JoVE Journal > Medicine
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
의학

Sottocutanea angiotensina II per infusione con osmotica pompe Induce aortica aneurismi nei topi

Published: September 28, 2015
doi:
10.3791/53191
, , , , , ,
1Saha Cardiovascular Research Center,University of Kentucky, 2Department of Pharmacology and Nutritional Sciences,University of Kentucky

Summary

Impianto sottocutaneo di pompe osmotiche fornisce un modo conveniente per la consegna prolungata e costante di composti. Questo approccio è stato ampiamente utilizzato per lo studio sia aneurismi dell'aorta addominale e toracica nei topi.

Abstract

Osmotic pumps continuously deliver compounds at a constant rate into small animals. This article introduces a standard protocol used to induce aortic aneurysms via subcutaneous infusion of angiotensin II (AngII) from implanted osmotic pumps. This protocol includes calculation of AngII amount and dissolution, osmotic pump filling, implantation of osmotic pumps subcutaneously, observation after pump implantation, and harvest of aortas to visualize aortic aneurysms in mice. Subcutaneous infusion of AngII through osmotic pumps following this protocol is a reliable and reproducible technique to induce both abdominal and thoracic aortic aneurysms in mice. Infusion durations range from a few days to several months based on the purpose of the study. AngII 1,000 ng/kg/min is sufficient to provide maximal effects on abdominal aortic aneurysmal formation in male hypercholesterolemic mouse models such as apolipoprotein E deficient or low-density lipoprotein receptor deficient mice. Incidence of abdominal aortic aneurysms induced by AngII infusion via osmotic pumps is 5 – 10 times lower in female hypercholesterolemic mice and also lower in both genders of normocholesterolemic mice. In contrast, AngII-induced thoracic aortic aneurysms in mice are not hypercholesterolemia or gender-dependent. Importantly, multiple features of this mouse model recapitulate those of human aortic aneurysms.

Introduction

Aneurismi aortici mostrano espansione luminale permanente dell'aorta che fa presagire la rottura e di solito porta alla morte. Questa malattia si verifica in entrambe le regioni dell'aorta addominale e toracica, che sono definiti come aneurismi dell'aorta addominale (AAA) e aneurismi dell'aorta toracica (TAA), rispettivamente. A causa di una comprensione incompleta dei meccanismi molecolari e processi patofisiologici, non esiste una terapia medica provata che può impedire l'espansione o la rottura di entrambi i tipi di aneurismi aortici. Poiché è difficile acquisire campioni ed effettuare esperimenti in esseri umani direttamente, ricerca incentrata sulla definizione di meccanismi AAAs è stato frequentemente estrapolata da modelli animali. Un modello animale comunemente usato è l'infusione sottocutanea di angiotensina II (AngII) in topi. Rispetto ad altri approcci chirurgici per indurre AAA nei topi, come intra-aortica perfusione elastase o applicazione peri-aortici di cloruro di calcio che richiedono laparotomia 1,2, questo metod non richiede l'immissione nella cavità del corpo e richiede competenze chirurgica minima 3,4.

Infusione sottocutanea di AngII attraverso pompe osmotiche per indurre AAA è stato inizialmente segnalato in bassa densità-lipoproteine ​​(LDL) del recettore – / – topi nutriti un grasso arricchito dieta satura 3, e successivamente in apoE – / – mice nutriti con una dieta normale di laboratorio 4. Molti studi recenti hanno inoltre dimostrato che AngII induce AAA nei topi normolipidemici 5-7. L'approccio di infondere AngII è stato applicato per indurre AAA ed esplorare meccanismi molecolari, nonché lo sviluppo di potenziali strategie terapeutiche (ad esempio, 5-15), in quanto questo modello riassume molte caratteristiche osservate in AAA umani. Ad esempio, i fattori di rischio di AAA umane quali il fumo, l'invecchiamento, e il sesso maschile anche aumentano AAA AngII-indotta nei topi 16,17. L'associazione di ipercolesterolemia con AAA negli esseri umani richiede un chiarimento. Tuttavia, ha essereit coerente che ipercolesterolemia aumenta AngII-indotta nei topi AAA 18. Patologie di AAA AngII indotte nei topi sono molto eterogenea e sono caratterizzati da una profonda infiltrazione di macrofagi, degradazione del collagene, la formazione trombotica e la risoluzione, e neovascolarizzazione 19-21. In contrasto con la posizione aortica infrarenale più comune di AAAs nell'uomo, AngII indotta nei topi AAAs verificano nella regione aortica surrenale. Un'altra caratteristica onnipresente di AngII indotta AAA è la rottura mediale transmurale, che porta alla trombosi transmurale. Non è chiaro se la rottura transmurale elastina si verifica negli esseri umani in quanto lo sviluppo patologico di AAA negli esseri umani non è stato studiato esclusivamente per mancanza di tessuti aneurismatiche da fasi precedenti.

