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암 연구학

Un modello di iniezione vena porta del fegato per studiare metastasi del cancro al seno

Published: December 26, 2016
doi:
10.3791/54903
, ,
1Department of Cell, Developmental and Cancer Biology,Oregon Health and Science University

Summary

A surgical procedure was developed to deliver mammary tumor cells to the murine liver via portal vein injection. This model permits investigation of late stages of liver metastasis in a fully immune competent host, including tumor cell extravasation, seeding, survival, and metastatic outgrowth in the liver.

Abstract

Il cancro al seno è la principale causa di mortalità per cancro nelle donne in tutto il mondo. metastasi epatiche è coinvolto in rialzo del 30% dei casi con metastasi del cancro al seno, e si traduce in scarsi risultati con tassi di sopravvivenza mediana di soli 4,8-15 mesi. modelli di roditori attuali di metastasi del cancro al seno, tra cui primario xenotrapianto di cellule tumorali e modelli tumorali spontanei, raramente metastatizzano al fegato. modelli di iniezione intracardiaca intrasplenico e non provocano metastasi epatiche, ma questi modelli possono essere confusi da concomitante secondaria loco metastasi, o immunità compromessa a causa di rimozione della milza per evitare la crescita del tumore al sito di iniezione. Per affrontare la necessità di migliorare i modelli metastasi epatiche, un metodo di iniezione vena porta murino che fornisce le cellule tumorali in primo luogo e direttamente al fegato è stato sviluppato. Questo modello fornisce cellule tumorali al fegato senza complicazioni di metastasi simultanee in altri organi o rimozione della milza. l'optimized protocollo vena porta impiega piccoli volumi di iniezione di 5 – 10 ml, ≥ 32 aghi calibro, e emostatico garza al sito di iniezione per il controllo per la perdita di sangue. La vena approccio iniezione portale in Balb / c femmine di topo utilizzando tre singenici linee tumorali mammarie di varia potenziale metastatico è stata testata; cellule di alta-metastatico 4T1, cellule D2A1 moderata-metastatici, e le cellule D2.OR bassa metastatico. Le concentrazioni di ≤ risultati 10.000 cellule / iniezione in una latenza di ~ 20 – 40 giorni per lo sviluppo di metastasi epatiche con il più alto metastatico 4T1 e D2A1 linee, e> 55 giorni per la linea D2.OR meno aggressivo. Questo modello rappresenta un importante strumento per lo studio del cancro al seno metastasi al fegato, e può essere applicabile ad altri tumori che spesso metastatizzano al fegato tra cui colon-retto e adenocarcinomi pancreatici.

Introduction

Breast Cancer metastasi al fegato

Il fegato è un luogo comune di metastasi del cancro al seno, insieme a ossa e polmoni 1-3. Metastasi epatiche nei pazienti con cancro al seno è un fattore prognostico indipendente per i risultati molto povere di 4,5, come la sopravvivenza mediana dei pazienti con carcinoma mammario con metastasi epatiche range da 4,8 a 15 mesi 6-9. Al contrario, i pazienti con cancro mammario con polmone o metastasi ossee hanno tassi di sopravvivenza mediana di 9 a 27,4 mesi 8,9 e 16,3 a 56 mesi 8,10-12, rispettivamente. La metastasi è un processo a più fasi, denominato la cascata metastatica, che inizia con la diffusione delle cellule tumorali nel tumore primario e termina con la mortalità paziente per la semina e la conseguenza di cellule tumorali circolanti all'interno di un organo lontana 13-15. modelli di roditori di metastasi hanno rivelato che la cascata metastatica è notevolmente inefficiente, con solo lo 0,02 – 10%di cellule tumorali circolanti che istituisce la metastasi palese 16,17. Un serio ostacolo di inefficienza metastatico è dettata dai microambienti tissutali unici nei siti secondari, chiamati nicchie metastatici 18, mettendo in evidenza l'importanza di comprendere le metastasi site-specific. La nicchia metastatica è univoco per il sito di recidiva, ed è, in parte, caratterizzata dalla deposizione di distinte proteine della matrice extracellulare 19,20, infiltrazione di diverse popolazioni cellulari immunitario 21-23, e omeostasi tissutale alterato compresa la produzione disregolata di numerose citochine, chemochine, fattori di crescita e 15,18,24,25. Così, una comprensione della specifica nicchia metastatica tessuto precede una comprensione di come indirizzare malattia metastatica. Tuttavia, i modelli robusti di metastasi epatiche sono carenti. Inoltre, i modelli migliorati di metastasi epatiche saranno essenziali per identificare nuovi target e trattamenti efficaci per pazienti con cancro mammario wimetastasi epatiche esimo.

I modelli per studiare il cancro al seno metastasi al fegato Fondata

Attualmente i modelli disponibili per lo studio delle metastasi del cancro al seno al fegato includere xenotrapianti di cellule di cancro umane in topi immunocompromessi. Questi modelli utilizzano in genere linee cellulari ben studiate umane di cancro al seno, come MCF-7 e MDA-MB-231 e nudo, Rag1 – / -, o immuni SCID compromesso host murini 26-29. Modelli di xenotrapianto offrono il vantaggio di coinvolgere linee cellulari tumorali umane derivate, tuttavia, data l'apprezzamento recente per le cellule immunitarie in metastasi 30-32 e nella resistenza terapeutica 33-35, lo studio delle metastasi in un host completo immunitario competente è di primaria importanza. I modelli per lo studio del cancro al seno metastasi al fegato nel sistema immunitario host competenti includono l'iniezione ortotopico di cellule tumorali singenici (ad esempio, 4T1 e linee cellulari D2A1) nel cuscinetto di grasso mammaria, con o senza chirurgiaresezione del tumore primario e successiva valutazione delle metastasi 36-38. Da segnalare, il tasso di metastasi epatiche da modelli di trapianto ortotopico è molto bassa o inesistente rispetto ad altri siti metastatici, come polmone 39,40, o si verifica dopo metastasi polmonari è stabilito, complicando lo studio delle metastasi epatiche specifiche 37,39 .

espianti tumore dal modelli di cancro al seno spontanee geneticamente modificati possono essere ri-iniettato nei cuscinetti adiposi mammarie di host ingenuo cellule tumorali singenici. Ad esempio, è stato recentemente riportato che i tumori spontanei da K14 Cre ECAD f / f P53 f / topi F, che modello invasivo carcinoma mammario lobulare, sviluppano tumori quando iniettate in ortotopicamente host di tipo selvatico. Dopo la resezione chirurgica di questi tumori una volta che raggiungono 15 millimetri 2, il 18% dei topi progredito di metastasi epatiche 40,41. Un terzo approccio a modello utilizza metastasi al fegatometastasi spontanea in topi geneticamente ingegnerizzati. Fino ad oggi, i rapporti di modelli murini spontanei di cancro al seno metastasi che prontamente diffuso al fegato sono infrequenti. Le eccezioni includono l'H19-IGF2, la p53 fp / fp MMTV-Cre Wap-Cre, e il K14 Cre ECAD f / f P53 f / f modelli murini geneticamente modificati, in cui metastasi epatiche si sviluppa in una bassa percentuale di topi 38,41- 43. Così, mentre i modelli di topo geneticamente facilitare lo studio di tutte le fasi della cascata metastatica, fornendo modelli potenti e clinicamente rilevanti, si sono limitati a causa di bassi tassi di metastasi epatiche 38.

