Summary

Определение фоторецепторных клеток спектральной чувствительности в насекомых модель от<em> В Vivo</em> Внутриклеточные Записи

Published: February 26, 2016
doi:

Summary

Электрофизиологическая методика внутриклеточной регистрации демонстрируется и используется для определения спектральной чувствительности одиночных клеток фоторецепторов в соединении глаза бабочки.

Abstract

Внутриклеточные записи представляет собой мощный метод, используемый для определения того, как одна клетка может реагировать на данный стимул. В исследовании зрения, внутриклеточный записи исторически был распространенный метод используется для изучения чувствительности отдельных клеток фоторецепторов к различным световых раздражителей, которые до сих пор используются сегодня. Тем не менее, остается недостаток детальной методологии в литературе для исследователей, желающих повторить эксперименты внутриклеточные записи в глаза. Здесь мы представляем насекомое как модель для изучения физиологии глаза в более общем плане. Насекомых клетки фоторецепторов расположены вблизи поверхности глаза и, следовательно, легко добраться, и многие из механизмов, участвующих в видении сохраняются через животных фил. Мы опишем основные процедуры для внутриклеточной регистрации в естественных условиях фоторецепторных клеток в глазу бабочки, с целью сделать эту технику более доступной для исследователей с небольшим предшествующим опытом в еlectrophysiology. Введем основное оборудование, необходимое, как подготовить живую бабочку для записи, как вставить стекла микроэлектрода в одну ячейку, и, наконец, саму процедуру записи. Мы также объяснить основной анализ исходных данных отклика для определения спектральной чувствительности отдельных типов клеток. Хотя наш протокол фокусируется на определении спектральной чувствительности, другие стимулы (например, поляризованный свет) и вариации способа применимы к этой установке.

Introduction

Электрические свойства клеток, таких как нейроны наблюдаются путем измерения потока ионов через клеточные мембраны, как изменение напряжения или тока. Разнообразие электрофизиологических методов были разработаны для измерения биоэлектрического событий в клетках. Нейроны, найденные в глазах животных доступны и их схема часто менее сложна, чем в головном мозге, что делает эти клетки хорошими кандидатами для электрофизиологического исследования. Общие применения электрофизиологии в глаза , включают электроретинография (ЭРГ) 1,2 и микроэлектродного внутриклеточный записи. ERG включает в себя размещение электрода или на глаза животного, применяя легкий стимул, и измерения изменения напряжения в виде суммы ответов всех соседних ячеек 3-6. Если кто-то конкретно интересует, характеризующих спектральную чувствительность отдельных клеток фоторецепторов, часто несколько типов клеток одновременно реагировать на различные сильные на данный стимул; Таким образом,может быть трудно определить чувствительность специфических типов клеток из данных ERG особенно если существует несколько различных видов спектрально-подобных фоторецепторов в глазу. Одним из возможных решений является создание трансгенная Drosophila с фоторецепторов (опсина) гена интереса , проявленного в клетках большинство R1-6 в глаза , а затем выполнить эрг 7. Не потенциальные недостатки этого метода включают в себя не с низким уровнем экспрессии белка фоторецепторов 8, и долгое временные рамки для генерации и скрининга трансгенных животных. Для глаз с меньшим количеством видов спектрально различных фоторецепторов, адаптация глаз с цветными фильтрами может помочь при снижении вклада некоторых типов клеток к ЭРГ, позволяя тем самым оценку спектральной чувствительности максимумов 9.

Внутриклеточные записи другой метод, где тонкая электрод пронзает клетки и стимул применяется. Электродные записывает только что Indivответ idual ячейки таким образом , чтобы запись, и анализа нескольких отдельных клеток может дать определенные чувствительностей физиологически различных типов клеток 10-14. Хотя наш протокол фокусируется на анализе спектральной чувствительности, основные принципы внутриклеточной регистрации с острыми электродами изменяемый для других применений. Использование другого подготовку образца, например, и с помощью острых кварцевых электродов, можно записывать с глубже в зрительном доли или других областей в головном мозге, в зависимости от нами вопроса. Например, время отклика отдельных клеток фоторецепторов 15, активность клеток в зрительном кулачков 16 (пластинку, мозговое вещество или lobula 17), мозг 18 или других ганглиев 19 также могут быть записаны с подобными методами, или цветовые стимулы могут быть заменены с поляризацией 20 -22 или движение раздражители 23,24.