AngII infusione in topi porta anche ad una profonda espansione della regione aortica toracica, che è prevalentemente limitato alla aorta ascendente, che è la regione più comune per TAA nell'uomo <sup> 19,22-26. Simile a AAA AngII-indotta, TAA indotto durante AngII infusione anche ricapitolare molte caratteristiche di umana TAA 25. Tuttavia, a differenza di AAA AngII-indotta, TAA AngII-indotta non sono associati con ipercolesterolemia e non hanno differenze di genere.

L'obiettivo generale di infusione sottocutanea AngII in topi è quello di studiare le caratteristiche patologiche e meccanismi molecolari di AAA e TAA.

Protocol

Etica Dichiarazione: studi del mouse vengono eseguiti con l'approvazione della University of Kentucky Istituzionale Animal Care and Use Committee (IACUC numero di protocollo: 2006-0009). I topi vengono sacrificati a terminazione utilizzando un sovradosaggio cocktail di ketamina (~ 210 mg / kg) e xilazina (~ 30 mg / kg). 1. Calcolo del AngII Importo NOTA: Questo protocollo usa l'esempio di infusione di AngII (1.000 ng / kg / min) per 4 settimane a 4 recettore LDL maschio – / – topi alimentati con una dieta ricca di grassi saturi. Pesare studiare topi prima di calcolare la quantità di AngII necessaria per infusione. Utilizzare il modello (Tabella 1) per calcolare la massa AngII necessaria per l'esperimento. Utilizzare il "Mean pompaggio Rate" indicato nella Istruzione di pompe come il "tasso di pompaggio" al punto 4 del modello. Nel modello, registrare i passaggi 1-5 manualmente, e Piazza di 6-10 vengono calcolati automaticamente. Nel modello, supporre chetopi guadagnerà 1 g di peso corporeo durante l'infusione di AngII 1.000 ng / kg / min per 4 settimane. NOTA: Ogni topo può avere molto diverso peso corporeo che dipenderà da molte variabili, come il ceppo di topi e la dieta. Usiamo abitualmente "0" o "1 g" sulla base della nostra esperienza da studi precedenti. Calcolare un volume totale di 300 ml di soluzione di AngII per ogni mouse dal momento che ogni pompa richiede circa 250 ml. 2. Scioglimento AngII Conservare liofilizzato fiale Angii a -20 ° C. Equilibrare le fiale Angii a RT prima dell'apertura. Pesare la massa calcolata AngII (7,3 mg come mostrato in tabella 1) in un tubo di plastica sterile. NOTA: Per Merck Index, non usare tubi di vetro per la dissoluzione da una soluzione acquosa di AngII ha una forte affinità per il legame al vetro. Aggiungere il volume calcolato di soluzione fisiologica sterile (1.200 μl) nel tubo di plastica contenente il liofilizzato AngII, berretto, e mescolare bene per inversione fino a quando la soluzione è limpida. Numeri del mouse etichetta # 1, # 2, # 3, # 4 e sui singoli tubi di plastica sterili con tappo (0,5 – 1,5 ml). Preparare la soluzione AngII sotto cappa laminare per ogni mouse sulla base del peso corporeo come calcolato nel passo 1.2 e Tabella 1. Per esempio, pipettare 3,6 ml di soluzione salina sterile nella provetta # 1, poi 296,4 ml soluzione AngII, e mescolare bene pipettando su e giù delicatamente. Numeri del mouse Etichetta su tubi di plastica con tappi (4 ml, sterili). Questi saranno utilizzati per l'incubazione di pompe come descritto nel punto 3.13. 3. La pompa osmotica Riempimento Ottenere pompe in due parti distinte: il corpo principale della pompa e il moderatore flusso (Figura 1). Ogni scatola ha 10 corpi pompa e moderatori di flusso che vengono avvolti singolarmente. Registrare il numero di lotto. NOTA: Indossare sempreguanti perché gli oli trasferiti dalle mani alla carcassa esterna di pompe possano influire negativamente la funzione di pompaggio. Utilizzare guanti sterili, garze, tubi, aghi di riempimento, e pesare le barche per preparare le pompe, per evitare il rischio di infezione dall'impianto. Aprire solo il numero di corpi pompa e moderatori flusso necessari per lo studio, in quanto questi non possono essere memorizzati una volta aperti. Se sono necessari più di 10 pompe, in modo che i numeri di lotto