Diversi modelli metastasi bypassare i passi iniziali della cascata metastatica, tra cui la diffusione delle cellule tumorali dal tumore primario e intravasation. Questi modelli permettono indagine sulle fasi successive della cascata metastatica, da stravaso di stabilimento di tumori nei siti secondari. il intModello iniezione racardiac batte cellule tumorali nel ventricolo sinistro, che distribuisce le cellule tumorali nel sistema circolatorio tramite l'aorta. iniezione intracardiaca richiede l'ecografia guidata per immagini del sito di iniezione o di altre modalità di imaging come la bioluminescenza della luciferasi tagged cellule per confermare iniezione di successo. Iniezione delle cellule tumorali attraverso il ventricolo sinistro può causare ossa, cervello, polmone, e / o di metastasi epatiche, tra gli altri organi 44-48. A causa di metastasi multi-organo, questi topi hanno bisogno spesso di essere eutanasia prima dello sviluppo di metastasi epatiche palese, negando la possibilità di indagare a fondo la crescita metastatica nel fegato. Un approccio alternativo che riduce al minimo in modo significativo lo sviluppo di multi-sito di metastasi è il modello di iniezione intrasplenico. Iniezione intrasplenico fornisce cellule tumorali attraverso la vena splenica che si unisce con la vena mesenterica superiore a diventare la vena porta 49,50. Gli animali possono essere monitorati per outgrowth di lesioni metastatiche nel fegato perché la formazione di metastasi in altri siti è raro, e come risultato, la salute generale dell'animale viene mantenuta 49,50. Tuttavia, è importante notare che il modello intrasplenico richiede splenectomia evitare tumori splenici 49,50, una procedura che impatti funzione immunitaria. Ad esempio, infarto del danno da ischemia riperfusione è caratterizzata da infiltrazione di Ly6C + sottoinsiemi monociti che hanno origine dalla milza e sono responsabili della fagocitosi e l'attività proteolitica durante la guarigione delle ferite a seguito di ischemia 51,52. Con la splenectomia, vi è una riduzione osservata nelle popolazioni monociti che aiutano nella guarigione delle ferite 52. Inoltre, la splenectomia ha dimostrato di ridurre la crescita del tumore primario e metastasi polmonari in un modello di tumore polmonare non a piccole cellule, in particolare attraverso la riduzione del numero di circolante e intra-tumorale CCR2 + CD11b + Ly6C + myelo monociticacellule id 53. Inoltre, la splenectomia dopo l'iniezione intrasplenico delle cellule tumorali del colon portato a livelli ridotti di cellule natural killer anti-tumorali nei linfonodi mesenterici e elevata metastasi epatiche 54. In sintesi, questi risultati suggeriscono che la splenectomia compromette il ruolo del sistema immunitario con successive conseguenze per il destino della cellula metastatica.

Portal Vein Modello Iniezione di fegato metastasi

Per studiare il cancro al seno metastasi al fegato in un host completo immunitario competente, in condizioni in cui i topi non sono compromesse a causa di metastasi multi-organo, un modello di iniezione vena porta è stato sviluppato. Modelli ad iniezione intraportale sono stati utilizzati in precedenza per studiare metastasi del fegato di colorettale 55,56 e melanoma 16 linee di cellule; Qui si descrive l'applicazione dell'iniezione intraportale per modellare singenici mammaria metastasi delle cellule tumorali. Questo modello può essere utilizzato per studiarele fasi successive della cascata metastatica, tra cui il cancro al seno stravaso delle cellule e la semina, le decisioni sul destino delle cellule tumorali per quanto riguarda la morte / proliferazione / dormienza, e escrescenza in lesioni evidenti. In questo modello, linee cellulari tumorali mammarie singenici vengono iniettati attraverso la vena porta di topi femmine Balb / c immunocompetenti, un metodo che fornisce le cellule tumorali in primo luogo e direttamente al fegato senza rimozione della milza. Per sviluppare questo modello, l'uso di quattro linee di cellule tumorali mammarie che variano nella loro capacità metastatica dal basso verso l'alto sono stati impiegati: D2.OR, D2A1, e 4T1, e hanno impiegato D2A1 con i tag proteina fluorescente verde (GFP-D2A1) per indagare in anticipo il tempo-punti dopo l'iniezione delle cellule tumorali. 4T1 è una linea di cellule altamente metastatico derivato dal 410.4 tumore che spontaneamente sorto in un mouse 36,37 MMTV + Balb / c femminile e metastatizza ai polmoni, fegato, cervello e ossa da pad grasso mammario tumori primari 39,57,58. cellule tumorali D2A1 were anche in origine deriva da un tumore mammario spontanea provenienti da uno / c ospite Balb dopo il trapianto di cellule D2 iperplastici nodulo alveolari, e si conferma essere metastatico dal tumore primario al polmone 59,60. Cellule tumorali D2.OR sono una linea sorella non metastatico alla linea D2A1 e, sebbene sfuggire il tumore primario e arrivano a siti secondari, raramente stabiliscono metastasi a distanza 60,61.

Inoltre, è importante evitare l'uso di farmaci di gestione del dolore comunemente impiegati compresi i farmaci non steroidei anti-infiammatori (FANS) durante o dopo l'intervento chirurgico. FANS hanno attività antitumorale in alcuni tipi di cancro al seno 62-65, e alcune classi di FANS aumentano il rischio di epatotossicità 66,67, compromettendo potenzialmente lo studio delle metastasi del fegato e la nicchia metastatico del fegato. Inoltre, gli studi suggeriscono che i FANS influenzano direttamente il microambiente del tessuto, riducendo ext pro-metastaticoproteine della matrice racellular tenascin-C 68 e collagene fibrillare 62,65. In alternativa, l'uso di un derivato oppiaceo, buprenorfina, è stato utilizzato per la sua efficacia nel trattamento del dolore roditore 69 a causa della mancanza di prove che gli oppioidi hanno attività antitumorale 70. Questo modello di iniezione vena porta è stato ottimizzato per i piccoli volumi di iniezione di 5 – 10 ml al fine di evitare inutili danni al fegato. Il modello è stato ottimizzato per includere aghi con diametro minore (≥ 32 gauge) e l'uso di garza emostatica immediatamente dopo l'iniezione per ridurre al minimo la perdita di sangue durante la procedura. In contrasto con questi parametri di iniezione ottimizzata, il numero di cellule dovrebbero essere determinati su base individuale, in base al potenziale oncogeno della linea cellulare. Tuttavia, a partire da ≤ 10.000 cellule / iniezione per studi a lungo termine è raccomandato. Per gli endpoint più brevi (ad esempio, 24 ore dopo l'iniezione) notevolmente più cellule tumorali (per esempio,1 x 10 5 – 1 x 10 6) può essere utilizzato se giustificato. In sintesi, il modello iniezione vena dettagliato qui rappresenta un utile strumento per lo studio delle metastasi del cancro al seno al fegato ed elude un certo numero di limitazioni di altri modelli metastasi epatiche. Questo modello facilita lo studio di stravaso di cellule tumorali, la semina, le decisioni destino primi di sopravvivenza, la proliferazione, e dormienza, e escrescenza metastatico in immunitarie host murini competenti.

