JoVE Journal > Medicine
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
의학

Subnormothermic Tekniği<em> Ex vivo</em> Karaciğer Depolama, Değerlendirme Perfüzyon ve Marjinal Karaciğer Greft Onarımı

Published: August 13, 2014
doi:
10.3791/51419
, , , , ,
1Multi Organ Transplant Program,Toronto General Hospital, 2Department of Surgery,Toronto General Hospital, 3Department of Medicine,Toronto General Hospital

Summary

Bu tür yağlı karaciğerleri, yaşlı donörden greft veya kardiyak ölüm (DCD) sonra alınan karaciğerinin Marjinal greftler, sadece kötü konvansiyonel, soğuk statik depolama tahammül. Biz transplantasyon öncesinde marjinal karaciğer greft korunması, değerlendirilmesi, ve onarımı için subnormothermic ex vivo karaciğer perfüzyon yeni bir model geliştirdi.

Abstract

Karaciğer nakli başarısı dramatik bir organ sıkıntısı sonuçlandı. En nakli bölgelerde karaciğer nakli için bekleme listesinde olan hastalarda% 20-30 bir organ nakli almadan ölmek ya da hastalığın ilerlemesi için delisted edilir. Donör havuzu artırmak için bir strateji gibi kardiyak ölüm (DCD) sonra yağlı karaciğerleri, yaşlı donörden greft veya bağış gibi marjinal greft, kullanılmasıdır. Soğuk statik depolama mevcut korunması tekniği sadece kötü önemli organ hasarına neden marjinal karaciğerinin tarafından tolere edilir. Buna ek olarak, soğuk statik depolama organı greft değerlendirme ya da transplantasyon öncesinde onarım izin vermez.

Soğuk statik koruma Bu eksiklikler, soğuk iskemik hasarını azaltmak korunması sırasında karaciğer greft değerlendirmek ve transplantasyon öncesinde marjinal karaciğerlerine onarmak için fırsatı keşfetmek için sıcak perfüze organ korunması bir ilgi tetikledi. Optimal presEmin ve akış koşulları, perfüzyon sıcaklık, perfüzyon çözeltisi bileşimi ve bir oksijen taşıyıcı için ihtiyaç geçmişte tartışmalı olmuştur.

Çeşitli hayvan çalışmalarında umut verici sonuçlara rağmen, karmaşıklığı ve maliyeti kadar daha geniş bir klinik kullanımlarını önlemiştir. Son zamanlarda, gelişmiş teknoloji ve ex vivo perfüzyon sırasında karaciğer fizyolojisinin daha iyi anlaşılması ile sıcak karaciğer perfüzyon sonucu geliştirilmiş ve sürekli iyi sonuçlar elde edilebilir.

Bu kağıt domuz karaciğer alma, depolama teknikleri, ve izole karaciğer perfüzyon hakkında bilgi verecek. Biz gereksinimleri organa yeterli oksijen kaynağı sağlamak için) bir göstermek, b) perfüzyon makine ve perfüzyon çözümü ve izole organ c) biyokimyasal yönleri hakkında teknik hususlar.

Introduction

Karaciğer transplantasyonu son dönem karaciğer hastalığı veya gelişmiş hepatosellüler karsinom hastalarının tek tedavi seçeneğidir. Son 25 yıldır, bekleme listesi aday sayısı giderek artmış ve mevcut greft sayısını aştı. Kalp atışlarım donörlerin sayısı son on yılda azalmıştır. Aynı zamanda, kardiyak ölüm (DCD) sonra bağış marjinal greft, yanı sıra eski ve yağlı karaciğerin numaraları 1,2 artmıştır.

Marjinal greftler sık ​​sık primer greft olmayan veya gecikmiş fonksiyonunun daha yüksek şans karaciğer nakli için reddedilir. DCD greft iskemik tip biliyer darlıkların (ITBS) gelişimi özel kaygı vericidir. Konvansiyonel statik soğuk muhafaza tekniğiyle, ITBS DCD greft yaklaşık% 10-40 görülür. Hastaların çoğunda, ITBS yeniden nakli veya hasta ölüme yol açar. Özellikle uzun süreli sıcak ve soğuk iskemik süreleri riskiITBS 3-7 faktörleri. Ek risk faktörleri olarak 7-10 Donör yaşı, ve koruma solüsyonu seçimi (CCR5 delta 32 gibi) genetik yatkınlığı da tartışılmıştır. Peribiliary kapların kısmi plaklarının DCD transplantasyon greft sonra 11 ITBS için potansiyel bir mekanizma olarak önerilmiştir.

