면, 문맥 주입 모델 유방암 가능한 간전이 모델에서 중요한 개선을 나타내고, 또한 일반적으로 간전 필드에 적용될 수있다.
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
The authors would like to acknowledge Alexandra Quackenbush for assisting with surgical procedures during filming of the video protocol, Hadley Holden for histological support, Sonali Jindal for input on tumor and liver pathology during method development, and Breanna Caruso for critical review of the manuscript. The D2A1 and D2.OR mammary tumor cells were a gift from Dr. Ann Chambers, the D2A1-GFP tumor cells were a gift from Dr. Jeffrey Green, and the 4T1 tumor cells were a gift from Dr. Heide Ford. The OHSU Advanced Light Microscopy Core at the Jungers Center was utilized for imaging. The work included in this manuscript includes funding from NIH/NCI NRSA F31CA186524 (to ETG) and NIH/NCI 5R01CA169175 (to PS).
Materials
| 1 ml Syringe w/ 26-gauge Needle | BD Syringe | 309597 | For subcutaneous buprenorphine injection; use caution, sharp |
| Alcohol Prep Pads | Fisher Scientific | 06-669-62 | For cleaning of abdomen prior to surgical incision |
| All Purpose Sponges, Sterile | Kendall | 8044 | 4" x 4", use dipped in sterile saline to keep large and small intestines protected and hydrated during surgery |
| Artificial Tears | Rugby | 370114 | Mineral oil 15%, white petrolatum 83%; use to protect eyes during surgery |
| Buprenorphine HCl, 0.3 mg/ml | Mfg. by Reckitt Benckiser | NDC-12496-0757-1 | Use at 0.05 – 0.1 mg/kg body weight, 1-2x daily for 72 hours, injected subcutaneously |
| Bupivacaine HCl, 0.5% (5 mg/ml) | Mfg. by Humira Inc | NDC-04091163-01 | Use at 0.5%, 1x immediately after surgery, 10 ul injected subcutaneously at incision site |
| anti-CD45 antibody | BD Pharmingen | 550539 | Use in multiplex immunofluorescence to exclude leukocytes in identification of metastatic foci |
| Celox™ Rapid Hemostatic Gauze | Medtrade Products Ltd. | FG08839011 | Cut into 5mm² pieces, use to stop blood flow out of the portal vein with pressure following injection |
| Chemical Depilatory | Use to remove hair from surgical area; multiple suppliers | ||
| Chlorhexidine, 2% Solution | Vet One | 1CHL008 | Use caution, do not get chlorhexidine in mucous membranes or ears of the mouse |
| anti-CK18 antibody | Abcam | ab53118 | Use in multiplex immunofluorescence to identify metastatic foci |
| Cotton Tipped Applicators, Sterile | Fisher Scientific | 23-400-114 | 6" Wooden Shaft 2 pc/envelope |
| DMEM, High-Glucose | HyClone | SH30243.01 | Cell culture media base for use with D2A1, D2.OR, and 4T1 mammary tumor cell lines |
| Dry Glass Bead Sterilizer | Use between surgeries to sterilize stainless steel tools, use caution, extremely hot; multiple suppliers | ||
| Ethanol, 70% solution | Use caution flammable; use to clean surgical area as needed; multiple suppliers | ||
| Fetal Bovine Serum | HyClone | SH30071.03 | Cell culture media additive for use with D2A1, D2.OR, and 4T1 mammary tumor cell lines, use at 10% in DMEM high glucose |
| Gauze, Sterile | Kendall | 2146 | 2" x 2", use dipped in chlorhexidine 2% solution for cleaning of abdomen prior to surgical incision |
| anti-Green Fluorescent Protein antibody | Vector Laboratories | BA0702 | Use to stain for GFP tagged D2A1 or other mammary tumor cell lines |
| L-Glutamine 200 mM (100X) | Gibco | 25030-081 | Cell culture media additive for use with D2A1, D2.OR, and 4T1 mammary tumor cell lines, use at 2 mM (1x) in DMEM high glucose |
| Heating Pad, x2-3 | Use to maintain body heat during surgery and recovery; multiple suppliers | ||
| Hemocytometer | Hausser Scientific | 1483 | For use in cell culture to count cells |
| Hemostatic Forceps | Stainless steel; multiple suppliers | ||