Фототрансдукции, процесс, посредством которого светэнергия поглощается и преобразуется в электрохимический сигнал, является древней чертой общей для почти всех присутствующих день животных фил 25. Зрительный пигмент, содержащийся в клетках фоторецепторов и отвечает за инициирование визуальной фототрансдукции является родопсина. Родопсины у всех животных состоят из белка опсина, член 7 трансмембранного G-белками семейства рецепторов, и связанный с хромофором , который является производным от сетчатки глаза или подобной молекулы 26,27. Opsin аминокислотной последовательности и структуры хромофора влияют на абсорбцию родопсина на различных длинах волн света. Когда фотон поглощается хромофора родопсина активируется, инициируя G-белка каскада в клетке , что в конечном итоге приводит к открытию мембраносвязанных ионных каналов 28. В отличие от большинства нейронов, фоторецепторов клетки подвергаются градуированные возможные изменения, которые могут быть измерены как относительное изменение амплитуды отклика с изменением светового стимула. Как правило, даннаятип фоторецепторов выражает лишь один ген Opsin (хотя существуют исключения 8,10,29-31). Сложное цветовое зрение, подобного во многих позвоночных животных и членистоногих, достигается с помощью сложного глаза сотен или тысяч фоторецепторов каждый, выражающих еще один или иногда типов родопсина. Визуальная информация фиксируется путем сравнения ответов по поводу фоторецепторов мозаики с помощью комплекса вниз по течению нейронной сигнализации в глаза и головного мозга, в результате чего в восприятии изображения в комплекте с цветом и движением.

После измерения исходных ответов фотоэлектрического клетки на различных длинах волн света через внутриклеточной регистрации, то можно вычислить его спектральной чувствительности. Этот расчет основан на принципе Univariance, в котором говорится , что реакция фоторецептора ячейки зависит от числа фотонов , она впитывает, но не от конкретных свойств фотонов она поглощает 32. Любой фотон, который абсоrbed по родопсина будет вызывать такой же ответ. На практике это означает , что амплитуда отклика сырой клетке будет увеличиваться за счет либо увеличения интенсивности света (фотонов больше впитывать), или к сдвигу длины волны к его пиковой чувствительности (высокая вероятность родопсина поглощать эту длину волны). Мы используем этот принцип в соотнесении клеточных реакций при известной интенсивности и той же длины волны в ответах на разных длинах волн и с той же интенсивностью, но неизвестной относительной чувствительности. Типы клеток часто определяются длиной волны, при которой их пики чувствительности.

Здесь мы покажем один из способов внутриклеточной регистрации и анализа спектральной чувствительности фоторецепторов в глазу бабочки, с акцентом на что делает этот метод более доступным для более широкого научного сообщества. Хотя внутриклеточная записи остается распространенным явлением в литературе, особенно в отношении цветового зрения у насекомых, мы обнаружили тхаТ описания материалов и методов, как правило, слишком коротка, чтобы позволить для воспроизведения техники. Мы представляем этот метод в видео-формате с целью разрешения ее более простой репликации. Мы также опишем технику с использованием легкодоступных и доступного оборудования. Мы обращаемся общие оговорки, которые часто не сообщается, которые замедляют исследования при оптимизации нового и сложная техника.

Protocol

Все животные были обработаны, как гуманно, насколько это возможно. Насекомые были погружены как куколок из Коста-Рики энтомологического снабжения, Коста-Рика. 1. Heliconius Куколки Уход Повесьте все куколки на расстоянии 2-3 см друг от друга в увлажненной камере с использование…

Representative Results

Для многих элементов установки записи, письменное описание не дает достаточное количество деталей. На рисунке 1 представлена ​​схема компонентов , участвующих в полной начальной установки записи. На рисунке 2, спектры построены для белого света и каждого узкопо…

Discussion

Внутриклеточные записи может быть сложной техникой освоить из-за многочисленных технических этапов. Для успешных экспериментов необходимо учитывать несколько важных моментов. Во-первых, важно иметь правильно колебательно-изолированные стол, на котором выполняется эксперимент. Мног…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Мы благодарим покойного Rudy Лимбург для изготовления карданной периметра руку, Kimberly Jamison, Мэтью Макгенри, и Раджу Metherate для кредитования нам оборудование, и Альмут Kelber и Кентаро Арикава, для поощрения. Эта работа была поддержана Национальным научным фондом (NSF) Graduate Fellowship к Исследовательского KJM и NSF гранта IOS-1257627 АБР