Karaciğer nakli klinik tanıtılmasından önce, ex vivo karaciğer perfüzyonlar karaciğer metabolizmasını ve fizyolojisini 12,13 incelemek için kullanılmıştır. Karaciğer nakli 1960 yılında klinik ortamda kendi yolunu buldu sonra, sayısız girişimleri fizyolojik beslenme ve oksijenlenme koşullarını taklit ederek koruma yöntemi olarak ex vivo karaciğer perfüzyon kullanmak için yapılmıştır. Marjinal greft korunması için kendi programını son on yılda araştırılmıştır, ancak standart klinik bakım ulaşmadı. Biz son zamanlarda D safra kanalı yaralanması bir azalma tarifEx vivo CD karaciğer nakli korunmasını 14 perfüze. Perfüzyon çözümü ile ilgili farklı yaklaşımlar yapılmıştır. Seçim Wisconsin solüsyonu, IGL çözeltisi veya Steen çözelti 14-19 makine Üniversitesi gibi hücresel olmayan tedavisi için, bir verici hayvanın tam kan ya da plazma ı ile de kombinasyon halinde eritrosit gibi hücresel çözümler arasında değişir.

Sıcaklık 4-37 ° C'de 20 arasında değişir. Hipotermik, subnormothermic ve normotermik de isimlendirme çok değişken ve tutarsız olduğunu. Tüm farklı teknikler, çözümler ve sıcaklık ayarları 1) istikrarlı perfüzyon koşulları, 2) yeterli oksijenlenme ve organ fonksiyonlarının 3) yeniden kurulması hedefliyoruz. Geliştirilmiş koruma kapasitesi yanı sıra normotermik ve subnormothermic perfüzyon sırasında organ değerlendirilmesi ve tedavi yeteneği yüksek teknik karmaşıklığı ve hipotermik perfüzyon 20,21 oranla maliyetleri ile karşı karşıya.

Biz son 4 yılda subnormothermic ex vivo karaciğer perfüzyon sistemi geliştirdik. Sistem hepatik enerji içeriği "şarj" 1) için kullanılabilir, 2) Transplantasyon öncesinde marjinal karaciğerleri onarmak) greft kalitesini değerlendirmek, ve 3 için. Aşağıdaki protokol istikrarlı bir hepatik perfüzyon için tüm bilgileri içerir.