delle pompe sono gli stessi per uno studio, dal momento che le pompe di lotti differenti hanno differenti volume di riempimento medio e pompa Rate. Pesare ogni pompa (che comprende sia il corpo principale e il flusso moderatore), e prendere nota del peso di 4 cifre decimali (ad esempio, 1,1443 g di mouse # 1). Questo peso, denominato "Pump Peso vuoto" nel modello (Tabella 1), viene utilizzato per calcolare il rapporto pieno. Applicare l'ago di riempimento pompa per un 1 cc siringa sterile e compilare accuratamente la siringa con la soluzione AngII dal modo appropriatonumerato tubo di plastica. È importante evitare aspirando aria nella siringa. Rimuovere tutte le bolle d'aria con attenzione dalla siringa mentre l'ago è posizionato verso il basso. Tenere l'ago / siringa in questa posizione per impedire l'introduzione di bolle nella pompa. Inserire delicatamente l'ago riempimento nel corpo della pompa. Fare avanzare la punta dell'ago nella pompa. Non appoggiare la punta dell'ago saldamente sul fondo della pompa. Spingere lo stantuffo della siringa lentamente per riempire la pompa con la soluzione AngII. Un'ombra scura all'interno della pompa indica il livello di riempimento. Il volume di riempimento è di circa 246 ml, secondo le istruzioni. Arrestare riempimento della pompa ed eliminare accuratamente l'ago non appena una goccia di liquido aumenta dalla pompa. Inserire flusso moderatore nella pompa attraverso il foro sulla parte superiore del corpo della pompa fino a quando non si vede gap tra la testa del moderatore flusso e la parte superiore del corpo pompa (Figura 1). Inserimento di moderato nel corpo pompa porta a qualche liquido fuoriuscito dall'apertura del moderatore flusso. Cancella accuratamente tutto il liquido in più che avrebbe potuto trapelato durante il posizionamento di moderatori. Pesare pompa riempita. Registrare il peso sotto "Pump Peso riempito" nel modello. Calcolare il grado di riempimento (%) = (Pump peso "pieno" – "vuoto") x 1.000 / dire volume di riempimento x 100. Calcolare riempimento Rapporto come indicato nella tabella 1. Idealmente, il grado di riempimento deve essere uguale o superiore a 100%. Pompa refill se il rapporto di riempimento è <95% (comportando un bolle d'aria che può essere presente in pompa). Mettere pompa riempita nel etichettato 4 ml di tubo (passo 2.5) con la testa rivolta verso l'alto moderatore. Aggiungere un volume sufficiente di soluzione salina sterile per coprire la pompa. Tenere la pompa in tubo di soluzione fisiologica fino impianto. Porre le provette in un incubatore 37 ° C. Pompe Incubare O / N (almeno 12 ore) per consentire priming parziali, e poi impiantare in topi. Pompazione di AngII inizia circa 24 ore dopo l'impianto, che consente ai topi per recuperare da un intervento chirurgico prima di qualsiasi stress potenziale derivante durante AngII infusione. 4. Preparazione per Pompa impianto Autoclave (modalità gravità, ciclo di asciugatura, 15 min) garze, tamponi di cotone e strumenti chirurgici, tra cui forbici, emostatico, forcipe, punti metallici e spillatrice almeno 1 giorno prima dell'intervento. In una stanza procedura, preparare vaporizzatore per l'anestesia con isoflurano. Aprire teli sterili in una cappa a flusso laminare, e posizionare ogiva per l'anestesia isoflurano. Mettere betadine, il 70% di etanolo, acqua sterile, perlina sterilizzatore, frizione delle mani antisettico, tamponi, garze, e le pompe riempiti in una cappa laminare. Don una maschera e abito, quindi aprire un drappo esterna in una cappa laminare con le mani pulite. Indossare guanti sterili e aprire la confezione interna sterile. 