Materials

Butterfly pupae Several local species available, need USDA permits for shipping. Carolina Bio Supply has several insect species that may be ordered within the U.S. without the need for additional permits
Large plastic cylinder Any chamber that remains humidified will work
Insect pins, size 2 BioQuip 1208B2
100% Desert Mesquite Honey Trader Joe's Any honey or sucrose solution will work
Xenon Arc Lamp Oriel Instruments 66003 Oriel is now a part of Newport Corporation
Universal Power Supply Oriel Instruments 68805 Oriel is now a part of Newport Corporation
Optical Track Oriel Instruments 11190 Oriel is now a part of Newport Corporation
Rail Carrier, Large (2x) Oriel Instruments 11641 Oriel is now a part of Newport Corporation
Rail Carrier, Small (4x) Oriel Instruments 11647 Oriel is now a part of Newport Corporation
Thread Adaptor, 8-32 Male to 1/4-20 Male, pack of 10 Newport Corporation TA-8Q20-10
Optical Mounting Post, 1.0 in., 0.5 in. Dia. Stainless, 8-32 & 1/4-20 (5x) Newport Corporation SP-1
No Slip Optical Post Holder, 2 in., 0.5 in. Diameter Posts, 1/4-20 (5x) Newport Corporation VPH-2
Fixed lens mount, 50.8 mm Newport Corporation LH-2
Fixed lens mount, 25.4 mm Newport Corporation LH-1
Condenser lens assembly Newport Corporation 60006
Convex silica lens, 50.8 mm Newport Corporation SPX055
Six Position Filter Wheel, x2 Newport Corporation FW1X6
Filter Wheel Mount Hub Newport Corporation FWM
Concave silica lens, 25.4 mm Newport Corporation SPC034
Collimator holder Newport Corporation 77612
Collimating beam probe Newport Corporation 77644
Ferrule Converter, SMA Termination to 11 mm Standard Ferrule Newport Corporation 77670 This adapter allows the fiber optic to fit into the collimator holder 
600 μm diameter UV-vis fiber obtic cable Oriel Instruments 78367 Oriel is now a part of Newport Corporation
Shutter with drive unit Uniblitz 100-2B
UV Fused Silica Metallic ND Filter, 0.1 OD Newport FRQ-ND01
UV Fused Silica Metallic ND Filter, 0.3 OD Newport FRQ-ND03
UV Fused Silica Metallic ND Filter, 0.5 OD Newport FRQ-ND05
UV Fused Silica Metallic ND Filter, 1.0 OD Newport FRQ-ND10
UV Fused Silica Metallic ND Filter, 2.0 OD Newport FRQ-ND30
UV Fused Silica Metallic ND Filter, 3.0 OD Newport FRQ-ND50
LS-1-Cal lamp Ocean Optics LS-1-Cal
Spectrometer Ocean Optics USB-2000
SpectraSuite Software Ocean Optics
Interference bandpass filter, 300 nm  Edmund Optics 67749
Interference bandpass filter, 310 nm  Edmund Optics 67752
Interference bandpass filter, 320 nm  Edmund Optics 67754
Interference bandpass filter, 330 nm  Edmund Optics 67756
Interference bandpass filter, 340 nm  Edmund Optics 65614
Interference bandpass filter, 350 nm  Edmund Optics 67757
Interference bandpass filter, 360 nm  Edmund Optics 67760
Interference bandpass filter, 370 nm  Edmund Optics 67761
Interference bandpass filter, 380 nm  Edmund Optics 67762
Interference bandpass filter, 390 nm  Edmund Optics 67763
Interference bandpass filter, 400 nm  Edmund Optics 65732
Interference bandpass filter, 410 nm  Edmund Optics 65619
Interference bandpass filter, 420 nm  Edmund Optics 65621
Interference bandpass filter, 430 nm  Edmund Optics 65622