| anti-Heppar-1 antibody | Dako | M7158 | Use in multiplex immunofluorescence to exclude hepatocytes in identification of metastatic foci |
| Insulin Syringe, 0.3 ml, 29-gauge | BD | 324702 | For bupivacaine injection at suture site; use caution, sharp |
| Isoflurane | Piramal | NDC-66794-017-25 | Administered at 2.5% |
| Isoflurane Vaporizer | VetEquip | 911103 | Use caution, vaporizes anesthetic gases |
| Light Source | Use for visualizing the surgical field; multiple suppliers | ||
| Neutral buffered formalin, 10% | Anatech Ltd. | 135 | Use caution, toxic; use as a tissue fixative for metastasis endpoints and assesment of metastatic burden by histology |
| Opal™ 4-color fIHC kit | PerkinElmer, Inc. | NEL794001KT | Use for multiplex immunofluorescence of Heppar-1/CD45/CK18 to detect metastases in murine liver |
| Operating Scissors | Stainless steel; use caution, sharp; multiple suppliers | ||
| Penicillin/Streptomycin, 100x | Corning | 30-002-Cl | Cell culture media additive for use with D2A1, D2.OR, and 4T1 mammary tumor cell lines, use at 1x in DMEM high glucose |
| Phosphate-buffered Saline | Use at 1x for resuspending tumor cells prior to injection, multiple suppliers | ||
| Removable Needle Syringe, 25 ul, Model 1702 | Hamilton | 7654-01 | For portal vein injection; use caution, paricularly while working with tumor cell-loaded needles, sharp when needle is attached |
| Scalpel handle | Stainless steel; multiple suppliers | ||
| Scalpel blade, #15 | Carbon steel, sterile, size 15; multiple suppliers | ||
| Small Hub Removable Needles, 32-gauge | Hamilton | 7803-04 | For portal vein injection, 1" length, point style 4, 12°angle, 33- to 34-gauge reusable needles can also be used; use caution, paricularly while working with tumor cell loaded needles, sharp |
| Sodium Hypochlorite | Use caution, corrosive; use at 10% to disinfect workspace and surfaces, multiple suppliers | ||
| Sterile Saline | Fisher Scientific | BP358-212 | 0.9% NaCl solution; alternatively, can be homemade and sterile filtered |
| Surgical Gloves, Sterile | Multiple suppliers | ||
| Sutures, Sterile | Ethicon | J310H | 4-0 27" coated vicryl w/ 22 mm 1/2c taper ethalloy needle; use caution, sharp |
| Table Top Portable Anesthesia Machine | VetEquip | 901801 | Use with isoflurane vaporizer for mouse anesthesia |
| Thumb Dressing Forceps | Stainless steel, serrated, blunted; multiple suppliers | ||
| Towel Drapes, Sterile | Dynarex | 4410 | 18" x 26", to cover heating pad and provide a sterile workspace during surgery |
| Trypan Blue | Life Technologies | T10282 | For use in cell culture to assess viability, use 1:1 with cells in 1x PBS |
| Trypsin/EDTA, 0.05% (1x) | Gibco | 25300-054 | Use in cell culture to detach tumor cells from tissue culture plates |
References
- Hess, K. R., et al. Metastatic patterns in adenocarcinoma. Cancer. 106, 1624-1633 (2006).
- Berman, A. T., Thukral, A. D., Hwang, W. T., Solin, L. J., Vapiwala, N. Incidence and patterns of distant metastases for patients with early-stage breast cancer after breast conservation treatment. Clin Breast Cancer. 13, 88-94 (2013).
- Savci-Heijink, C. D., et al. Retrospective analysis of metastatic behaviour of breast cancer subtypes. Breast Cancer Res Treat. 150, 547-557 (2015).
- Gerratana, L., et al. Pattern of metastasis and outcome in patients with breast cancer. Clin Exp Metastasis. 32, 125-133 (2015).
- Bonotto, M., et al. Measures of outcome in metastatic breast cancer: insights from a real-world scenario. Oncologist. 19, 608-615 (2014).
- Wyld, L., et al. Prognostic factors for patients with hepatic metastases from breast cancer. Br J Cancer. 89, 284-290 (2003).
- Tarhan, M. O., et al. The clinicopathological evaluation of the breast cancer patients with brain metastases: predictors of survival. Clin Exp Metastasis. 30, 201-213 (2013).