5. Procedura chirurgica di pompa impianto Posto del mouse in un cham ad induzioneber con afflusso di isoflurano ad un flusso di 1.5 – 2%. Monitorare il mouse per altri 2-3 minuti dopo decubito. Shave un'area delle dimensioni di un quarto, sulla spalla sinistra oa destra. Posizionare il mouse in una cappa laminare, con il naso a filo con un cono collegato a deflusso isoflurano (Figura 2A). Posizionare la testa del topo verso mano dominante del chirurgo. Usare pomata veterinario sugli occhi del mouse per prevenire la secchezza mentre sotto anestesia. Assicurarsi che il mouse ha alcuna risposta alla stimolazione del dolore prima dell'intervento. Ad esempio, la risposta del pedale è un buon indicatore per il dolore. Tampone e pulire zona rasata con betadine seguita da tre salviette con il 70% di etanolo. Don o cambiare i guanti sterili. Utilizzare un bisturi chirurgico per effettuare una ~ 1 cm un'incisione dietro l'orecchio sopra la scapola della gamba anteriore. Questa incisione dovrebbe essere perpendicolare alla coda. Prestare attenzione per tagliare i tessuti solo la pelle e non sottostante. Tenere forceps in una mano per aprire incisione, e utilizzare l'altra mano per fare un tunnel sottocutaneo sotto la pelle utilizzando un emostatico (Figura 2B). Anticipo punta emostatico verso la coda, e creare una tasca per la pompa. Questo si ottiene aprendo attentamente le ganasce della pinza emostatica sotto la pelle per aprire un sacchetto. Ritirare il hemostat da incisione. Inserire la pompa nella incisione con la testa moderatore posizionata verso la parte posteriore del mouse (Figura 2C). Spingere delicatamente la pompa completamente in tasca. Ci dovrebbe essere spazio sufficiente per chiudere la ferita senza tensione o stiramento della pelle. Una volta che una pompa è stata inserita, pizzicare saldamente entrambi i lati dell'incisione, raddrizzando modo che i bordi si incontrano, e inserire 1 o 2 clip ferita per chiudere (Figura 2D). Controllare il sito di incisione per garantire che non vi è completa chiusura della ferita, e che la pompa non è premendo direttamente sul sito. Applicare la crema lidocaina topica(4% in peso / peso) con un mouse di cotone swab.Remove pulita dal cono di naso, e posizionarlo su una piastra elettrica fino a quando non riprende conoscenza. Dopo il recupero, il mouse viene riportata alla sua gabbia. Mettere strumenti chirurgici in uno sterilizzatore tallone per 10 secondi tra i topi. Lasciare strumenti raffreddare prima dell'uso. Guanti puliti con frizione con prodotto antisettico tra i topi. Monitorare tutti i mouse fino a raggiungere il pieno recupero. Monitorare topi da vicino dopo l'intervento chirurgico. Iniettare un bolo di soluzione fisiologica sterile (0,2 – 0,3 ml) per via sottocutanea se un topo mostra segni di sofferenza, disidratazione o perdita di peso apparente. Osservare topi almeno due volte al giorno per i primi 10 giorni, e almeno una volta al giorno successivamente. Eseguire immediatamente una necroscopia se eventuali topi muoiono durante AngII infusione. Rimuovere clip ferita tra 7 – 14 giorni dopo l'intervento chirurgico. 6. Fare la raccolta, Riparazione, secco, e imaging di aorte Tagliare aprire il torace del mouse e cavità addominale ventrale, taglio open atrio destro, defluire in con soluzione fisiologica attraverso ventricolo sinistro del cuore per rimuovere il sangue nell'aorta, e quindi raccogliere l'aorta 27. Mettere aorte raccolte in provette di plastica contenenti almeno 3 ml di paraformaldeide al 4% o al 10% di formalina neutra tamponata per 24-48 ore 27. Rimuovere accuratamente i tessuti avventiziali. Aorta perno su cera nera con degli spilli. Acquisire immagini aortica con lo stesso ingrandimento. Include un righello in ciascuna immagine per la calibrazione, come mostrato nella figura 3. 7. En face Imaging di aortas Tagliare dell'aorta aperta longitudinalmente attraverso la curvatura esterna ed interna di arco aortico, e tagliare rami principali aperte, tra cui anonima, sinistra carotide e succlavia sinistra. Pin dell'aorta appartamento con avventiziale esterno posa accanto alla cera nera. Acquisire it quadro volto della superficie intimale dell'aorta allo stesso ingrandimento. Includere un righello in ogni immagine per la calibrazione, come spettacolon in figura 4.