Protocol

Protokolünün şematik bir genel görünüşü Şekil 1'de gösterilmiştir. Şekil 1. Çalışma protokolü. Karaciğer hasarı domuz çalışma tasarımı kardiyak ölüm (DCD) modelinden sonra bir bağış dayanmaktadır. Tüm karaciğer damarlarının diseksiyonu sonra, kardiyak ölüm sıcak greft iskemi 45 dakika ile takip önledi edilir. Klinik ortamda, donör ve alıcı hastaneler arasında bir ekleme taşıma taklit etmek için, aşı, soğuk, çift akıtmadan sonra, 4 saat boyunca buz üzerinde saklanır. Soğuk depolamadan sonra organ perfüzyon stabilitesini değerlendirmek için 6 saat boyunca subnormothermic perfüze edilmiştir. Bir transplant modelinde, perfüzyon zamanlı enerji depolama şarj etmek ve organ uygulanabilirliğini değerlendirmek amacıyla kısa olabilir. tıklayın diyeBu rakamın büyük bir versiyonunu görmek için yeniden. 1. Hayvanlar NOT: Erkek Yorkshire domuz, 30-35 kg, bu çalışma için kullanılmıştır. Tüm hayvanlar Tıbbi Araştırmalar Ulusal Derneği ve "Ulusal Sağlık Enstitüleri tarafından yayınlanan 'Laboratuvar Hayvanları arasında Bakım Kılavuzu' tarafından formüle 'Laboratuar Hayvan Bakımı İlkeleri' ile uyumlu insancıl bakıma aldı. Toronto Genel Araştırma Enstitüsü Hayvan Bakım Komitesi, tüm çalışmalarını onayladı. 2. Organ Alma Perfüzyon / transplantasyon önce 1 hafta boyunca araştırma tesislerinde erkek ev Yorkshire domuz stres düzeyini azaltmak ve konut koşulları hayvanları alıştırmak için. Tesis içinde konut az 2 gün perfüzyon en sonucunu 22,23 değiştirebilecek bir stres kaynaklı fiziksel reaksiyonu, yol açacaktır. Domuz uyutmakketamin (25 mg / kg) ve atropin (0,04 mg / kg) ve midazolama (/ kg 0.15 mg) oluşan bir karışım, bir kas içine (im) enjeksiyon yoluyla uygulanabilir. Entübasyon öncesinde, domuz% 5 izofluran dosed O 2 kendiliğinden 2 L nefes sağlamak. Vokal kord spazmları önlemek için entübasyon öncesi% 2 lidokain 2 dk ses tellerini püskürtün. Örneğin, 35 kg'lık bir domuz için 6,5 fr kullanın. trakeal tüp. Oda havasının 3-5 ml trakeal tüp engelleyin. Entübasyon sonrası, doğru entübasyon onaylamak için Kapnometri kullanın. % 2 izofluran gazı indirin. 14-16 solunum / dk ve 10 ml / kg vücut ağırlığı bir tidal hacme vantilatör ayarlayın. Ringer laktat çözeltisi infüzyonu (saat başına 200 mi) izin vermek için kulak damarlarının birinde bir 20 G damar içine (IV) kateter yerleştirin. Sonra domuz fırçalayın ve steril örtüler ile örtün. Sol yanal uzantısı tarafından izlenen bir ensizyon olun. Büyük ve küçük bağırsakları kapağı ve sol tarafına taşımak için bir havlu kullanın. Ayrı INFEanterior vena kava (IVC) ve birbirlerinden uzak aort; arka ligatı aort dalları; yalıtmak ve yapışık dokudan serbest renal arterler. Falciforme ligament ve koter kullanılarak üçgen ligament bölün. Pankreas ve portal ven arasındaki periton bir kesi ile portal ven bırakın. Portal ven pankreas tahliye damarları kapalı kravat. Portal ven altında çölyak gövde incelemek ve aorta geriye izleyin. 2-0 kravat ile mezenterik arteri çevreleyecek; şube posteriora çölyak gövde için dalak ve sol gastrik arterler, surround. Portal ven kapalı çölyak gövde teşrih. Lenfatik sızmasını önlemek için hepatoduodenal ligament içindeki lenf damarları Arter. Bağları arasında sağ gastrik arter bölün. Küçük damarları Arter. Ligamentinden safra kanalı ayırın ve distale bağlanmasından sonra bölmek. Kalp ve çölyak tr arasındaki diyaframın arkasında aortu dissekeunk; aorta etrafında 2-0 kravat yerleştirin. Elektro koter kullanılarak sağ tarafındaki alt kava karaciğer bırakın; cava ve karaciğer arasındaki üst kısmı için makas kullanın. Safra kesesi çıkarın ve safra kesesi yatağından Kanayan dağlamak. Heparin iv 1,000 IU / kg donör ağırlığı yönetmek. DCD model için Heparin verildikten sonra 40 mval KCl 3 dakika Intracardial enjeksiyonu ile kalp krizine neden. Sıcak iskemi başlangıç ​​noktası olarak ayarlayın kardiyak arrest. Perfüzyon için, hemen sonra kalp ölümü CPDA torbalarda domuz kanı 1.6 L (sitrat, fosfat, dekstroz, adenosin) toplar. Yumuşak bir spin (frensiz 2.000 xg) gerçekleştirin. Plazma ve steril durumda (biyogüvenlik kabini sınıf II) kapsamında buffy coat çıkarın ve transfüzyon CPDA torbalarda eritrositleri saklayın. Organ floş hatları ile cannulate portal ven ve aort. Femoral, böbrek, dalak, mezenterik ve sol gastrik sanat etrafında önceden ayarlanmış bağlarını kapalı kravateri aynı zamanda üst aorta gibi. Kalp yenerek donör (HBD) modeli için, kalp dayak koşullar altında aorta ve portal ven kateterizasyonu gerçekleştirin. 