Protocol

Tutte le procedure di animali in questo articolo sono stati esaminati e approvati dal Oregon Health & Science University Institutional Animal Care e del Comitato Usa. 1. Preparazione della zona e strumenti chirurgici Preparate le forbici, pinze, e emostatico in autoclave a 124 ° C per 30 minuti, 1 – 2 giorni prima ambulatori programmati. Garantire l'accesso alla biancheria da letto autoclavato o sterili, gabbie, e cibo per il recupero post-chirurgico. Preparare una zona chirurgica asettica, preferibilmente in una cappa a flusso laminare. Pulire tutte le superfici della zona chirurgica con 10% di candeggina, compreso il rilievo di riscaldamento, fonte di luce, tubi anestesia e cono, e qualsiasi altra parte della suite chirurgica che sarà in prossimità della procedura chirurgica mentre viene eseguita . Nell'area chirurgica asettica, posizionare il rilievo di riscaldamento puliti con garza sterile, fonte di luce, tubi di anestesia e nosecone, siringhe da insulina, 1 ml siringhe, bupivacaina, lacrime artificiali, soluzione salina sterile, 2 x 2 "spugne di garza sterile, 4 x 4" garza sterile, tagliati garza emostatica in 0,5-1 cm 2 pezzi, forbici, pinze, emostatico, 4-0 punti di sutura Vicryl con l'ago cono, e 50 ml 2% clorexidina gluconato in un contenitore autoclave. Assicurarsi che ci sia spazio in questo spazio per le cellule tumorali preparati memorizzati su ghiaccio. In panchina adiacente all'area chirurgica, preparare l'area di recupero con una seconda piastra elettrica e gabbie pulite con biancheria da letto sterile. NOTA: Questa zona può anche oggetti di casa, come uno sterilizzatore tallone. 2. Portal Vein Injection Un'ora prima delle iniezioni pianificate, trattare Balb / c topi di sesso femminile di età compresa tra 8 – 15 settimane con 100 ml di 0,015 mg / ml buprenorfina, per via sottocutanea, per la gestione del dolore. NOTA: Questo protocollo iniezione può essere applicato a qualsiasi ceppo di topo femmina o maschio a qualsiasi età, utilizzando l'appropriatolinee cellulari di modifica del ceppo. Preparare le cellule tumorali per iniezione basati su protocolli per la linea cellulare o tumore espianto di scelta. Testare tutte le linee cellulari tumorali prima della somministrazione per la presenza di patogeni murini per ridurre il rischio di introdurre tali patogeni nella colonia animale. Per le linee cellulari tumorali Balb / c singenici tra cui D2A1, D2.OR, e le cellule tumorali 4T1, le cellule disgelo in una piastra di coltura tissutale 10 cm 3 giorni prima dell'iniezione in modo tale che le seguenti cellule giorno sono a ~ 90 – 100% di confluenza. Lavare le cellule disgelo cellule tumorali dopo 1 giorno, una volta con 1x tampone fosfato salino (PBS) e trypsinize cellule confluenti tumorali utilizzando 2 ml di 0,05% tripsina a 37 ° C per 5 min. Aggiungere 8 ml di completo supporti (DMEM alto glucosio, 10% di siero bovino fetale, 2 mM L-glutammina, penicillina e 1x / streptomicina) ed il passaggio 01:10 in un fresco 10 centimetri piatto con 10 ml di completo media. Il giorno delle iniezioni, lavare le cellule una volta con PBS 1x e trypsinize come descritto sopra. Risospendere le cellule trypsinized in 8 ml di completo supporto centrifugare per 5 min a 1500 xg, rimuovere il supporto e risospendere in 5 ml di PBS 1X. Contare le cellule su un emocitometro utilizzando esclusione trypan blu per la valutazione vitalità. Risospendere le cellule per l'iniezione in 1x PBS ad una concentrazione predeterminata e volume. NOTA: 5 – 10 ml è raccomandato come volumi di iniezione più piccole evitare inutili danni al fegato. Mantenere le cellule in ghiaccio per la durata delle iniezioni. A seguito del completamento delle iniezioni, restituire un campione di cellule al laboratorio e posto nella cultura in completa dei media per 1 giorno a garantire la redditività. Posizionare il mouse in anestesia: 2 – 2,5% isoflurano (2-cloro-2- (difluorometossi) -1,1,1-trifluoro-etano) erogata in ossigeno. Mantenere la temperatura corporea con il pad di riscaldamento. Garantire la completa anestesia valutando per una reazione ad un pizzico dito del piede, e poi mantenere anestheSIA a 2 – 2,5% isoflurano. NOTA: E 'importante monitorare gli animali tasso di respirazione e regolare la portata isoflurano di conseguenza tutta la procedura. Mettere una piccola quantità di lacrime artificiali o veterinario pomata sopra ogni occhio per evitare un eccessivo essiccamento degli occhi durante la procedura chirurgica. Posizionare il mouse in posizione supina, sul dorso con l'addome esposto. Rimuovere capelli sul lato sinistro ventrale del roditore dal secondo spazio costola fino al 4 ° inguinale capezzolo ghiandola mammaria pulendo la zona con depilatoria chimica. Lasciare che il depilatoria a sedere per 1-2 minuti e poi rimuovere completamente con garza e H 2 O. Questo passaggio può essere fatto 1 – 2 giorni in anticipo per risparmiare tempo se numerosi interventi chirurgici sono in programma. Prendere una 2 x 2 "garza sterile (imbevuta di 2% clorexidina) e pulire il mouse sul sito di depilazione. Sterilizzare l'area intera circostante, compresa la coda, per minimizzare cont battericaamminazione di strumenti. Pulire il sito di rimozione dei capelli e la zona circostante verso il basso con un tampone di alcool prep. Ripetere 2% clorexidina e passaggi alcool ancora una volta e finire con un clorexidina finale pulire giù per un totale di tre 2% clorexidina e due lavaggi alcol prep pad. Non la clorexidina finale pulire in modo tale che la sostanza chimica non è gocciolante attorno al sito chirurgico per evitare di clorexidina sugli organi interni. NOTA: Applicazione di grandi quantità di clorexidina e alcool alla pelle e pellicce circostante può provocare un calo significativo della temperatura corporea. Non pulire con eccesso di volume durante le fasi di 2.7-2.9. Mantenere la temperatura corporea con una piastra elettrica. Utilizzando guanti sterili e un bisturi sterilizzato con lama sterile, fare una singola incisione 1 pollice nella pelle tra i piani mediani e sagittale sul lato sinistro del mouse, partendo appena sotto le costole e termina appena sopra il piano della quarta inguinale mammaria capezzolo della ghiandola. Utilizzando forbici e pinze in autoclave o tallone sterilizzati, fare una simile 1 pollice incisione nel peritoneo. Evitare di tagliare nel cuscinetto di grasso mammaria e garantire di non tagliare l'intestino, fegato, o il diaframma. Inserire un "garza 4 x 4 imbevuto in soluzione fisiologica sterile sul lato sinistro del mouse, in cui è stata fatta l'incisione, in modo tale che gli organi interni possono essere immessi sul garze e non entrano in contatto con la pelle circostante o area chirurgica. Preparare le cellule tumorali pipettando su e giù più volte come le cellule tumorali si depositerà durante la preparazione del mouse. Preparare un 25 microlitri rimovibile ago della siringa e l'ago 32-gauge con le cellule tumorali. Premere sulla siringa fino cellule tumorali sono sulla punta dell'ago e lo stantuffo è al volume adeguato di iniezione; evitare l'iniezione di bolle d'aria. Pulire l'esterno dell'ago con un tampone di alcool sterile per eliminare cellule tumorali esterni. Usare cautela per evitare punture. Tenere il sid medianae dell'incisione, compresa la pelle e fodera peritoneale, da parte con le pinze e utilizzare un tampone di cotone sterile per tirare con attenzione i grandi e piccoli intestini fuori, mettendoli sulla garza sterile imbevuta di soluzione salina sterile. Estrarre grandi e piccoli intestini fino a quando la vena porta viene visualizzato. Coprire gli organi interni della soluzione salina garza imbevuta di mantenere l'umidità interna e la sterilità. Avere un assistente, indossando anche guanti sterili, tenere gli intestini avvolti nella soluzione salina garza imbevuta leggermente fuori del modo con un cotone sterile punta tampone per rivelare appieno la vena porta. Inoltre, può