- Tseng, L. M., et al. Distant metastasis in triple-negative breast cancer. Neoplasma. 60, 290-294 (2013).
- Liu, X. H., Man, Y. N., Cao, R., Liu, C., Wu, X. Z. Individualized chemotherapy based on organ selectivity: a retrospective study of vinorelbine and capecitabine for patients with metastatic breast cancer. Curr Med Res Opin. 30, 1017-1024 (2014).
- Ahn, S. G., et al. Prognostic factors for patients with bone-only metastasis in breast cancer. Yonsei medical journal. 54, 1168-1177 (2013).
- Purushotham, A., et al. Age at diagnosis and distant metastasis in breast cancer–a surprising inverse relationship. Eur J Cancer. 50, 1697-1705 (2014).
- Karimi, A., Delpisheh, A., Sayehmiri, K., Saboori, H., Rahimi, E. Predictive factors of survival time of breast cancer in kurdistan province of Iran between 2006-2014: a cox regression approach. Asian Pac J Cancer Prev. 15, 8483-8488 (2014).
- Chambers, A. F., Groom, A. C., MacDonald, I. C. Dissemination and growth of cancer cells in metastatic sites. Nat Rev Cancer. 2, 563-572 (2002).
- Pantel, K., Brakenhoff, R. H. Dissecting the metastatic cascade. Nature reviews. Cancer. 4, 448-456 (2004).
- Joyce, J. A., Pollard, J. W. Microenvironmental regulation of metastasis. Nat Rev Cancer. 9, 239-252 (2009).
- Luzzi, K. J., et al. Multistep nature of metastatic inefficiency: dormancy of solitary cells after successful extravasation and limited survival of early micrometastases. Am J Pathol. 153, 865-873 (1998).
- Cameron, M. D., et al. Temporal progression of metastasis in lung: cell survival, dormancy, and location dependence of metastatic inefficiency. Cancer Res. 60, 2541-2546 (2000).
- Psaila, B., Lyden, D. The metastatic niche: adapting the foreign soil. Nat Rev Cancer. 9, 285-293 (2009).
- Oskarsson, T., et al. Breast cancer cells produce tenascin C as a metastatic niche component to colonize the lungs. Nat Med. 17, 867-874 (2011).
- Costa-Silva, B., et al. Pancreatic cancer exosomes initiate pre-metastatic niche formation in the liver. Nat Cell Biol. 17, 816-826 (2015).
- Kaplan, R. N., et al. VEGFR1-positive haematopoietic bone marrow progenitors initiate the pre-metastatic niche. Nature. 438, 820-827 (2005).
- Erler, J. T., et al. Hypoxia-induced lysyl oxidase is a critical mediator of bone marrow cell recruitment to form the premetastatic niche. Cancer Cell. 15, 35-44 (2009).
- Zhao, L., et al. Recruitment of a myeloid cell subset (CD11b/Gr1 mid) via CCL2/CCR2 promotes the development of colorectal cancer liver metastasis. Hepatology. 57, 829-839 (2013).
- Peinado, H., Lavotshkin, S., Lyden, D. The secreted factors responsible for pre-metastatic niche formation: old sayings and new thoughts. Semin Cancer Biol. 21, 139-146 (2011).
- Van den Eynden, G. G., et al. The multifaceted role of the microenvironment in liver metastasis: biology and clinical implications. Cancer Res. 73, 2031-2043 (2013).
- Kang, Y., et al. A multigenic program mediating breast cancer metastasis to bone. Cancer Cell. 3, 537-549 (2003).
- Minn, A. J., et al. Genes that mediate breast cancer metastasis to lung. Nature. 436, 518-524 (2005).
- Bos, P. D., et al. Genes that mediate breast cancer metastasis to the brain. Nature. 459, 1005-1009 (2009).
- Ogba, N., et al. Luminal breast cancer metastases and tumor arousal from dormancy are promoted by direct actions of estradiol and progesterone on the malignant cells. Breast cancer research : BCR. 16, 489 (2014).
- Coffelt, S. B., et al. IL-17-producing gammadelta T cells and neutrophils conspire to promote breast cancer metastasis. Nature. 522, 345-348 (2015).
- Kitamura, T., Qian, B. Z., Pollard, J. W. Immune cell promotion of metastasis. Nat Rev Immunol. 15, 73-86 (2015).