Representative Results

Le 4 del recettore LDL maschio – / – mice descritti nella sezione protocollo sono stati sacrificati dopo 4 settimane di AngII infusione. Aorte sono state raccolte, pulite, e ripreso visualizzare dilatazioni aortiche. Come mostrato in figura 3, aorte hanno diverse caratteristiche diverse tra cui l'espansione della regione surrenale (AAA, Figura 3A), l'espansione della regione ascendente (TAA; Figura 3B), o l'espansione di entrambe le regioni (presenza di entrambi AAA e TAA; Figura 3C), mentre la morfologia di un mouse sono abbondantemente normale (Figura 3D). Dilatazione dell'aorta addominale viene quantificato misurando la larghezza massima ex vivo della regione surrenale, come illustrato dalla linea rossa nella Figura 3A. Per misurare la dilatazione dell'aorta ascendente, aorte veniva aperto e riposte, come mostrato nella Figura 4. Superficie intimale è stata misurata nella regione aortica ascendente (zona circondata da thlinee rosse e nella Figura 4A) per quantificare TAA. Un righello è stato incluso in ogni immagine di standardizzare le misurazioni, come mostrato in entrambe le figure 3 e 4. . Figura 1. Immagine rappresentativa della pompa osmotica pieno Ogni pompa contiene due parti separate: un corpo principale e un moderatore di flusso. Dopo aver riempito il corpo pompa con AngII, il moderatore portata è inserito per sigillare la pompa. Figura 2. Processo di chirurgia pompa impianto (A) del mouse viene posizionato in una cappa laminare con un cono che è continuamente rilasciando isoflurano e ossigeno.; (B) un emostatico diritta viene inserito nella incisione cutanea per fare un tunnel sottocutaneo; (C) La pompa è inserito attraverso la incisione cutanea delicatamente; (D) L'incisione cutanea viene pinzato dopo l'inserimento della pompa. Figura 3. immagini aortica (ex vivo) da topi infusi con AngII AngII 1.000 ng / kg / min è stato infuso in recettore LDL maschio -. / – Mice per 28 giorni. (A) AAA accompagnata da trombosi; Linea rossa (2.05 mm) mostra la misura della larghezza massima aortica nella regione surrenale. (B) Ascendente dilatazione aortica (TAA) con grossolanamente normale dell'aorta addominale; (C) dilatazioni profonde sia ascendente e surrenali regioni aortici (TAA e AAAS); (D) dell'aorta grossolanamente normale senza dilatazione apparente di crescente o soprarenale regione aortica. 4.jpg "/> Figura 4. En immagini di volti di regioni dell'aorta toracica da topi infusi con AngII Angii 1.000 ng / kg / min è stato infuso in recettore LDL maschio -. / – Topi per 28 giorni. Superficie delineata da una linea rossa rappresenta la regione aortica ascendente compreso parte dell'arco aortico. 1 Dose richiesta 1.000 ng / kg / min 2 Inizia il peso corporeo (il più grande del mouse) 24.8 g 3 Totale stimato del peso corporeo 1 g 4 Tasso di pompaggio 0.25 pl / h 5 Number di topi 4 6 Dose per ora per animali 1518 ng 7 Conc necessario 6072 ng / ml 8 Per 300 la soluzione ul 1.82 mg / 300 ml SOLUZIONE NECESSARIO 9 Totale AngII (mg) 7.3 mg 10 Disciolto in soluzione salina &# 160; 1.200 pl Topo Peso corporeo Fattore di diluizione Volume (ml) Pompa Peso (g) Rapporto Riempito # (g) AngII Salino Vuoto Pieno (%) 1 24.5 1.0 296,4 3.6 1,1443 1,3877 99 2 23.0 0.9 278.2 21.8 1,1677 1,4145 100 3 24.8 1.0 300.0 0.0 1,1438 1,3904 100 4 21.8 0.9 263,7 36.3 1,1438 1,3904 100 Fattore di diluizione = peso corporeo del peso del mouse / corpo del grande topo Topo Peso corporeo Fattore di diluizione Volume (ml) Pompa Peso (g) Rapporto Riempito # (g) AngII Salino Vuoto Pieno (%) 1 24.5 1.0 296,4 3.6 1,1443 1,3877 99 2 23.0 0.9 278.2 21.8 1,1677 1,4145 100 3 24.8 1.0 300.0 0.0 1,1438 1,3904 100 4 21.8 0.9 263,7 36.3 1,1438 1,3904 100 Tabella 1: Calcolo per 28 giorni infusione tramite pompe osmotiche.