essere necessario utilizzare all'emostato o pinze autoclavato per tenere il tessuto parte sul lato mediano del incisione. Inserire l'ago caricato con cellule tumorali ~ 3 – 5 mm nella vena porta ~ 10 mm sotto il fegato con un angolo <5 ° alla vena, con smusso rivolto verso l'alto. Iniettare lentamente il volume completo contenente le cellule tumorali. Permettere al sangue di fluire oltre l'ago head per alcuni secondi per evitare il riflusso di cellule tumorali di vena. Ridurre il movimento dell'ago nella vena durante l'iniezione. Anche in questo caso, fare attenzione per evitare punture. NOTA: Visualizzazione della vena porta avviene senza ingrandimento, tuttavia un microscopio stereo può essere utilizzato se si preferisce. Rimuovere l'ago e contemporaneamente mettendo un cotton-fioc sterili sulla vena con la pressione. Con l'assistente ancora in mano l'intestino da parte mettere un pezzo di 0,5-1 cm 2 emostatico garza sul sito di iniezione in vena. NOTA: polvere Hemostatic è stato anche tentato per questo passo nel protocollo, ma non è stato efficace nel fermare la perdita di sangue venoso dopo l'iniezione. Tenere la garza emostatico al sito di iniezione con una pressione da una sterile, cotton-fioc per 5 min. Valutare chiusura della vena sollevando attentamente la garza emostatica, se i bastoncini garza al tessuto circostante, una piccola quantità di sterile soluzione salina può essere utilizzato per assorbire e sollevare la garza. Se si verifica perdita di sangue in questo momento, posizionare un pezzo aggiuntivo di garza emostatica al sito con pressione per altri 5 min. Quando il flusso di sangue è completamente cessata, rimuovere la garza dal mouse. NOTA: La perdita di sangue durante la procedura chirurgica deve essere attentamente valutato e se il volume totale consentita la perdita di sangue è raggiunto o superato (basato su procedure operative standard normativi per commissioni di revisione istituzionali del sperimentatore) il mouse deve essere eutanasia mentre sotto anestesia da perfusione cardiaca. Una volta che il sito di iniezione è considerato integro, senza il sangue dal sito di iniezione, posizionare gli organi interni delicatamente nella cavità addominale. Suturare il rivestimento peritoneale e quindi la pelle con sterile sutura 4-0 Vicryl e ago cono utilizzando un semplice modello continuo o interrotto di sutura. Tipicamente, chiudendo l'incisione richiede 10-15 suture. Iniettare 100 ml di bupivacaine (5 mg / ml) lungo il sito di incisione per la gestione del dolore locale utilizzando una siringa da insulina. Iniettare 0,5 ml di soluzione fisiologica sterile per via sottocutanea con una siringa da 1 ml con ago 26-gauge per l'idratazione. Ambulatori impiegano 15 – 25 minuti per completare. Per mantenere condizioni di sterilità durante l'intervento chirurgico, in modo che tutti gli strumenti ei materiali che entrano in contatto con il mouse, tra cui le mani guantate, vengono pulite adeguatamente prima del contatto. Dove possibile uso di materiali sterili e guanti, o minimamente utilizzano una soluzione di etanolo al 70% o soluzione di candeggina al 10% per pulire. Se più interventi chirurgici sono previsti per una singola sessione di rifare l'area chirurgica iniziale con drappeggio fresco sterili, siringhe da insulina, 1 ml siringhe, soluzione fisiologica sterile, "spugne sterili garza, 4 x 4" 2 x 2 garza sterile, garza emostatica tagliato a 0,5 – 1 cm 2 pezzi, 4-0 punti di sutura Vicryl con ago cono, e il 2% clorexidina. Bead-sterilizzare le forbici, pinze, e emostatico in mezzo ambulatori e consentireraffreddare adeguatamente prima del riutilizzo. 3. Recupero, Monitoraggio del roditore salute e analisi end-point Dopo l'intervento chirurgico è completa, di mantenere topi su una piastra elettrica per il recupero in libera biancheria da letto-, gabbie da un minimo di 20 min. I topi di solito prendere 2 – 4 minuti a svegliarsi dall'anestesia. Non restituire un animale che ha subito un intervento chirurgico per la convivenza con altri animali fino a quando non ha pienamente recuperato da anestesia. Non lasciare un animale incustodito mentre si sta riprendendo coscienza e monitorare fino a quando l'animale ha riacquistato la capacità di mantenersi in decubito sternale. Dare topi 0,05-0,1 mg / kg di buprenorfina per la gestione del dolore ogni 6-12 ore dopo l'intervento, per un massimo di 72 ore. Controllare suture quotidianamente per garantire che rimangono intatti durante la guarigione. Nel caso in cui le suture venire annullata, posizionare il mouse in anestesia, rimuovere punti di sutura rimanenti, e sostituire. In caso di infezione o inflammzione consultare il personale veterinario. NOTA: infezione o infiammazione non è stato riscontrato con questo protocollo. Per gli studi di metastasi, di eseguire controlli sanitari ogni giorno fino a quando sono stati osservati segni esteriori della malattia metastatica compresi, ma non limitati a:> peso del 10% di perdita / guadagno, scruffiness, perdita di attenzione a un ambiente, addominali edema / ascite, occhi chiari e le orecchie, o una posizione ricurva. NOTA: controlli sanitari quotidiani sono particolarmente importanti quando si sviluppa il modello per l'uso con una nuova linea di cellule o la concentrazione delle cellule fino a quando la linea temporale di metastasi è ben compreso. Alla studio end-point, eutanasia topi da CO 2 inalazione seguita da dislocazione cervicale. NOTA: I metodi alternativi di eutanasia approvato dal comitato di sorveglianza degli investigatori può essere utilizzato, tra cui la perfusione con PBS 1x mentre sotto anestesia. Perfusione del fegato viene eseguita cannulating la vena porta, snipping la vena cava inferiore e spingendo 1x PBS thruvida la vascolarizzazione fegato ad una velocità di 4 ml / min per 1 – 2 minuti per rimuovere il sangue e leucociti circolanti. NOTA: A seconda del punto finale per lo studio, la linea cellulare, e la concentrazione utilizzata, palese metastasi epatiche può o non può essere evidente a necroscopia. Le lesioni micrometastasi possono essere rivelati con l'analisi istologica del fegato. Gli endpoint variano in base al disegno dello studio. Estrarre il fegato con le forbici e pinze rimuovendo prima la colecisti, poi tagliare la vena cava inferiore superiore al fegato. Tagliare la vena cava, vena porta e dell'arteria epatica inferiore al fegato. Rimuovere il fegato intero delicatamente e lavare 5x in 1x PBS. Separare il fegato in a sinistra, a destra lobi, mediana, e caudato. fegato correzione formalina nel 10% formalina tamponata neutra per 48 ore agitando a temperatura ambiente. Processo tessuti attraverso una serie di alcoli in crescente concentrazione e xilene; paraffina incorporare il tessuto fisso 71 </sup>. NOTA: In alternativa, il fegato può essere a scatto congelato inserendo tessuti in un cryomold con temperatura di taglio ottimale (OCT) formula e congelamento su pellets di ghiaccio secco sommerso in 95% di etanolo. Utilizzando un microtomo, tagliato in blocco tessuti inclusi in paraffina in modo tale che una dimensione di match-capo del tessuto è rivelato. Tagliare cinque sezioni seriali di 4 micron, questo costituisce il primo livello per l'analisi. Tagliare 250 micron di tessuto, gettare queste sezioni nei rifiuti. A 250 micron tagliare un secondo livello di cinque sezioni seriali 4 micron. Ripetere se necessario per sezione attraverso tutto il fegato. Ematossilina e eosina la prima sezione di ogni livello per valutare per le metastasi 72. NOTA: per tessuti a scatto congelato utilizzare un criostato per tagliare sezioni. NOTA: Il rilevamento di malattie micrometastatica richiederà colorazione specifica delle cellule tumorali. Rimuovere i topi da studio, se non vi è la crescita del tumore al dell'incisione sedersie, come questo indica una perdita di cellule tumorali nella cavità peritoneale dopo l'iniezione. NOTA: Questo problema non è stato osservato.