- Zhang, Q., et al. CCL5-Mediated Th2 Immune Polarization Promotes Metastasis in Luminal Breast Cancer. Cancer Res. 75, 4312-4321 (2015).
- Ruffell, B., Coussens, L. M. Macrophages and therapeutic resistance in cancer. Cancer Cell. 27, 462-472 (2015).
- Koyama, S., et al. Adaptive resistance to therapeutic PD-1 blockade is associated with upregulation of alternative immune checkpoints. Nat Commun. 7, 10501 (2016).
- Quail, D. F., et al. The tumor microenvironment underlies acquired resistance to CSF-1R inhibition in gliomas. Science. 352, (2016).
- Dexter, D. L., et al. Heterogeneity of tumor cells from a single mouse mammary tumor. Cancer Res. 38, 3174-3181 (1978).
- Aslakson, C. J., Miller, F. R. Selective events in the metastatic process defined by analysis of the sequential dissemination of subpopulations of a mouse mammary tumor. Cancer Res. 52, 1399-1405 (1992).
- Fantozzi, A., Christofori, G. Mouse models of breast cancer metastasis. Breast Cancer Res. 8, 212 (2006).
- Pulaski, B. A., Ostrand-Rosenberg, S. Reduction of established spontaneous mammary carcinoma metastases following immunotherapy with major histocompatibility complex class II and B7.1 cell-based tumor vaccines. Cancer Res. 58, 1486-1493 (1998).
- Doornebal, C. W., et al. A preclinical mouse model of invasive lobular breast cancer metastasis. Cancer Res. 73, 353-363 (2013).
- Derksen, P. W., et al. Somatic inactivation of E-cadherin and p53 in mice leads to metastatic lobular mammary carcinoma through induction of anoikis resistance and angiogenesis. Cancer Cell. 10, 437-449 (2006).
- Pravtcheva, D. D., Wise, T. L. Metastasizing mammary carcinomas in H19 enhancers-Igf2 transgenic mice. J Exp Zool. 281, 43-57 (1998).
- Lin, S. C., et al. Somatic mutation of p53 leads to estrogen receptor alpha-positive and -negative mouse mammary tumors with high frequency of metastasis. Cancer Res. 64, 3525-3532 (2004).
- Basse, P., Hokland, P., Heron, I., Hokland, M. Fate of tumor cells injected into left ventricle of heart in BALB/c mice: role of natural killer cells. J Natl Cancer Inst. 80, 657-665 (1988).
- Campbell, J. P., Merkel, A. R., Masood-Campbell, S. K., Elefteriou, F., Sterling, J. A. Models of bone metastasis. J Vis Exp. , e4260 (2012).
- Balathasan, L., Beech, J. S., Muschel, R. J. Ultrasonography-guided intracardiac injection: an improvement for quantitative brain colonization assays. The American journal of pathology. 183, 26-34 (2013).
- Werbeck, J. L., et al. Tumor microenvironment regulates metastasis and metastasis genes of mouse MMTV-PymT mammary cancer cells in vivo. Vet Pathol. 51, 868-881 (2014).
- Zhou, H., Zhao, D. Ultrasound imaging-guided intracardiac injection to develop a mouse model of breast cancer brain metastases followed by longitudinal MRI. J Vis Exp. , (2014).
- Rajendran, S., et al. Murine bioluminescent hepatic tumour model. J Vis Exp. , (2010).
- Soares, K. C., et al. A preclinical murine model of hepatic metastases. J Vis Exp. , e51677 (2014).
- Nahrendorf, M., et al. The healing myocardium sequentially mobilizes two monocyte subsets with divergent and complementary functions. J Exp Med. 204, 3037-3047 (2007).
- Swirski, F. K., et al. Identification of splenic reservoir monocytes and their deployment to inflammatory sites. Science. 325, 612-616 (2009).
- Levy, L., et al. Splenectomy inhibits non-small cell lung cancer growth by modulating anti-tumor adaptive and innate immune response. Oncoimmunology. 4, e998469 (2015).
- Higashijima, J., et al. Effect of splenectomy on antitumor immune system in mice. Anticancer Res. 29, 385-393 (2009).
- Thalheimer, A., et al. The intraportal injection model: a practical animal model for hepatic metastases and tumor cell dissemination in human colon cancer. BMC Cancer. 9, 29 (2009).
- Limani, P., et al. Selective portal vein injection for the design of syngeneic models of liver malignancy. Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol. 310, G682-G688 (2016).