Discussion

Pompe osmotiche offrendo AngII sottocutanea è un approccio di routine per indurre aneurismi aortici nei topi. Sulla base dei dati provenienti da molti laboratori, ci sono state scoperte coerenti che questo è un metodo affidabile e riproducibile per studiare sia AAAs 3,4 e TAA 22-26 nei topi. Pertanto, questo modello di topo è considerato un modello che riassume molte caratteristiche di aneurismi aortici umani e fornisce approfondimenti meccanicistici in queste malattie devastanti.

Mentre l'invecchiamento è un fattore di rischio per AAA negli esseri umani, non è stato sistematicamente studiata per AAA AngII-indotta nei topi. Tuttavia, sembra incidenza e la gravità di AAA AngII-indotti sono simili nei topi all'età di 8 – 48 settimane 4,5,7. Attualmente, ci sono solo pochi studi che riportano TAA AngII-indotta nei topi all'età di 8 – 24 settimane 22-26, che non presentavano differenze correlati all'età sulla formazione TAA.

Topi di sesso femminile hanno una molto più bassa incidenza di AAA di topi maschi infuso con AngII 4,28. Vale anche la pena notare che l'incidenza di AngII indotta AAA è molto più alto rispetto ai topi in iper normo-cholesterolemic, che è oltre il 50% rispetto a meno del 30%, rispettivamente. Inoltre, la rottura aortica è frequente (circa 10 – 30%) sia in topi normo- e ipercolesterolemici durante AngII infusione. L'infusione di AngII ad una velocità di 1.000 ng / kg / min in topi ipercolesterolemici, come recettore LDL – / – mice nutriti con una dieta occidentale o apolipoproteina (apoE) – / – mice nutriti con una dieta normale o occidentale, ha effetti massimi su AAA sviluppo 3,4,29. Questa velocità di infusione è ottimale per uno studio in cui la manipolazione di un gene di interesse nei topi ipercolesterolemici si prevede di ridurre AAA. Se una manipolazione nei topi ipercolesterolemici dovrebbe aumentare AAA, si raccomanda di infusione AngII ad una velocità di 500 ng / kg / min o inferiore 30. In contrasto AAAs, non c'è demonstrated associazione tra genere maschile o ipercolesterolemia e AngII indotta TAA 25. Tuttavia, analogamente a AAA, se la manipolazione di un gene di interesse è previsto per aumentare TAA, si consiglia una velocità di infusione inferiore a 1.000 ng / kg / min per AngII infusione.

E 'anche importante sapere che incidenza e la gravità degli aneurismi dell'aorta AngII-indotti variano tra i singoli topi e tra gli studi. Se i topi non sviluppano aneurismi aortici, una potenziale possibilità è che AngII potrebbe non essere stato consegnato con successo in topi. Per la convalida di infusione ad una velocità elevata di AngII, ad esempio 1.000 ng / kg / min, la misurazione della pressione sanguigna è raccomandato prima e durante l'infusione AngII utilizzando un metodo tail-polsino non invasivo 31. AngII infusione ad una velocità di 1,000 ng / kg / min aumenta la pressione sanguigna sistolica nei topi. Inoltre, le concentrazioni plasmatiche possono essere renina misurati durante AngII infusione o in cessazione dal AngII ha un feedback negativo su rsecrezione enin. Pertanto, AngII infusione porta ad una diminuzione della concentrazione di renina nel plasma. Se un mouse infuso con AngII non ha patologie apparenti aortici, nessun aumento della pressione sanguigna, e nessuna diminuzione della concentrazione della renina plasmatica, indicherebbe che AngII non è stato consegnato in modo efficiente attraverso il mini-pompa osmotica impiantato. Consigliamo di rimuovere questo mouse dallo studio. E 'anche importante notare che alcuni topi non sviluppano aneurismi aortici, nonostante un aumento della pressione sanguigna sistolica e una diminuzione della concentrazione plasmatici di renina. Questi topi devono rimanere nello studio.