45 dakika sıcak iskemi sonra, aort (basınç torba) ve portal ven (yer çekimi) üzerinden çift perfüzyon kullanarak Wisconsin Üniversitesi (UW) çözümü ile karaciğer yıkayın. Uzun kalan bütün gemileri bırakarak, domuz dışarı karaciğer kesin. Lütfen tablo hazırlanması sırasında, bir Satinsky kelepçe ve portal ven çıkış berraklaşıncaya kadar retrograd alt IVC vasıtasıyla karaciğer UW çözeltisi, yaklaşık 0.5 L çalkalama işlemi kullanarak üst IVC kelepçe. Aort ve çölyak gövde tüm arteriyel dalları kapalı kravat. Sualtı çözeltisi, yaklaşık 0.5 L bir atardamar geri tablo basınç perfüzyon gerçekleştirin. UW solüsyonu kullanarak safra yıkayın. Luer Lock 1/2 "x 3/8" daraltıcılar kullanılarak İVK üst ve alt kısımlarını Cannulate; "3/8 kullanarak portal ven ve karaciğer arter cannulate; Luer Lock x 1/4 "ve 1/4" x 3/8 "düşürücüler. Venöz drenaj gibi, üst ve alt vena kava kullanın. , Bir organ torbaya karaciğer yerleştirin organı çanta kapatın ve perfüzyon başlayana kadar buz üzerinde karaciğer depolar. 3. ex vivo Karaciğer Perfüzyon 2000 mi Steen solüsyonu içeren perfüzyon solüsyonu hazırlayın, 400 mi, alyuvarlar, 550 mg sodyum piruvat, 100 mi asit çözeltisi (% 10 Travasol), 10 mg kalsiyum glukonat, 1000 IE hızlı etkili insülin, 1 gr sefazolin, 500 mg metronidazol ile yıkandı, amino ve 10.000 IU heparin. Vazodilatasyon, immunsupresyona, reaktif oksijen türlerinin atma, ya da belirli çalışma protokolüne dayalı karaciğer hücre tedavisi için diğer molekülleri ekleyin. Diyaliz bileşeni için, standart bir 3.5 mM potasyum, 25 mM bikarbonat, 27 mM glükoz ihtiva eden diyalizatın yanı sıra, 275 mg / L 'piruvat kullanın. Perfüzyon devresini (şema Şekil 2) ayarlayın. Şekil 2. Devre kurmak. Başlangıç ​​ve bitiş noktası olarak ana rezervuar geliyor, perfüzyon çözüm bir oksitleyici ile bir santrifüj pompa ile tahrik edilir. Sağ çözeltinin oksijenasyon sonra, devre elektrolit homeostaz için bir diyaliz birimine çalışan daha küçük bir hattı böler ve daha büyük satır kalıntı beyaz kan hücreleri (WBC) indirgenmesi için bir lökosit filtre çalışan. Diyalizatör boyunca çalışan Çözelti ana rezervuara geri döner. Lökosit filtresinden sonra devre 2 eşit çizgiler içine tekrar böler. Bir satır hepatik arter serpmek doğrudan aort içine yüksek basınçta (yaklaşık 60 mmHg) çalışır. Diğer çizgi, ikinci bir hazneye boşaltır. Bu depodan portal ven perfüze. Portal perfüzyon basıncı (2-6 mmHg civarında) rezervuar çözümü seviyesinin yükselmesi enerjiye bağlıdır. Tüm sıvılar dr vardıraltyapı ve arka ana rezervuar içine supra-hepatik kava yoluyla ained. Ağırlık azaltılması ve homojen bir perfüzyon için, karaciğer ısı ayarlı su dolu bir havuza yerleştirilir. Geçirimsiz bir membran ile su ayrılır ve bir perfüzyon süspansiyon yüzer edilir. , bu rakamın büyük bir versiyonunu görmek için lütfen buraya tıklayınız. 3 L rezervuar (ana rezervuar) devrenin tüm sıvıları toplamak ve çıkışı kelepçe. Ticari bir oksitleyici tarafından izlenen bir santrifüj pompa çıkışı bağlayın. Oksijenatör arkasında, 2 satır halinde tüp bölünmüş. Bir diyalizatör bir hat bağlamak ve ana rezervuar içine geri boşaltın. Bir lökosit azaltma filtresi ikinci hattını bağlayın. Hepatik arter perfüzyon çözüm sağlayan bir arteriyel hat, içine lökosit azaltma filtreden sonra hattını ve bir portal v Ayrılalımyerçekimi çıkışı ile portal ven içine akıtır ikinci bir rezervuar, perfüzyon çözüm sunuyor Venöz hattı. Portal girişi Kelepçe. Sıvı hatırladığım için ana rezervuar drene vena kava hattına arteriyel hattını bağlayın. Asit veya karaciğerden perfüzyon çözeltisi sızıntı toplanması için, ana deposuna bağlı bir emme hattını hazırlamak. Ana haznesinden çıkış kelepçesini ve perfüzyon çözeltisi ile devre doldurun. / Dak 1,500 mermi de santrifüj pompa başlatın. Perfüzyon çözüm ana rezervuar geri vena kava hattına arteriyel hat üzerinden sürücü olacaktır. Tüm hava devreyi tahrik olduğundan emin olun. Oksitleyici gaz beslemesini açın. Buz kapalı karaciğeri alın. Tuzlu su kullanılarak UW çözüm yıkayın. Önlemek için ideal bir yerçekimi-serbest ortamda, gemilere erişimi kolaylaştırmak için aşağı dışbükey tarafı, karaciğer yerleştirintemas yüzeyi ile organ sıkıştırma. Bir ısı ve kısma su banyosu kullanın. 