- Lelekakis, M., et al. A novel orthotopic model of breast cancer metastasis to bone. Clin Exp Metastasis. 17, 163-170 (1999).
- Pulaski, B. A., Ostrand-Rosenberg, S., Coligan, J. E. Mouse 4T1 breast tumor model. Current protocols in immunology. , (2001).
- Mahoney, K. H., Miller, B. E., Heppner, G. H. FACS quantitation of leucine aminopeptidase and acid phosphatase on tumor-associated macrophages from metastatic and nonmetastatic mouse mammary tumors. J Leukoc Biol. 38, 573-585 (1985).
- Rak, J. W., McEachern, D., Miller, F. R. Sequential alteration of peanut agglutinin binding-glycoprotein expression during progression of murine mammary neoplasia. Br J Cancer. 65, 641-648 (1992).
- Barkan, D., et al. Metastatic growth from dormant cells induced by a col-I-enriched fibrotic environment. Cancer Res. 70, 5706-5716 (2010).
- Lyons, T. R., et al. Postpartum mammary gland involution drives progression of ductal carcinoma in situ through collagen and COX-2. Nat Med. 17, 1109-1115 (2011).
- Allott, E. H., et al. Non-steroidal anti-inflammatory drug use, hormone receptor status, and breast cancer-specific mortality in the Carolina Breast Cancer Study. Breast Cancer Res Treat. 147, 415-421 (2014).
- Kim, S., et al. Lifetime use of nonsteroidal anti-inflammatory drugs and breast cancer risk: results from a prospective study of women with a sister with breast cancer. BMC Cancer. 15, 960 (2015).
- Esbona, K., et al. COX-2 modulates mammary tumor progression in response to collagen density. Breast Cancer Res. 18, 35 (2016).
- Andrade, R. J., et al. Drug-induced liver injury: an analysis of 461 incidences submitted to the Spanish registry over a 10-year period. Gastroenterology. 129, 512-521 (2005).
- Chalasani, N., et al. Causes, clinical features, and outcomes from a prospective study of drug-induced liver injury in the United States. Gastroenterology. 135, 1924-1934 (2008).
- O’Brien, J., et al. Non-steroidal anti-inflammatory drugs target the pro-tumorigenic extracellular matrix of the postpartum mammary gland. Int J Dev Biol. 55, 745-755 (2011).
- Adamson, T. W., et al. Assessment of carprofen and buprenorphine on recovery of mice after surgical removal of the mammary fat pad. J Am Assoc Lab Anim Sci. 49, 610-616 (2010).
- Doornebal, C. W., et al. Morphine does not facilitate breast cancer progression in two preclinical mouse models for human invasive lobular and HER2(+) breast. Pain. 156, 1424-1432 (2015).
- Fischer, A. H., Jacobson, K. A., Rose, J., Zeller, R. Paraffin embedding tissue samples for sectioning. CSH Protoc. , (2008).
- Cardiff, R. D., Miller, C. H., Munn, R. J. Manual hematoxylin and eosin staining of mouse tissue sections. Cold Spring Harb Protoc. , 655-658 (2014).
- Maller, O., et al. Collagen architecture in pregnancy-induced protection from breast cancer. J Cell Sci. 126, 4108-4110 (2013).
- Martinson, H. A., Jindal, S., Durand-Rougely, C., Borges, V. F., Schedin, P. Wound healing-like immune program facilitates postpartum mammary gland involution and tumor progression. Int J Cancer. , (2014).
- Day, C. P., et al. 34;Glowing head" mice: a genetic tool enabling reliable preclinical image-based evaluation of cancers in immunocompetent allografts. PLoS One. 9, (2014).
- Schafer, M., Werner, S. Cancer as an overhealing wound: an old hypothesis revisited. Nat Rev Mol Cell Biol. 9, 628-638 (2008).
- Kuraishy, A., Karin, M., Grivennikov, S. I. Tumor promotion via injury- and death-induced inflammation. Immunity. 35, 467-477 (2011).
- Herreros-Villanueva, M., Hijona, E., Cosme, A., Bujanda, L. Mouse models of pancreatic cancer. World J Gastroenterol. 18, 1286-1294 (2012).
- Johnson, R. L., Fleet, J. C. Animal models of colorectal cancer. Cancer Metastasis Rev. 32, 39-61 (2013).