Representative Results

Il modello di iniezione vena porta, in cui le cellule tumorali vengono consegnati direttamente al fegato tramite una procedura chirurgica, consente per l'iniezione delle cellule tumorali nella vena porta. In condizioni antisettiche, in un mouse anestetizzato, incisione chirurgica a ~ 1 pollice è realizzata sul lato sinistro del mouse tra i piani mediani e sagittale, partendo appena sopra il piano della quarta inguinale tettarella ghiandola mammaria e termina appena sotto le costole . I grandi e piccoli intestini sono delicatamente tirato attraverso l'incisione per fornire la visualizzazione della vena porta (Figura 1A). Accurata individuazione anatomica della vena porta e di successo iniezione intra-portale può essere confermata con la pratica del protocollo di iniezione con l'India inchiostro o un colorante simile. Iniezione corretto attraverso la vena porta comporterà l'inchiostro trasmesso immediatamente e specificamente al fegato, e non comporta spread china al polmone (Figure 1B). Inoltre, utilizzando le cellule tumorali mammarie D2A1 del mouse taggati con GFP, la dispersione delle cellule tumorali in tutto il fegato è evidente a novanta minuti dopo l'iniezione, confermando portale consegna iniezione vena al fegato (Figura 1C). A maggiore ingrandimento diventa evidente che a 90 min dopo l'iniezione, le cellule tumorali si trovano all'interno sinusoidi, così come all'interno del parenchima epatico in prossimità di triadi portali, dove il sangue vena entra nel fegato (Figura 1C). Questi dati suggeriscono che lo stravaso delle cellule tumorali attiva si sta verificando a iniezione cellula post-tumorale 90 min. Presi insieme, questi dati confermano che il modello iniezione vena porta trasporta il volume di iniezione direttamente al fegato, con le cellule tumorali inchiostro o dispersi nel fegato e non apprezzabile trasporto di volume di iniezione al polmone. Per valutare la robustezza del modello di iniezione vena porta, tre SEPARate linee di cellule tumorali mammarie del mouse singenici sono stati testati in adulti di sesso femminile topi BALB / c. Queste linee tumorali mammarie sono stati selezionati in base al loro comportamento caratterizzato modelli pad grasso mammario e comprendono la 4T1 linea molto aggressiva e metastatica delle cellule, la linea D2A1 metastatico meno aggressivo, e la linea D2.OR basso / non-metastatico 37,61,73 , 74. 2.000 e 10.000 cellule per iniezione sono stati testati con differenze notevoli nella tempo allo sviluppo di metastasi palese con queste concentrazioni di cellule basse. Per questi studi indicatori surrogati di metastasi sono stati usati come la mancanza di grooming, pallore, e perdita di peso per giustificare autopsia, su cui la presenza o assenza di metastasi epatiche sono stati confermati dalla valutazione visiva del fegato e altri organi per confermare la consegna intra-portal . Questi dati confermano precedenti relazioni che le linee di cellule 4T1 e D2A1 rappresentano linee di tumore mammario più aggressive, come si osservano tassi di sopravvivenza libera più breve metastasi rispetto ai topi iniettaticon la linea D2.OR meno aggressivo (Figura 2A). I topi iniettati con cellule 4T1 o D2A1 tumorali sviluppato metastasi epatiche palesi in ~ 30 – 40 giorni dopo l'iniezione, e un po 'di metastasi sviluppata già a 18 giorni dopo l'iniezione (Figura 2A), mentre solo un mouse iniettati con cellule D2.OR aveva sviluppato metastasi epatiche palesi, a fine studio, che è stato di 60 – 65 giorni iniezione cellula post-tumorale. Le metastasi sono stati successivamente confermati sezionando attraverso il fegato in 250 micron livelli e analizzare ematossilina e eosina (H & E) sezioni colorate (Figura 2B-D). Oltre al rilevamento delle lesioni metastatiche evidenti nel fegato di topo, il modello vena porta può anche essere utilizzata per studiare gli eventi precedenti nella cascata metastatica incluso il rilevamento di cellule singole / gruppi di cellule dopo stravaso, e formazione di lesioni micro-metastatico. Multiplex immunofluorescenza-colorazione è stata utilizzataper rilevare 4T1, D2A1, e le cellule tumorali mammarie D2.OR nel fegato quando sono presenti come singole cellule o lesioni micro-metastasi, come H & E non è sufficiente a confermare la presenza di piccole lesioni. La figura 3A mostra un fegato di topo Balb / c rappresentante con un foci micrometastatica putativo di cellule tumorali D2A1 che sono positivi per la epiteliale cheratina CK18, negativo per il marcatore CD45 pan-immuni, e negativo per il marcatore epatociti Heppar-1. Gli epatociti anche macchia positivo per CK18, che richiede l'uso di Heppar-1 in questo pannello colorazione. Una nota importante è che le cellule epiteliali del dotto biliare e progenitrici epatiche macchia positivo per CK18, che richiedono un'attenta discriminazione tra cellule tumorali e vie biliari, in particolare in sede di valutazione regioni periportali (Figura 3A). Un'alternativa al multiplex immunofluorescenza per identificare le cellule disseminate singole e foci micrometastasi è quello di utilizzare singenici linee tumorali mammarie taggati con maggiore verde fluorescenteproteine (eGFP) e / o luciferasi ed eseguire IHC per il tag (Figura 1C). A causa della immunogenicità di eGFP, luciferasi, e altre proteine, è indispensabile utilizzare modelli murini che sono controllo tolleranti a queste proteine, come il romanzo immunitario competente mouse "testa incandescente" che esprime eGFP e luciferasi nella ghiandola pituitaria anteriore 75. Per l'identificazione delle lesioni macrometastatic di linee singenici senza tag come la linea D2A1 tumore, la immunofluorescenza multiplex CK18 / Heppar-1 / CD45 è ideale (Figura 3B). Figura 1: Portal Vein Injection trasporta cellule tumorali direttamente al fegato. A) Portal iniezione vena; l'incisione viene fatta tra la mediana e sagittale sinistra, da sopra il piano della quarta inguinale tettarella ghiandola mammaria e termina appena sotto la rib gabbia. B) Balb / c fegato con iniezione PBS (a sinistra). Dopo l'iniezione di inchiostro India attraverso la vena porta, il fegato (al centro), ma non il polmone (a destra) prende l'inchiostro. C) immagini sezione sottile rappresentativi di cellule tumorali mammarie D2A1 topo contrassegnate con GFP in un / c fegato di topo Balb a 90 min dopo l'iniezione di 1 x 10 6 cellule tumorali attraverso la vena porta. I fegati sono stati fissati in formalina, inclusi in paraffina, sezionati, e colorati con anticorpo anti-GFP per il rilevamento delle cellule tumorali. Pannello superiore mostra le cellule tumorali marrone scuro macchiato (frecce) sparsi per il fegato, asterisco denota non specifica colorazione epatociti intorno vene centrali; barra della scala = 300 micron. pannelli inferiori mostrano immagini rappresentative di cellule tumorali a 90 minuti dopo l'iniezione ancora strettamente associato con vascolare; barra della scala = 50 micron. Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura. <pclass = "jove_content" fo: keep-together.within-page = "1"> Figura 2: conseguenza del mouse tumore mammario linee cellulari nel fegato seguito vena porta di iniezione. A) di Kaplan-Meier curva che mostra i tassi di sopravvivenza libera da metastasi nei topi iniettati con 2000-10000 cellule 4T1, D2A1, o D2.OR il mouse tumore mammario. I topi sono stati iniettati con cellule tumorali e monitorati per segni di metastasi, tra cui la mancanza di governare, occhi chiari, e variazioni di peso. Metastasi è stata confermata al momento della necroscopia e da H & E su sezioni istologiche del fegato. N = 2 4T1 2.000 cellule; 2 4T1 10.000 cellule. N = 2 D2A1 2.000 cellule; 3 D2A1 10.000 cellule. N = 3 D2.OR 2.000 cellule; 3 D2.OR 10.000 cellule. Rappresentante H & E le immagini di B) 4T1 lesioni a 21 giorni dopo l'iniezione di 10.000 cellule, C) lesioni D2A1 a 26 giorni dopo l'iniezione di 10.000 cellule tumorali, e D) lesioni D2.OR a59 giorni dopo l'iniezione di 10.000 cellule; barre di scala = 75 micron. Lesioni simili sono stati osservati quando 2.000 cellule 4T1 o D2A1 tumorali sono state iniettate. Non lesioni sono stati rilevati con 2.000 celle D2.OR. Nessuna evidenza di metastasi in altri organi o al sito di incisione chirurgica era evidente in qualsiasi mouse su questi studi. Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura. Figura 3: Rilevamento di singole cellule e metastatici lesioni nel fegato mouse utilizzando Multiplex immunofluorescenza. A) multiplex immunofluorescenza Rappresentante delle cellule tumorali in D2A1 a / c fegato di topo Balb a 90 minuti dopo l'iniezione utilizzando il modello di iniezione vena porta. La colorazione è stata effettuata utilizzando un kit multiplex. Da sinistra a destra mostra DAPI; CD45 per contrassegnare leucociti; Heppar-1 MARk epatociti; e CK18 per marcare le cellule tumorali, epatociti, e dotto biliare epitelio. Immagine unita mostra un gruppo putativo di CK18 + Heppar-1 – cellule tumorali D2A1 strettamente legate con una triade portale – CD45. Freccia = cellule tumorali D2A1, asterisco = dotto biliare epitelio; barra della scala = 25 micron. B) Un rappresentante palese D2A1 lesione metastatica utilizzando lo stesso pannello di colorazione, come nelle cellule tumorali sono A. CK18 +, mentre gli epatociti adiacenti sono CK18 + Heppar-1 +; barra della scala = 25 micron. Le immagini sono state catturate su un microscopio con 20 x 0,8, 40 x 1,3, e 60 x 1.4 obiettivi e camera CCD, utilizzando il software microscopio. Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.

Discussion

Il portale topo modello di iniezione vena Balb / c consente lo studio delle lesioni tumorali mammarie nel fegato in assenza di confusione metastasi multi-organo e in un host completo immunitario competente. Il nostro protocollo è un avanzamento di procedure chirurgiche precedentemente pubblicati che consentono l'accesso alla vena porta per l'iniezione di cellule tumorali direttamente nel fegato 16,55,56. Un avanzamento abbiamo fatto è di ridurre significativamente il numero di cellule tumorali iniettate da ≥ 1 x 10 5 cellule / iniezione 16,55,56 fino a ≤ 10.000 cellule tumorali / iniezione. Abbiamo inoltre ampliato il modello per lo studio delle metastasi del cancro al seno al fegato. Usando questo protocollo, due linee cellulari di cancro mammario con potenziale metastatico sviluppare metastasi epatiche con una latenza più breve di una linea di cellule tumore mammario più di riposo. Inoltre, in momenti iniziali, le cellule tumorali sono distribuiti in tutto il parenchima epatico come gruppi singoli o piccoli unici ceLLS dopo l'iniezione delle cellule tumorali. Il modello è pronta ad affrontare le questioni di efficienza metastatico tra cui stravaso cellule tumorali, la sopravvivenza delle cellule, dormienza, e la proliferazione – tutti i fenotipi che contribuiscono allo sviluppo della malattia metastatica micro-metastatico e palese nel fegato.