20 ° C'ye kadar devre ve su banyosu içinde başlangıç ​​sıcaklığına ayarlayın. Su geçirmez bir membran ile su banyosu Kapak ve zar üzerine karaciğer yerleştirin. Perfüzyon solüsyonu ile karaciğer daldırarak yerçekimi tahrik sıkıştırma azaltın. 1.000 mermi / dk santrifüj pompanın hızını azaltın ve arteriyel ve vena kava hatlarının bağlantısı iki kelepçe yerleştirin. Daha sonra, kıskaçlar arasında boruyu kesmek. 3-yollu konnektörü kullanılarak, her iki kava çıkışlarını katılmak ve vena kava hattına bağlayın. , Arteriyel hattan kelepçesini baloncuklar kurtulmak için arteriyel kanül içine perfüzyon çözüm dökün ve kanül hattı bağlayın. / Dk 1.500 mermi santrifüj pompa artırın. Vena kava hattından ikinci kelepçe bırakın. Onu doldurmak için portal venöz rezervuar kelepçesini. Perfüzyon çözeltisi portal cannu dökün Letla ve bağlayın. Portal rezervuar stabil sıvı seviyelerinin özel dikkat gösterin. Arteriyel, portal ve vena kava kanüller Luer Kilitler basınç hatlarını bağlayın. Fizyolojik koşulları taklit etmek için, sağ kabına tedavileri uygulanır. Artmış portal venöz glikoz degrade taklit ve glikojen sentezini 24,25 uyaran bir degrade oluşturmak amacıyla arteriyel hattına portal ven içine glikoz değil enjekte edilir. Devresine karaciğer bağlandıktan sonra, 60 dakika içinde 33 ° C'ye sıcaklığını yükseltir. 40 mmHg yaklaşık 250 ml / dakika hızında bir arteriyel başlayan akışı için hedefliyoruz. Basıncı 70 mmHg kadar artırılır kez bu perfüzyon sırasında 700 ml / dk ulaşabilir. Sıcaklık başlayan at, 3-5 mmHg 500-600 ml / dak portal ven akımı hedefliyoruz. Sıcaklığını yükselterek sonra, 4-6 mmHg 1.100 ml / dak kadar artacak portal venöz akışını izlemek. Physiologica Yukarıda aşan portal basıncı önlemekl değerleri (8 mmHg civarında) sinüzoidal fenestrasyonlar 26 korumak için. Organı hasar görmesini önlemek için / dak 2,000 ml üzerinde toplam akış aşan kaçının. Fonksiyonel çıkış tıkanıklığının karaciğer tıkanıklığını önlemek için ana rezervuar düşürerek -2 mmHg çıkışı ayarlayın. Önceden belirlenmiş değerlere 27 perfüzyon çözeltisi dengeye getirilmesi amacıyla, devre diyaliz bileşeni ekleyin. 500 ml / saat diyalizat akışını ayarlayın. Perfüzyon çözüm seyreltilmiş ne de konsantre edilir ne şekilde diyaliz çıkış ayarlamak için özel bir dikkat çekmek. Perfüzyon ilk bir saat içinde ana rezervuar dikkatle izlenmesi gerekir! O 2 (% 95-98) ve CO 2 (% 2-5) bir ana gaz karışımı bileşenini kullanarak organ fonksiyonunu kurtarmak ve korumak için doku homojen oksijenasyonu sağlamak. Karaciğer metabolizmasını ve perfüzyon sırasında pH değeri talebini değiştirir beri perfüzyon sırasında değişken gaz kullanmayın. Başlangıcında sırasında düşük bir pH değerinde tutmakperfüzyon paradoks pH kavramı 28 ile organın korunması ve UW çözelti içinde depolamadan sonra başlangıç ​​tarihi, fizyolojik pH reoksijenasyonun altında hızlı bağlantı kaynaklanabilir, ciddi doku hasarı önlemek için, organ 7 'nin altında bir pH değeri asidotik CO kısmi basıncını ayarlama var 2 sürekli olarak 25-30 mmHg kadar pH 1 saat içinde, fizyolojik bir seviyeye ulaşacak şekilde. Perfüzyon çözeltisinin standart bikarbonat fizyolojik konsantrasyon elde etmek için devreye sodyum ya da potasyum bikarbonat ekleyin. Dikkatle tekrarlayan kan gazı ve elektrolit kontrolü altına enjekte edilir. Periyodik venöz ve arteriyel kan gazı ve AST analizleri ile perfüzyon izleyin. Venöz PO 2 perfüzyon sırasında 175 mmHg üzerinde kalır. Vasküler akım ve basıncın izlenmesi ve sürekli vasküler dirençte tarafından istikrarlı bir perfüzyon unutmayın. 8 saat kadar kararlı perfüzyon sistemi tutun. Ex vivo olarak perfüzyon periyodunun sonunda, serin20 ° C perfüzyon sistemi aşağı ve karaciğer devrenin boru bağlantısını kestikten sonra, buz gibi soğuk UW solüsyonu ile ikili olarak karaciğer perfüzyon çözüm yıkayın. Bir kez daha, steril bir organ torbaya buz üzerine yerleştirilmiş karaciğer saklayın.