Interference bandpass filter, 440 nm  Edmund Optics 67764
Interference bandpass filter, 450 nm  Edmund Optics 65625
Interference bandpass filter, 460 nm  Edmund Optics 67765
Interference bandpass filter, 470 nm  Edmund Optics 65629
Interference bandpass filter, 480 nm  Edmund Optics 65630
Interference bandpass filter, 492 nm  Edmund Optics 65633
Interference bandpass filter, 500 nm  Edmund Optics 65634
Interference bandpass filter, 510 nm  Edmund Optics 65637
Interference bandpass filter, 520 nm  Edmund Optics 65639
Interference bandpass filter, 532 nm  Edmund Optics 65640
Interference bandpass filter, 540 nm  Edmund Optics 65642
Interference bandpass filter, 550 nm  Edmund Optics 65644
Interference bandpass filter, 560 nm  Edmund Optics 67766
Interference bandpass filter, 570 nm  Edmund Optics 67767
Interference bandpass filter, 580 nm  Edmund Optics 65646
Interference bandpass filter, 589 nm  Edmund Optics 65647
Interference bandpass filter, 600 nm  Edmund Optics 65648
Interference bandpass filter, 610 nm  Edmund Optics 65649
Interference bandpass filter, 620 nm  Edmund Optics 65650
Interference bandpass filter, 632 nm  Edmund Optics 65651
Interference bandpass filter, 640 nm  Edmund Optics 65653
Interference bandpass filter, 650 nm  Edmund Optics 65655
Interference bandpass filter, 660 nm  Edmund Optics 67769
Interference bandpass filter, 671 nm  Edmund Optics 65657
Interference bandpass filter, 680 nm  Edmund Optics 67770
Interference bandpass filter, 690 nm  Edmund Optics 65659
Interference bandpass filter, 700 nm  Edmund Optics 67771
Faraday cage Any metal structure will work that can be grounded and that fits the experimental setup.
Stereomicroscope, 6x, 12x, 25x, 50x magnification Wild Heerbrugg Wild M5 Any Stereomicroscope will do
Microscope stand with swinging arm and heavy base McBain Instruments Any heavy base with arm will do
Cardan arm Custom built, See Figure 4
Fiber-lite high intensity illuminator Dolan-Jenner MI-150 For lighting specimen
Fiber-lite goose-neck light guide Dolan-Jenner EEG 2823 Any goose-neck light guide will do
Marble table
Raised wooden table Hole should be cut through this table so that the sandbox can rest on the marble table underneath
Wooden box filled with sand custom built, any box with sand
Manipulator Carl Zeiss – Jena
Electrode holder
Specimen stage
Alligator clip wires for grounding
Insulated copper wire
Silver wire, 0.125 mm diameter World Precision Instruments AGW0510
BNC cables
Preamplifier with headstage Dagan Corporation IX2-700
Humbug Noise reducer Quest Scientific Humbug
Oscilloscope, 30MHz, 2CH, Dual Trace, Alt-triggering, without probe EZ Digital os-5030
BNC T-adapter
Powerlab hardware 2/20 ADI instruments ML820
Labchart software ADI instruments Chart 5
10 MHz Pulse Generator BK Precision 4030
Glass pipette puller Sutter Instruments P-87
Borosillicate glass capillaries with filament World Precision Instruments 1B120F-4
Potassium chloride, 3 M
Slotted plastic tube
Low melting temperature wax
Soldering Iron Weller
Platform with ball-and-socket magnetic base Hama photo and video
Double edge carbon steel, breakable razor blade Electron Microscopy Sciences 72004
Vaseline
Microsoft Excel Microsoft