È importante considerare numerosi aspetti del protocollo di iniezione vena prima di iniziare studi. decidere con attenzione su linee cellulari, la concentrazione cellulare, il numero totale di cellule, e end-point di interesse sulla base di studi esplorativi più piccoli è altamente raccomandato. Inoltre, l'utilizzo di host competenti immunitarie e linee cellulari singenici è della massima importanza per comprendere le interazioni cellula ospite-tumorali. Il mouse di nuova concezione "testa incandescente" che esprime eGFP e luciferasi dalla ghiandola pituitaria anteriore è uno strumento importante per eliminare le risposte di accoglienza per esogeno eGFP e luciferasi, proteine spesso utilizzati per codificare le linee mammaria tumorali 75 </sup>. L'uso del mouse "testa incandescente" e singenici contrassegnata con le cellule tumorali faciliteranno una facile identificazione delle cellule disseminate singole e focolai micrometastatica dalla IHC senza la preoccupazione di risposte infiammatorie a eGFP o luciferasi. Allo stesso modo, scegliendo con cura le strategie di gestione del dolore per garantire anti minimo o impatto pro-tumorale dal regime di trattamento farmacologico è fortemente raccomandato. passaggi critici in questo protocollo sono il mantenimento di condizioni di sterilità durante interventi chirurgici al fine di garantire che l'infezione non si verifica, in modo da confondere alcun risultato. E 'anche importante che l'ago sia correttamente posizionato nella vena porta di garantire che le cellule tumorali sono consegnati al fegato. Praticare il protocollo con coloranti come l'India inchiostro aiuterà con questo problema. la crescita del tumore al sito di incisione della pelle è il migliore indicatore che si è verificato il posizionamento dell'ago improprio. Infine, è fondamentale che la perdita di sangue dalla vena porta è adeguatamente controllato e cessa completamente prima suturing l'animale. L'uso di garza emostatica diminuisce notevolmente il rischio di perdita di sangue incontrollata dalla vena porta dopo l'iniezione. Nelle nostre mani, la mortalità correlata procedurale a causa della perdita di sangue dalla vena dopo iniezione è stato ridotto dal 30% al 2% dei topi con l'uso di garza emostatica.

È importante notare che il modello iniezione vena non replica il pieno cascata metastatica, ma è limitata allo studio di stravaso cellule tumorali, tumore interazioni cellula-nicchia seguente stravaso e la crescita tumorale. I modelli che replicano con precisione il pieno a cascata metastatica al fegato, come ad esempio si verifica nei pazienti, sono urgentemente necessari. Un'ulteriore limitazione del modello di iniezione vena porta è che si confonde con l'impatto della chirurgia sull'host, con la guarigione delle ferite noti per influenzare la progressione della malattia 76,77.

Il modello di iniezione vena porta rappresenta un miglioramento su altre iniezionemodelli per studiare metastasi epatiche, tra cui intracardiaca e modelli intrasplenico. In particolare, il modello di iniezione vena consente lo studio di una gamma più ampia di progressione della malattia rispetto al modello intracardiaco, che è spesso limitata dalla metastasi concomitanti in altri tessuti. Inoltre, il modello vena porta non è complicato dalla rimozione della milza, come avviene nel modello intrasplenico.

Il modello di iniezione vena può rivelarsi uno strumento utile per lo studio di metastasi epatiche in generale. metastasi epatiche è il sito più frequente di metastasi in adenocarcinomi complessiva, con tassi particolarmente elevati nel cancro pancreatico (85% delle metastasi sono al fegato), del colon e adenocarcinomi rettali (> 70%), così come lo stomaco e dell'esofago (> 30 %) 1. Sebbene i modelli tumorali primarie spontanee e ortotopici di adenocarcinomi pancreatici e del colon più facilmente metastasi al fegato 78,79, il modello di iniezione vena porta può prove utile per comprendere il processo metastatico di questi tumori come la consegna controllata di cellule tumorali consente valutazioni biochimici, molecolari e istologiche in determinati momenti dopo l'arrivo delle cellule tumorali. In sintesi, il modello iniezione vena porta rappresenta un miglioramento importante modelli metastasi epatiche disponibili per il cancro al seno, e può essere applicata anche al campo di metastasi epatiche in generale.

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

The authors would like to acknowledge Alexandra Quackenbush for assisting with surgical procedures during filming of the video protocol, Hadley Holden for histological support, Sonali Jindal for input on tumor and liver pathology during method development, and Breanna Caruso for critical review of the manuscript. The D2A1 and D2.OR mammary tumor cells were a gift from Dr. Ann Chambers, the D2A1-GFP tumor cells were a gift from Dr. Jeffrey Green, and the 4T1 tumor cells were a gift from Dr. Heide Ford. The OHSU Advanced Light Microscopy Core at the Jungers Center was utilized for imaging. The work included in this manuscript includes funding from NIH/NCI NRSA F31CA186524 (to ETG) and NIH/NCI 5R01CA169175 (to PS).

Materials

1 ml Syringe w/ 26-gauge Needle BD Syringe 309597 For subcutaneous buprenorphine injection; use caution, sharp
Alcohol Prep Pads Fisher Scientific 06-669-62 For cleaning of abdomen prior to surgical incision
All Purpose Sponges, Sterile Kendall 8044 4" x 4", use dipped in sterile saline to keep large and small intestines protected and hydrated during surgery
Artificial Tears Rugby 370114 Mineral oil 15%, white petrolatum 83%; use to protect eyes during surgery
Buprenorphine HCl, 0.3 mg/ml Mfg. by Reckitt Benckiser NDC-12496-0757-1 Use at 0.05 – 0.1 mg/kg body weight, 1-2x daily for 72 hours, injected subcutaneously
Bupivacaine HCl, 0.5% (5 mg/ml) Mfg. by Humira Inc NDC-04091163-01 Use at 0.5%, 1x immediately after surgery, 10 ul injected subcutaneously at incision site 
anti-CD45 antibody BD Pharmingen 550539 Use in multiplex immunofluorescence to exclude leukocytes in identification of metastatic foci
Celox™ Rapid Hemostatic Gauze Medtrade Products Ltd. FG08839011 Cut into 5mm² pieces, use to stop blood flow out of the portal vein with pressure following injection
Chemical Depilatory Use to remove hair from surgical area; multiple suppliers
Chlorhexidine, 2% Solution Vet One 1CHL008 Use caution, do not get chlorhexidine in mucous membranes or ears of the mouse
anti-CK18 antibody Abcam ab53118 Use in multiplex immunofluorescence to identify metastatic foci
Cotton Tipped Applicators, Sterile Fisher Scientific 23-400-114 6" Wooden Shaft 2 pc/envelope
DMEM, High-Glucose HyClone SH30243.01 Cell culture media base for use with D2A1, D2.OR, and 4T1 mammary tumor cell lines
Dry Glass Bead Sterilizer Use between surgeries to sterilize stainless steel tools, use caution, extremely hot; multiple suppliers
Ethanol, 70% solution Use caution flammable; use to clean surgical area as needed; multiple suppliers
Fetal Bovine Serum HyClone SH30071.03 Cell culture media additive for use with D2A1, D2.OR, and 4T1 mammary tumor cell lines, use at 10% in DMEM high glucose
Gauze, Sterile Kendall 2146 2" x 2", use dipped in chlorhexidine 2% solution for cleaning of abdomen prior to surgical incision
anti-Green Fluorescent Protein antibody Vector Laboratories BA0702 Use to stain for GFP tagged D2A1 or other mammary tumor cell lines
L-Glutamine 200 mM (100X) Gibco 25030-081 Cell culture media additive for use with D2A1, D2.OR, and 4T1 mammary tumor cell lines, use at 2 mM (1x) in DMEM high glucose
Heating Pad, x2-3 Use to maintain body heat during surgery and recovery; multiple suppliers
Hemocytometer Hausser Scientific 1483 For use in cell culture to count cells
Hemostatic Forceps Stainless steel; multiple suppliers
anti-Heppar-1 antibody Dako M7158 Use in multiplex immunofluorescence to exclude hepatocytes in identification of metastatic foci
Insulin Syringe, 0.3 ml, 29-gauge BD   324702 For bupivacaine injection at suture site; use caution, sharp
Isoflurane Piramal NDC-66794-017-25 Administered at 2.5%
Isoflurane Vaporizer VetEquip 911103 Use caution, vaporizes anesthetic gases
Light Source Use for visualizing the surgical field; multiple suppliers
Neutral buffered formalin, 10% Anatech Ltd. 135 Use caution, toxic; use as a tissue fixative for metastasis endpoints and assesment of metastatic burden by histology
Opal™ 4-color fIHC kit PerkinElmer, Inc. NEL794001KT Use for multiplex immunofluorescence of Heppar-1/CD45/CK18 to detect metastases in murine liver
Operating Scissors Stainless steel; use caution, sharp; multiple suppliers
Penicillin/Streptomycin, 100x Corning 30-002-Cl Cell culture media additive for use with D2A1, D2.OR, and 4T1 mammary tumor cell lines, use at 1x in DMEM high glucose
Phosphate-buffered Saline Use at 1x for resuspending tumor cells prior to injection, multiple suppliers
Removable Needle Syringe, 25 ul, Model 1702 Hamilton 7654-01 For portal vein injection; use caution, paricularly while working with tumor cell-loaded needles, sharp when needle is attached
Scalpel handle Stainless steel; multiple suppliers
Scalpel blade, #15 Carbon steel, sterile, size 15; multiple suppliers
Small Hub Removable Needles, 32-gauge Hamilton 7803-04 For portal vein injection, 1" length, point style 4, 12°angle, 33- to 34-gauge reusable needles can also be used; use caution, paricularly while working with tumor cell loaded needles, sharp
Sodium Hypochlorite Use caution, corrosive; use at 10% to disinfect workspace and surfaces, multiple suppliers
Sterile Saline Fisher Scientific BP358-212 0.9% NaCl solution; alternatively, can be homemade and sterile filtered
Surgical Gloves, Sterile Multiple suppliers
Sutures, Sterile  Ethicon J310H 4-0 27" coated vicryl w/ 22 mm 1/2c taper ethalloy needle; use caution, sharp
Table Top Portable Anesthesia Machine VetEquip 901801 Use with isoflurane vaporizer for mouse anesthesia
Thumb Dressing Forceps Stainless steel, serrated, blunted; multiple suppliers
Towel Drapes, Sterile  Dynarex 4410 18" x 26", to cover heating pad and provide a sterile workspace during surgery
Trypan Blue Life Technologies T10282 For use in cell culture to assess viability, use 1:1 with cells in 1x PBS
Trypsin/EDTA, 0.05% (1x) Gibco 25300-054 Use in cell culture to detach tumor cells from tissue culture plates
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References