In sintesi, AngII infusione si ottiene impianto sottocutaneo utilizzando pompe osmotiche per indurre aneurismi aortici nei topi. Questo metodo offre AngII costantemente ad un tasso definito per durate designati che vengono utilizzati per studiare sia AAA e TAA.

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

The research work presented in this manuscript was supported by a grant (HL107319 to Alan Daugherty and HL107326 to Lisa A. Cassis) from the National Institutes of Health of the United States of America. The content in this manuscript is solely the responsibility of the authors and does not necessarily represent the official views of the National Institutes of Health. The publication of this manuscript was sponsored by DURECT Corporation.

Materials

Angiotensin II Bachem H-1705 compound used to induce aortic aneurysms
Alzet Osmotic Pumps DURECT Corporation Alzet Model 2004 feasible for 28-day infusion in mice weighed > 20 g
Saturated fat-enriched diet Harlan Teklad TD.88137 42% calories/calories to stimulate hypercholesterolemia in LDL receptor -/- mice
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Pyo, R., et al. Targeted gene disruption of matrix metalloproteinase-9 (gelatinase B) suppresses development of experimental abdominal aortic aneurysms. J Clin Invest. 105 (11), 1641-1649 (2000).
  2. Chiou, A. C., Chiu, B., Pearce, W. H. Murine aortic aneurysm produced by periarterial application of calcium chloride. J Surg Res. 99 (2), 371-376 (2001).
  3. Daugherty, A., Cassis, L. Chronic angiotensin II infusion promotes atherogenesis in low density lipoprotein receptor -/- mice. Ann NY Acad Sci. 892 (1), 108-118 (1999).
  4. Daugherty, A., Manning, M. W., Cassis, L. A. Angiotensin II promotes atherosclerotic lesions and aneurysms in apolipoprotein E-deficient mice. J Clin Invest. 105 (11), 1605-1612 (2000).
  5. Deng, G. G., et al. Urokinase-type plasminogen activator plays a critical role in angiotensin II-induced abdominal aortic aneurysm. Circ Res. 92 (5), 510-517 (2003).
  6. King, V. L., Trivedi, D., Gitlin, J. M., Loftin, C. D. Selective cyclooxygenase-2 inhibition with celecoxib decreases angiotensin II-induced abdominal aortic aneurysm formation in mice. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 26 (5), 1137-1143 (2006).
  7. Uchida, H. A., Poduri, A., Subramanian, V., Cassis, L. A., Daugherty, A. Urokinase-type plasminogen activator deficiency in bone marrow-derived cells augments rupture of angiotensin II-induced abdominal aortic aneurysms. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 31 (12), 2845-2852 (2011).
  8. Wang, Y. X., et al. Angiotensin II increases urokinase-type plasminogen activator expression and induces aneurysm in the abdominal aorta of apolipoprotein E-deficient mice. Am J Pathol. 159 (4), 1455-1464 (2001).
  9. Bruemmer, D., et al. Angiotensin II-accelerated atherosclerosis and aneurysm formation is attenuated in osteopontin-deficient mice. J Clin Invest. 112 (9), 1318-1331 (2003).
  10. Gavrila, D., et al. Vitamin E inhibits abdominal aortic aneurysm formation in angiotensin II-infused apolipoprotein E-deficient mice. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 25 (8), 1671-1677 (2005).
  11. Wang, J., et al. IgE actions on CD4+ T cells, mast cells, and macrophages participate in the pathogenesis of experimental abdominal aortic aneurysms. EMBO Mol Med. 6 (7), 952-969 (2014).
  12. Yoshimura, K., et al. Regression of abdominal aortic aneurysm by inhibition of c-Jun N-terminal kinase. Nat Med. 11 (12), 1330-1338 (2005).
  13. Usui, F., et al. Inflammasome activation by mitochondrial oxidative stress in macrophages leads to the development of angiotensin II-induced aortic aneurysm. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 35 (1), 127-136 (2015).
  14. Mellak, S., et al. Angiotensin II mobilizes spleen monocytes to promote the development of abdominal aortic aneurysm in apoe-/- mice. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 35 (2), 378-388 (2015).