References

  1. Beckmann, H., et al. Spectral sensitivity in Onychophora (velvet worms) revealed by electroretinograms, phototactic behaviour and opsin gene expression. J. Exp. Biol. 218, 915-922 (2015).
  2. Leboulle, G., et al. Characterisation of the RNA interference response against the long-wavelength receptor of the honeybee. Insect Biochem. Mol. Biol. 43, 959-969 (2013).
  3. Martinez-Harms, J., et al. Evidence of red sensitive photoreceptors in Pygopleurus israelitus Coleoptera) and its implications for beetle pollination in the southeast Mediterranean. J. Comp. Physiol. A. 198, 451-463 (2012).
  4. Knox, B. E., et al. Heterologous expression of Limulus rhodopsin. J. Biol. Chem. 278, 40493-40502 (2003).
  5. Salcedo, E., Zheng, L., Phistry, M., Bagg, E. E., Britt, S. G. Molecular basis for ultraviolet vision in invertebrates. J. Neurosci. 23, 10873-10878 (2003).
  6. Salcedo, E., et al. Blue- and green-absorbing visual pigments of Drosophila: ectopic expression and physiological characterization of the R8 photoreceptor cell-specific Rh5 and Rh6 rhodopsins. J. Neurosci. 19, 10716-10726 (1999).
  7. Vilinsky, I., Johnson, K. G. Electroretinograms in Drosophila: robust and genetically accessible electrophysiological system for the undergraduate laboratory. J. Undergrad. Neurosci. Educ. 11, 149-157 (2012).
  8. Hu, X., Leming, M. T., Whaley, M. A., O’Tousa, J. E. Rhodopsin coexpression in UV photoreceptors of Aedes aegypti Anopheles gambiae mosquitoes. J. Exp. Biol. 217, 1003-1008 (2014).
  9. Telles, F. J., et al. Out of the blue: the spectral sensitivity of hummingbird hawkmoths. J. Comp. Physiol. A. 200, 537-546 (2014).
  10. Arikawa, K., Mizuno, S., Kinoshita, M., Stavenga, D. G. Coexpression of two visual pigments in a photoreceptor causes an abnormally broad spectral sensitivity in the eye of the butterfly Papilio xuthus. J. Neurosci. 23, 4527-4532 (2003).
  11. Arikawa, K., et al. An ultraviolet absorbing pigment causes a narrow-band violet receptor and a single-peaked green receptor in the eye of the butterfly Papilio. Vision Res. 39, 1-8 (1999).
  12. Cronin, T. W., Jarvilehto, M., Weckstrom, M., Lall, A. B. Tuning of photoreceptor spectral sensitivity in fireflies (Coleoptera: Lampyridae). J. Comp. Physiol. A. 186, 1-12 (2000).
  13. Skorupski, P., Doring, T. F., Chittka, L. Photoreceptor spectral sensitivity in island and mainland populations of the bumblebee, Bombus terrestris. J. Comp. Physiol. A. 193, 485-494 (2007).
  14. Stalleicken, J., Labhart, T., Mouritsen, H. Physiological characterization of the compound eye in monarch butterflies with focus on the dorsal rim area. J. Comp. Physiol. A. 192, 321-331 (2006).
  15. Skorupski, P., Chittka, L. Photoreceptor processing speed and input resistance changes during light adaptation correlate with spectral class in the bumblebee, Bombus impatiens. PLoS One. 6, 25989 (2011).
  16. Yang, E. -. C., Osorio, D. Spectral sensitivities of photoreceptors and lamina monopolar cells in the dragonfly, Hemicordulia tau. J. Comp. Physiol. A. 169, (1991).
  17. Yang, E. C., Lin, H. C., Hung, Y. S. Patterns of chromatic information processing in the lobula of the honeybee, Apis mellifera L. J. Insect Physiol. 50, 913-925 (2004).
  18. Rosner, R., Homberg, U. Widespread sensitivity to looming stimuli and small moving objects in the central complex of an insect brain. J. Neurosci. 33, 8122-8133 (2013).
  19. Trager, U., Homberg, U. Polarization-sensitive descending neurons in the locust: connecting the brain to thoracic ganglia. J. Neurosci. 31, 2238-2247 (2011).
  20. Heinze, S., Reppert, S. M. Sun compass integration of skylight cues in migratory monarch butterflies. Neuron. 69, 345-358 (2011).
  21. Greiner, B., Cronin, T. W., Ribi, W. A., Wcislo, W. T., Warrant, E. J. Anatomical and physiological evidence for polarisation vision in the nocturnal bee Megalopta genalis. J. Comp. Physiol. A. 193, 591-600 (2007).
  22. Stowasser, A., Buschbeck, E. K. Electrophysiological evidence for polarization sensitivity in the camera-type eyes of the aquatic predacious insect larva Thermonectus marmoratus. J. Exp. Biol. 215, 3577-3586 (2012).
  23. Osorio, D. Directionally selective cells in the locust medulla. J. Comp. Physiol. A. 159, 841-847 (1986).