  1. Hess, K. R., et al. Metastatic patterns in adenocarcinoma. Cancer. 106, 1624-1633 (2006).
  2. Berman, A. T., Thukral, A. D., Hwang, W. T., Solin, L. J., Vapiwala, N. Incidence and patterns of distant metastases for patients with early-stage breast cancer after breast conservation treatment. Clin Breast Cancer. 13, 88-94 (2013).
  3. Savci-Heijink, C. D., et al. Retrospective analysis of metastatic behaviour of breast cancer subtypes. Breast Cancer Res Treat. 150, 547-557 (2015).
  4. Gerratana, L., et al. Pattern of metastasis and outcome in patients with breast cancer. Clin Exp Metastasis. 32, 125-133 (2015).
  5. Bonotto, M., et al. Measures of outcome in metastatic breast cancer: insights from a real-world scenario. Oncologist. 19, 608-615 (2014).
  6. Wyld, L., et al. Prognostic factors for patients with hepatic metastases from breast cancer. Br J Cancer. 89, 284-290 (2003).
  7. Tarhan, M. O., et al. The clinicopathological evaluation of the breast cancer patients with brain metastases: predictors of survival. Clin Exp Metastasis. 30, 201-213 (2013).
  8. Tseng, L. M., et al. Distant metastasis in triple-negative breast cancer. Neoplasma. 60, 290-294 (2013).
  9. Liu, X. H., Man, Y. N., Cao, R., Liu, C., Wu, X. Z. Individualized chemotherapy based on organ selectivity: a retrospective study of vinorelbine and capecitabine for patients with metastatic breast cancer. Curr Med Res Opin. 30, 1017-1024 (2014).
  10. Ahn, S. G., et al. Prognostic factors for patients with bone-only metastasis in breast cancer. Yonsei medical journal. 54, 1168-1177 (2013).
  11. Purushotham, A., et al. Age at diagnosis and distant metastasis in breast cancer–a surprising inverse relationship. Eur J Cancer. 50, 1697-1705 (2014).
  12. Karimi, A., Delpisheh, A., Sayehmiri, K., Saboori, H., Rahimi, E. Predictive factors of survival time of breast cancer in kurdistan province of Iran between 2006-2014: a cox regression approach. Asian Pac J Cancer Prev. 15, 8483-8488 (2014).
  13. Chambers, A. F., Groom, A. C., MacDonald, I. C. Dissemination and growth of cancer cells in metastatic sites. Nat Rev Cancer. 2, 563-572 (2002).
  14. Pantel, K., Brakenhoff, R. H. Dissecting the metastatic cascade. Nature reviews. Cancer. 4, 448-456 (2004).
  15. Joyce, J. A., Pollard, J. W. Microenvironmental regulation of metastasis. Nat Rev Cancer. 9, 239-252 (2009).
  16. Luzzi, K. J., et al. Multistep nature of metastatic inefficiency: dormancy of solitary cells after successful extravasation and limited survival of early micrometastases. Am J Pathol. 153, 865-873 (1998).
  17. Cameron, M. D., et al. Temporal progression of metastasis in lung: cell survival, dormancy, and location dependence of metastatic inefficiency. Cancer Res. 60, 2541-2546 (2000).
  18. Psaila, B., Lyden, D. The metastatic niche: adapting the foreign soil. Nat Rev Cancer. 9, 285-293 (2009).
  19. Oskarsson, T., et al. Breast cancer cells produce tenascin C as a metastatic niche component to colonize the lungs. Nat Med. 17, 867-874 (2011).
  20. Costa-Silva, B., et al. Pancreatic cancer exosomes initiate pre-metastatic niche formation in the liver. Nat Cell Biol. 17, 816-826 (2015).
  21. Kaplan, R. N., et al. VEGFR1-positive haematopoietic bone marrow progenitors initiate the pre-metastatic niche. Nature. 438, 820-827 (2005).
  22. Erler, J. T., et al. Hypoxia-induced lysyl oxidase is a critical mediator of bone marrow cell recruitment to form the premetastatic niche. Cancer Cell. 15, 35-44 (2009).
  23. Zhao, L., et al. Recruitment of a myeloid cell subset (CD11b/Gr1 mid) via CCL2/CCR2 promotes the development of colorectal cancer liver metastasis. Hepatology. 57, 829-839 (2013).
  24. Peinado, H., Lavotshkin, S., Lyden, D. The secreted factors responsible for pre-metastatic niche formation: old sayings and new thoughts. Semin Cancer Biol. 21, 139-146 (2011).
  25. Van den Eynden, G. G., et al. The multifaceted role of the microenvironment in liver metastasis: biology and clinical implications. Cancer Res. 73, 2031-2043 (2013).
  26. Kang, Y., et al. A multigenic program mediating breast cancer metastasis to bone. Cancer Cell. 3, 537-549 (2003).
  27. Minn, A. J., et al. Genes that mediate breast cancer metastasis to lung. Nature. 436, 518-524 (2005).
  28. Bos, P. D., et al. Genes that mediate breast cancer metastasis to the brain. Nature. 459, 1005-1009 (2009).
  29. Ogba, N., et al. Luminal breast cancer metastases and tumor arousal from dormancy are promoted by direct actions of estradiol and progesterone on the malignant cells. Breast cancer research : BCR. 16, 489 (2014).
  30. Coffelt, S. B., et al. IL-17-producing gammadelta T cells and neutrophils conspire to promote breast cancer metastasis. Nature. 522, 345-348 (2015).
  31. Kitamura, T., Qian, B. Z., Pollard, J. W. Immune cell promotion of metastasis. Nat Rev Immunol. 15, 73-86 (2015).
  32. Zhang, Q., et al. CCL5-Mediated Th2 Immune Polarization Promotes Metastasis in Luminal Breast Cancer. Cancer Res. 75, 4312-4321 (2015).
  33. Ruffell, B., Coussens, L. M. Macrophages and therapeutic resistance in cancer. Cancer Cell. 27, 462-472 (2015).
  34. Koyama, S., et al. Adaptive resistance to therapeutic PD-1 blockade is associated with upregulation of alternative immune checkpoints. Nat Commun. 7, 10501 (2016).
  35. Quail, D. F., et al. The tumor microenvironment underlies acquired resistance to CSF-1R inhibition in gliomas. Science. 352, (2016).
  36. Dexter, D. L., et al. Heterogeneity of tumor cells from a single mouse mammary tumor. Cancer Res. 38, 3174-3181 (1978).
  37. Aslakson, C. J., Miller, F. R. Selective events in the metastatic process defined by analysis of the sequential dissemination of subpopulations of a mouse mammary tumor. Cancer Res. 52, 1399-1405 (1992).
  38. Fantozzi, A., Christofori, G. Mouse models of breast cancer metastasis. Breast Cancer Res. 8, 212 (2006).
  39. Pulaski, B. A., Ostrand-Rosenberg, S. Reduction of established spontaneous mammary carcinoma metastases following immunotherapy with major histocompatibility complex class II and B7.1 cell-based tumor vaccines. Cancer Res. 58, 1486-1493 (1998).
  40. Doornebal, C. W., et al. A preclinical mouse model of invasive lobular breast cancer metastasis. Cancer Res. 73, 353-363 (2013).
  41. Derksen, P. W., et al. Somatic inactivation of E-cadherin and p53 in mice leads to metastatic lobular mammary carcinoma through induction of anoikis resistance and angiogenesis. Cancer Cell. 10, 437-449 (2006).