Representative Results

Aşağıda, önceden subnormothermic ex vivo perfüzyon başlamasından 45 dakika Ilık ve 4 saat soğuk iskemi sonrasında DCD-greft ile 5 perfüzyon deneylerin sonuçlarını sunmak. Bir ex vivo karaciğer perfüzyon için ana hedefi organa yeterli oksijen kaynağı sağlamaktır. İskemi böylece perfüzyon direncini arttırarak, vazokonstriksiyona neden olur. Istikrarlı baskılarla sürekli damar akımlarını sağlanması yeterli oksijenlenme iyi bir göstergedir. 1-2 saatlik bir başlangıç ​​süresi boyunca perfüzyon çözeltisi ve organın karaciğer damar direncini deceases 33 ° C kadar ısıtılır. 33 ° C hedef sıcaklık elde edildikten sonra, akım değerleri 6 saat perfüzyon süresi (Şekil 3A-3D) geri kalanı için bir sabit, yaklaşık fizyolojik mesafeden daha anlamlıdır. Aynı zamanda, bir organ, metabolik olarak aktif hale gelir. Şekil 4A, venöz po <göstermektedirsub> 2, oksijen tüketimi bir belirteci. Sabit bir plato ilk 2 saat içinde venöz pO2 düşer. Bu konumda, metabolik açıdan aktif, karaciğer içinde safra (Şekil 4B) üretmeye başlar. Diyalizörler dengeli elektrolit homeostazisini (Şekil 4C-4D) sağlar. Bir başlangıç ​​hiperkalemi hızla tesviye edilir. Çevrimiçi AST ölçüm hepatosellüler hasarın izlenmesi olarak hizmet vermektedir. 5 görüntüler tüm perfüzyon dönemi boyunca sadece sığ bir doğrusal AST artışı Şekil. Perfüzyon 6 saat sonra, H & E boyama hepatosit nekroz <dokunulmamış lobular ve sinüzoidal bir yapı (Şekil 6) ile% 5 ortaya koymaktadır. Aynı zaman noktasında PAS boyanması, soğuk muhafaza DCD greft (Şekil 7) olarak tükenmiş depolama ile karşılaştırıldığında hücresel glikojen depolama doldurulan gösterir. Şekil 3. Perfüzyon akışları ve basınç (n = 5, hata çubukları standart sapmayı göstermektedir). (A, B) Karaciğer arter (HA), akış ve basınç ısınma aşamasında, ilk 1-2 saat içinde, akış sabit basınçta artar ve daha sonra sabittir. Portal ven basıncının azaltılması (C) bakıldığında, perfüzyon sonuna doğru HA akış artış olduğu bir karaciğer otoregülatör tepki olabilir. (C, D) boyunca HA akışına karşılık gelen portal ven (PV) akışı artar ısınma ilk 2 saat. Baskılar nispeten istikrarlı kalır. Şekil 4. İzleme parametreleri (n = 5, hata çubukları standart sapmayı göstermektedir). Venöz pO2 oksijen ihtiyacı ve metabolik aktivite bir işaretleyici ısınmanın ilk aşaması olan azaldıkça nedeniyle aktive Cellula (A)r metabolizması; bu daha sonra sabit kalır metabolik faaliyetinin bir belirleyicisi olarak (B) 'Safra üretim perfüzyon birinci ve ikinci saat arasında, bu şekilde, 30 ° C sıcaklık altında başlar ve (C, D) diyaliz elektrolit homeostazı sağlar..; ilk hiperkalemi hızla dengelenir. Şekil 5. AST (n = 5, hata çubukları standart sapmayı göstermektedir) AST hepatoselüler hasarın duyarlı bir göstergesidir.; Sığ bir artış, ex vivo perfüzyon sırasında herhangi bir önemli yaralanmaya göstermektedir. Şekil 6. H & E boyama (20X büyütme). Sıcak iskemi öncesi (A) Sham karaciğer örnek, bozulmamış architectur ile bir temsilci karaciğer lopçukör. (B), Karaciğer örnek sıcak iskemi, 45 dakika soğuk iskemi, 4 saat ve subnormothermic perfüzyon 6 saat sonra lobuler nekroz ve en az sayıda hücre şişmesi olmadan sağlam, sinüzoidal alanlarda hafif göre büyüdüğü sahte örnek.

Discussion

DCD karaciğer nakli taklit eden bir domuz modelinde, biz göstermiştir ki istikrarlı perfüzyon parametreleri, az hepatosit hasarı, ve aktif hepatik metabolizmasında hücresel perfüzyon çözüm sonuçları ile subnormothermic karaciğer perfüzyon. Kurmak Bizim subnormothermic perfüzyon hepatosellüler homeostazını ve metabolizmayı kurtarmak için kanıtlanmıştır. Glikojen depo restore ve metabolitleri atılır.

Koruma tekniği olarak ex vivo karaciğer perfüzyon ilk kez organ korunması ve transplantasyon öncesinde sırasında greft fonksiyonu ve yaralanma belirteçleri değerlendirmek için bir fırsat sunuyor. Greft perfüzyon homojenlik makroskopik değerlendirmenin yanında, akış değerleri greft canlılığı iyi bir göstergesi ve 29 önce uğradığı iskemik hasarın kapsamını sağlar. Oksijen tüketimi ve safra üretimi metabolik fonksiyonu göstergeleridir. AST gibi karaciğer enzimleri olarak kullanılabilirhepatosellüler hasarın 30 derece ve dinamiklerini sess. Bu kapsamlı greft değerlendirme transplantable ve non-transplantable marjinal organlar arasında güvenilir bir ayrımcılığa izin verebilir.

Sıcaklık metabolizma gibi ATP ve glikojen sentezini sağlamak için yeterlidir çünkü bizim perfüzyon sisteminde 33 ° C arasında bir sıcaklık tercih subnormothermic. Aynı zamanda, işemik yaralanmaya karşı ek koruma sağlar normotermik perfüzyon ayarlarına göre azalmış oksijen ihtiyacını içerir. Genel olarak, 30 ° C'nin üzerindeki sıcaklıklar perfüzyon soğuk iskemik hasarı en aza indirmek ve yeterli metabolik aktivitesi 31 sunduğu gösterilmiştir.

Diğer gruplara aksine, biz perfüzeye olarak tam kan yoktu, ama yıkanmış ve süzülmüş kırmızı kan hücreleri ile bir normoaktif-ozmotik albümin çözeltisi (Steen). Plazma bileşenleri hariç olarak, trombositler ve lökositler tarafından, perfüzyon çözeltisi kesilirex vivo perfüzyon sırasında pro-enflamatuar sinyalini en aza indirmek için imzaladı.