  24. Nordström, K., Barnett, P. D., Moyer de Miguel, I. M., Brinkworth, R. S., O’Carroll, D. C. Sexual dimorphism in the hoverfly motion vision pathway. Curr. Biol. 18, 661-667 (2008).
  25. Plachetzki, D. C., Fong, C. R., Oakley, T. H. The evolution of phototransduction from an ancestral cyclic nucleotide gated pathway. Proc. Biol. Sci. 277, 1963-1969 (2010).
  26. Feuda, R., Hamilton, S. C., McInerney, J. O., Pisani, D. Metazoan opsin evolution reveals a simple route to animal vision. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 109, 18868-18872 (2012).
  27. Palczewski, K., et al. Crystal structure of rhodopsin: A G protein-coupled receptor. Science. 289, 739-745 (2000).
  28. Hardie, R. C., Raghu, P. Visual transduction in Drosophila. Nature. 413, 186-193 (2001).
  29. Katti, C., et al. Opsin co-expression in Limulus differential regulation by light and a circadian clock. J. Exp. Biol. 213, 2589-2601 (2010).
  30. Smith, W. C., Price, D. A., Greenberg, R. M., Battelle, B. A. Opsins from the lateral eyes and ocelli of the horseshoe crab, Limulus polyphemus. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 90, 6150-6154 (1993).
  31. Sison-Mangus, M. P., Bernard, G. D., Lampel, J., Briscoe, A. D. Beauty in the eye of the beholder: the two blue opsins of lycaenid butterflies and the opsin gene-driven evolution of sexually dimorphic eyes. J. Exp. Biol. 209, 3079-3090 (2006).
  32. Rushton, W. Review Lecture. Pigments and signals in colour vision. J. Physiol. 220, 1-31 (1972).
  33. Naka, K. I., Rushton, W. A. S-potentials from luminosity units in the retina of fish (Cyprinidae). J. Physiol. 185, 587-599 (1966).
  34. Lipetz, L. E., Loewenstein, W. R. . Handbook of Sensory Physiology. Vol. 1. Principles of Receptor Physiology. 1, 191-225 (1971).
  35. Matić, T., Laughlin, S. B. Changes in the intensity-response function of an insect’s photoreceptors due to light adaptation. J. Comp. Physiol. A. 145, 169-177 (1981).
  36. Evans, L. S., Peachey, N. S., Marchese, A. L. Comparison of three methods of estimating the parameters of the Naka-Rushton equation. Documenta Ophthalmologica. 84, 19-30 (1993).
  37. Aylward, G. W. A simple method of fitting the Naka-Rushton equation. Clinical Vision Sciences. 4, 275-277 (1989).
  38. Stavenga, D. G., Smits, R. P., Hoenders, B. J. Simple exponential functions describing the absorbance bands of visual pigment spectra. Vision Res. 33, 1011-1017 (1993).
  39. Bernard, G. D. Red-absorbing visual pigment of butterflies. Science. 203, 1125-1127 (1979).
  40. Ogawa, Y., et al. Coexpression of three middle wavelength-absorbing visual pigments in sexually dimorphic photoreceptors of the butterfly Colias erate. J. Comp. Physiol. A. 198, 857-867 (2012).
  41. Briscoe, A. D., Chittka, L. The evolution of color vision in insects. Annu. Rev. Entomol. 46, 471-510 (2001).
  42. Kelber, A., Thunell, C., Arikawa, K. Polarisation-dependent colour vision in Papilio butterflies. J. Exp. Biol. 204, 2469-2480 (2001).
  43. Kelber, A., Balkenius, A., Warrant, E. J. Scotopic colour vision in nocturnal hawkmoths. Nature. 419, 922-925 (2002).
  44. Koshitaka, H., Kinoshita, M., Vorobyev, M., Arikawa, K. Tetrachromacy in a butterfly that has eight varieties of spectral receptors. Proc. Biol. Sci. 275, 947-954 (2008).
  45. Blackiston, D., Briscoe, A. D., Weiss, M. R. Color vision and learning in the monarch butterfly, Danaus plexippus (Nymphalidae). J. Exp. Biol. 214, 509-520 (2011).
  46. Sison-Mangus, M. P., Briscoe, A. D., Zaccardi, G., Knuttel, H., Kelber, A. The lycaenid butterfly Polyommatus icarus uses a duplicated blue opsin to see green. J. Exp. Biol. 211, 361-369 (2008).
  47. Schneuwly, S., et al. Drosophilia ninaA gene encodes an eye-specific cyclophilin (cyclosporine A binding protein). Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. , (1989).
  48. Luan, Z., Reddig, K., Li, H. S. Loss of Na(+)/K(+)-ATPase in Drosophila leads to blindness and age-dependent neurodegeneration. Exp. Neurol. 261, 791-801 (2014).
check_url/kr/53829?article_type=t

Play Video

Cite This Article
McCulloch, K. J., Osorio, D., Briscoe, A. D. Determination of Photoreceptor Cell Spectral Sensitivity in an Insect Model from In Vivo Intracellular Recordings. J. Vis. Exp. (108), e53829, doi:10.3791/53829 (2016).

View Video