  42. Pravtcheva, D. D., Wise, T. L. Metastasizing mammary carcinomas in H19 enhancers-Igf2 transgenic mice. J Exp Zool. 281, 43-57 (1998).
  43. Lin, S. C., et al. Somatic mutation of p53 leads to estrogen receptor alpha-positive and -negative mouse mammary tumors with high frequency of metastasis. Cancer Res. 64, 3525-3532 (2004).
  44. Basse, P., Hokland, P., Heron, I., Hokland, M. Fate of tumor cells injected into left ventricle of heart in BALB/c mice: role of natural killer cells. J Natl Cancer Inst. 80, 657-665 (1988).
  45. Campbell, J. P., Merkel, A. R., Masood-Campbell, S. K., Elefteriou, F., Sterling, J. A. Models of bone metastasis. J Vis Exp. , e4260 (2012).
  46. Balathasan, L., Beech, J. S., Muschel, R. J. Ultrasonography-guided intracardiac injection: an improvement for quantitative brain colonization assays. The American journal of pathology. 183, 26-34 (2013).
  47. Werbeck, J. L., et al. Tumor microenvironment regulates metastasis and metastasis genes of mouse MMTV-PymT mammary cancer cells in vivo. Vet Pathol. 51, 868-881 (2014).
  48. Zhou, H., Zhao, D. Ultrasound imaging-guided intracardiac injection to develop a mouse model of breast cancer brain metastases followed by longitudinal MRI. J Vis Exp. , (2014).
  49. Rajendran, S., et al. Murine bioluminescent hepatic tumour model. J Vis Exp. , (2010).
  50. Soares, K. C., et al. A preclinical murine model of hepatic metastases. J Vis Exp. , e51677 (2014).
  51. Nahrendorf, M., et al. The healing myocardium sequentially mobilizes two monocyte subsets with divergent and complementary functions. J Exp Med. 204, 3037-3047 (2007).
  52. Swirski, F. K., et al. Identification of splenic reservoir monocytes and their deployment to inflammatory sites. Science. 325, 612-616 (2009).
  53. Levy, L., et al. Splenectomy inhibits non-small cell lung cancer growth by modulating anti-tumor adaptive and innate immune response. Oncoimmunology. 4, e998469 (2015).
  54. Higashijima, J., et al. Effect of splenectomy on antitumor immune system in mice. Anticancer Res. 29, 385-393 (2009).
  55. Thalheimer, A., et al. The intraportal injection model: a practical animal model for hepatic metastases and tumor cell dissemination in human colon cancer. BMC Cancer. 9, 29 (2009).
  56. Limani, P., et al. Selective portal vein injection for the design of syngeneic models of liver malignancy. Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol. 310, G682-G688 (2016).
  57. Lelekakis, M., et al. A novel orthotopic model of breast cancer metastasis to bone. Clin Exp Metastasis. 17, 163-170 (1999).
  58. Pulaski, B. A., Ostrand-Rosenberg, S., Coligan, J. E. Mouse 4T1 breast tumor model. Current protocols in immunology. , (2001).
  59. Mahoney, K. H., Miller, B. E., Heppner, G. H. FACS quantitation of leucine aminopeptidase and acid phosphatase on tumor-associated macrophages from metastatic and nonmetastatic mouse mammary tumors. J Leukoc Biol. 38, 573-585 (1985).
  60. Rak, J. W., McEachern, D., Miller, F. R. Sequential alteration of peanut agglutinin binding-glycoprotein expression during progression of murine mammary neoplasia. Br J Cancer. 65, 641-648 (1992).
  61. Barkan, D., et al. Metastatic growth from dormant cells induced by a col-I-enriched fibrotic environment. Cancer Res. 70, 5706-5716 (2010).
  62. Lyons, T. R., et al. Postpartum mammary gland involution drives progression of ductal carcinoma in situ through collagen and COX-2. Nat Med. 17, 1109-1115 (2011).
  63. Allott, E. H., et al. Non-steroidal anti-inflammatory drug use, hormone receptor status, and breast cancer-specific mortality in the Carolina Breast Cancer Study. Breast Cancer Res Treat. 147, 415-421 (2014).
  64. Kim, S., et al. Lifetime use of nonsteroidal anti-inflammatory drugs and breast cancer risk: results from a prospective study of women with a sister with breast cancer. BMC Cancer. 15, 960 (2015).
  65. Esbona, K., et al. COX-2 modulates mammary tumor progression in response to collagen density. Breast Cancer Res. 18, 35 (2016).
  66. Andrade, R. J., et al. Drug-induced liver injury: an analysis of 461 incidences submitted to the Spanish registry over a 10-year period. Gastroenterology. 129, 512-521 (2005).
  67. Chalasani, N., et al. Causes, clinical features, and outcomes from a prospective study of drug-induced liver injury in the United States. Gastroenterology. 135, 1924-1934 (2008).
  68. O’Brien, J., et al. Non-steroidal anti-inflammatory drugs target the pro-tumorigenic extracellular matrix of the postpartum mammary gland. Int J Dev Biol. 55, 745-755 (2011).
  69. Adamson, T. W., et al. Assessment of carprofen and buprenorphine on recovery of mice after surgical removal of the mammary fat pad. J Am Assoc Lab Anim Sci. 49, 610-616 (2010).
  70. Doornebal, C. W., et al. Morphine does not facilitate breast cancer progression in two preclinical mouse models for human invasive lobular and HER2(+) breast. Pain. 156, 1424-1432 (2015).
  71. Fischer, A. H., Jacobson, K. A., Rose, J., Zeller, R. Paraffin embedding tissue samples for sectioning. CSH Protoc. , (2008).
  72. Cardiff, R. D., Miller, C. H., Munn, R. J. Manual hematoxylin and eosin staining of mouse tissue sections. Cold Spring Harb Protoc. , 655-658 (2014).
  73. Maller, O., et al. Collagen architecture in pregnancy-induced protection from breast cancer. J Cell Sci. 126, 4108-4110 (2013).
  74. Martinson, H. A., Jindal, S., Durand-Rougely, C., Borges, V. F., Schedin, P. Wound healing-like immune program facilitates postpartum mammary gland involution and tumor progression. Int J Cancer. , (2014).
  75. Day, C. P., et al. 34;Glowing head" mice: a genetic tool enabling reliable preclinical image-based evaluation of cancers in immunocompetent allografts. PLoS One. 9, (2014).
  76. Schafer, M., Werner, S. Cancer as an overhealing wound: an old hypothesis revisited. Nat Rev Mol Cell Biol. 9, 628-638 (2008).
  77. Kuraishy, A., Karin, M., Grivennikov, S. I. Tumor promotion via injury- and death-induced inflammation. Immunity. 35, 467-477 (2011).
  78. Herreros-Villanueva, M., Hijona, E., Cosme, A., Bujanda, L. Mouse models of pancreatic cancer. World J Gastroenterol. 18, 1286-1294 (2012).
  79. Johnson, R. L., Fleet, J. C. Animal models of colorectal cancer. Cancer Metastasis Rev. 32, 39-61 (2013).

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Goddard, E. T., Fischer, J., Schedin, P. A Portal Vein Injection Model to Study Liver Metastasis of Breast Cancer. J. Vis. Exp. (118), e54903, doi:10.3791/54903 (2016).
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