  15. Krishna, S. M., et al. Peptide antagonist of thrombospondin-1 promotes abdominal aortic aneurysm progression in the angiotensin II-infused apolipoprotein-E-deficient mouse. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 35 (2), 389-398 (2015).
  16. Norman, P. E., Curci, J. A. Understanding the effects of tobacco smoke on the pathogenesis of aortic aneurysm. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 33 (7), 1473-1477 (2013).
  17. Daugherty, A., Powell, J. T. Recent highlights of ATVB: aneurysms. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 34 (4), 691-694 (2014).
  18. Liu, J., Daugherty, A., Lu, H. Angiotensin II and abdominal aortic aneurysms: an update. Curr Pharm Design. , (2015).
  19. Rateri, D. L., Howatt, D. A., Moorleghen, J. J., Charnigo, R., Cassis, L. A., Daugherty, A. Prolonged infusion of angiotensin II in apoE(-/-) mice promotes macrophage recruitment with continued expansion of abdominal aortic aneurysm. Am J Pathol. 179 (3), 1542-1548 (2011).
  20. Saraff, K., Babamusta, F., Cassis, L. A., Daugherty, A. Aortic dissection precedes formation of aneurysms and atherosclerosis in angiotensin II-infused, apolipoprotein E-deficient mice. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 23 (9), 1621-1626 (2003).
  21. Daugherty, A., Cassis, L. A., Lu, H. Complex pathologies of angiotensin II-induced abdominal aortic aneurysms. J Zhejiang Univ Sci B. 12 (8), 624-628 (2011).
  22. Daugherty, A., Rateri, D. L., Charo, I. F., Owens, A. P., Howatt, D. A., Cassis, L. A. Angiotensin II infusion promotes ascending aortic aneurysms: attenuation by CCR2 deficiency in apoE-/- mice. Clin Sci (Lond). 118 (11), 681-689 (2010).
  23. Rateri, D. L., et al. Endothelial cell-specific deficiency of Ang II type 1a receptors attenuates Ang II-induced ascending aortic aneurysms in LDL receptor-/- mice). Circ Res. 108 (5), 574-581 (2011).
  24. Rateri, D. L., et al. Depletion of endothelial or smooth muscle cell-specific angiotensin II type 1a receptors does not influence aortic aneurysms or atherosclerosis in LDL receptor deficient mice. PLoS One. 7 (12), 10-1371 (2012).
  25. Rateri, D. L., et al. Angiotensin II induces region-specific medial disruption during evolution of ascending aortic aneurysms. Am J Pathol. 184 (9), 2586-2595 (2014).
  26. Davis, F. M., et al. Smooth muscle cell deletion of low-density lipoprotein receptor-related protein 1 augments angiotensin II-induced superior mesenteric arterial and ascending aortic aneurysms. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 35 (1), 155-162 (2015).
  27. Daugherty, A., Rateri, D. Development of experimental designs for atherosclerosis studies in mice. Methods. 36 (2), 129-138 (2005).
  28. Henriques, T. A., Huang, J., D’Souza, S. S., Daugherty, A., Cassis, L. A. Orchidectomy, but not ovariectomy, regulates angiotensin II-induced vascular diseases in apolipoprotein E-deficient mice. Endocrinology. 145 (8), 3866-3872 (2004).
  29. Daugherty, A., Manning, M. W., Cassis, L. A. Antagonism of AT2 receptors augments angiotensin II-induced abdominal aortic aneurysms and atherosclerosis. Br J Pharmacol. 134 (4), 865-870 (2001).
  30. Wang, S., et al. Deficiency of receptor-associated protein attenuates angiotensin II-induced atherosclerosis in hypercholesterolemic mice without influencing abdominal aortic aneurysms. Atherosclerosis. 220 (2), 375-380 (2011).
  31. Daugherty, A., Rateri, D., Lu, H., Balakrishnan, A. Measuring blood pressure in mice using volume pressure recording, a tail-cuff method. J Vis Exp. (27), e1291 (2009).

Tags

Subcutaneous InfusionAngiotensin IIOsmotic PumpsAortic AneurysmsMiceHypercholesterolemiaGender DependenceAbdominal Aortic AneurysmsThoracic Aortic Aneurysms

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Lu, H., Howatt, D. A., Balakrishnan, A., Moorleghen, J. J., Rateri, D. L., Cassis, L. A., Daugherty, A. Subcutaneous Angiotensin II Infusion using Osmotic Pumps Induces Aortic Aneurysms in Mice. J. Vis. Exp. (103), e53191, doi:10.3791/53191 (2015).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image