Greft değerlendirilmesine ek olarak, birkaç saat boyunca sabit perfüzyon koşullar aşı tedavisi sağlar. Çok sayıda moleküller deneysel koşullar altında 32 reperfüzyon hasarı azaltmak için göstermiştir. Ancak, hemen hemen hiçbir tedavi rejimi henüz klinik uygulamaya yolunda yaptı. Bir nedeni, soğuk depolama sırasında bu tedavileri uygulamak için fırsat eksikliği gibi görünüyor. Bir eks vivo perfüzyon sistemine bir metabolik açıdan aktif karaciğer tedavinin herhangi bir uygulama için en uygunudur. Bu bağlamda, sadece tedavi of Kupffer hücre etkinliği ya da reaktif oksijen türlerinin atma zayıflama gibi reperfüzyon koşulların iyileştirilmesi için olan düşünülebilir, ancak aynı zamanda gen tedavisi gibi tedaviler Hepatit C tekrarlamasına karşı, örneğin greft, hale geçmektedir. Diğer potansiyel stratejiler ex vivo perfüzyon sırasında steatoz üzerine azalma içerebilirdönem 33.

Özet olarak, ex vivo olarak karaciğer perfüzyon soğuk iskemik hasarı en aza indirmek için ve karaciğer nakli öncesinde marjinal karaciğer greft değerlendirmek için yeni bir stratejidir. Ex vivo perfüzyon ayarı tamir ve transplantasyon durum greftler önce eşsiz bir fırsat sunuyor.

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Çalışma Roche Organ Nakli Araştırma Vakfı (ROTRF) ve Astellas araştırma bursları ile desteklenmiştir. Markus Selzner bir FBDTÖ Kariyer Geliştirme Ödülü ile desteklenmiştir. Matthias Knaak Astellas Araştırma Bursu ile desteklenmiştir. Biz Uwe Mummenhoff ve cömert destek için Birmingham ailesine teşekkür.

Materials

circuit Maquet (Hirrlingen, GER) custom made main reservoir (3L, 3/8" outflow)
– portal reservoir (1.5L, 1/4", outflow)
– centrifugal pump
– oxygenator
– leukocyte filter
tubing (1/4" x 1/16") Raumedic (Helmbrechts, GER) MED7506
tubing (3/8" x 3/32") Raumedic (Helmbrechts, GER) MED7536
tubing connectors Raumedic (Helmbrechts, GER) various sizes
dialysis filter, Optiflux F160NR Fresenius Medical Care (Waltham, MA) F160NR
STEEN solution XVIVO (Göteborg, SWE) 19004 2L
dialysis acid concentrate A Baxter (Mississauga, ON) D12188M 45ml
amino acid, Travasol 10% Baxter (Mississauga, ON) JB6760 100ml
Sodium Pyruvate Sigma-Aldrich (St. Louis, MO) P2256 1.1g
Heparin Sandoz Canada Inc (Toronto, ON) 10750 40000 iU
Calcium Gluconate Pharmaceutical Partners of Canada (Richmond Hill, ON) C31110 10mg
fast acting Insulin various vendors 1000 iU
Cefazoline various vendors 1g
Metronidazole Baxter (Mississauga, ON) JB3401 500mg
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Qiu, J., Ozawa, M., Terasaki, P. I. Liver transplantation in the United States. Clinical Transplants. , 17-28 (2005).
  2. Maheshwari, A., Maley, W., Li, Z., Thuluvath, P. J. Biliary complications and outcomes of liver transplantation from donors after cardiac death. Liver Transpl. 13 (12), 1645-1653 (2007).
  3. Reich, D. J., Hong, J. C. Current status of donation after cardiac death liver transplantation. Curr Opin Organ Transplant. 15 (3), 316-321 (2010).
  4. Grewal, H. P., et al. Liver transplantation using controlled donation after cardiac death donors: an analysis of a large single-center experience. Liver Transpl. 15 (9), 1028-1035 (2009).
  5. Nguyen, J. H., et al. Long-term outcomes of donation after cardiac death liver allografts from a single center. Clin Transplant. 23 (2), 168-173 (2009).
  6. Heidenhain, C., et al. Incidence of and risk factors for ischemic-type biliary lesions following orthotopic liver transplantation. Transpl Int. 23 (1), 14-22 (2010).
  7. Moench, C., Uhrig, A., Lohse, A. W., Otto, G. CC chemokine receptor 5delta32 polymorphism-a risk factor for ischemic-type biliary lesions following orthotopic liver transplantation. Liver Transpl. 10 (3), 434-439 (2004).
  8. Iacob, S., et al. Genetic, immunological and clinical risk factors for biliary strictures following liver transplantation. Liver Int. 32 (8), 1253-1261 (2012).
  9. Heidenhain, C., Puhl, G., Moench, C., Lautem, A., Neuhaus, P. Chemokine Receptor-5Delta32 Mutation is No Risk Factor for Ischemic-Type Biliary Lesion in Liver Transplantation. J Transplant. , (2009).
  10. Hashimoto, K., et al. Use of tissue plasminogen activator in liver transplantation from donation after cardiac death donors. Am J Transplant. 10 (12), 2665-2672 (2010).
  11. Staib, W., Scholz, R. . Stoffwechsel der perfundierten Leber. , (1968).
  12. Brauer, R. W. Liver. Annu Rev Physiol. 18, 253-278 (1956).
  13. Boehnert, M. U., et al. Normothermic acellular ex vivo liver perfusion reduces liver and bile duct injury of pig livers retrieved after cardiac death. Am J Transplant. 13 (6), 1441-1449 (2013).
  14. Guarrera, J. V., et al. Hypothermic machine preservation in human liver transplantation: the first clinical series. Am J Transplant. 10 (2), 372-381 (2010).
  15. Fondevila, C., et al. Hypothermic oxygenated machine perfusion in porcine donation after circulatory determination of death liver transplant. Transplantation. 94 (1), 22-29 (2012).
  16. Rougemont, O., et al. One hour hypothermic oxygenated perfusion (HOPE) protects nonviable liver allografts donated after cardiac death. Ann Surg. 250 (5), 674-683 (2009).
  17. Chung, W. Y., et al. Addition of a kidney to the normothermic ex vivo perfused porcine liver model does not increase cytokine response. J Artif Organs. 15 (3), 290-294 (2012).
  18. Brockmann, J., et al. Normothermic perfusion: a new paradigm for organ preservation. Ann Surg. 250 (1), 1-6 (2009).
  19. Hessheimer, A. J., Fondevila, C., García-Valdecasas, J. C. Extracorporeal machine liver perfusion: are we warming up. Curr Opin Organ Transplant. 17 (2), 143-147 (2012).
  20. Vogel, T., Brockmann, J. G., Friend, P. J. Ex-vivo normothermic liver perfusion: an update. Curr Opin Organ Transplant. 15 (2), 167-172 (2010).
  21. Swindle, M. M., Smith, A. C. Best practices for performing experimental surgery in swine. J Invest Surg. 26 (2), 63-71 (2013).
  22. Smith, A. C., Swindle, M. M. Preparation of swine for the laboratory. ILAR J. 47 (4), 358-363 (2006).
  23. Cywes, R., et al. Effect of intraportal glucose infusion on hepatic glycogen content and degradation, and outcome of liver transplantation. Ann Surg. 216 (3), 235-246 (1992).
  24. Ishida, T., et al. Differential effects of oral, peripheral intravenous, and intraportal glucose on hepatic glucose uptake and insulin and glucagon extraction in conscious dogs. J Clin Invest. 72 (2), 590-601 (1983).
  25. Morsiani, E., Aleotti, A., Ricci, D. Haemodynamic and ultrastructural observations on the rat liver after two-thirds partial hepatectomy. J Anat. 4 (Pt 4), 507-515 (1998).
  26. Schön, M. R., et al. Liver transplantation after organ preservation with normothermic extracorporeal perfusion. Ann Surg. 233 (1), 114-123 (2001).
  27. Currin, R. T., Gores, G. J., Thurman, R. G., Lemasters, J. J. Protection by acidotic pH against anoxic cell killing in perfused rat liver: evidence for a pH paradox. FASEB J. 5 (2), 207-210 (1991).
  28. Derveaux, K., et al. Does ex vivo vascular resistance reflect viability of non-heart-beating donor livers?. Transplant Proc. 37 (1), 338-339 (2005).
  29. Guarrera, J. V., et al. Hypothermic Machine Preservation of Human Liver Allografts: Markers of Reperfusion Injury [abstract# 1282]. Am J Transpl. 7, 476 (2007).
  30. Tolboom, H., et al. Subnormothermic machine perfusion at both 20°C and 30°C recovers ischemic rat livers for successful transplantation. J Surg Res. 175 (1), 149-156 (2012).
  31. Vollmar, B., Menger, M. D. The hepatic microcirculation: mechanistic contributions and therapeutic targets in liver injury and repair. Physiol Rev. 89 (4), 1269-1339 (2009).
  32. Jamieson, R. W., et al. Hepatic steatosis and normothermic perfusion-preliminary experiments in a porcine model. Transplantation. 92 (3), 289-295 (2011).

Tags

Liver TransplantationOrgan ShortageMarginal GraftsCold Static StorageWarm Perfused Organ PreservationEx Vivo Liver PerfusionOxygen SupplyPerfusion MachinePerfusion SolutionIsolated Organ

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Knaak, J. M., Spetzler, V. N., Goldaracena, N., Louis, K. S., Selzner, N., Selzner, M. Technique of Subnormothermic Ex Vivo Liver Perfusion for the Storage, Assessment, and Repair of Marginal Liver Grafts. J. Vis. Exp. (90), e51419, doi:10.3791/51419 (2014).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image