Studio di fagolisosoma Biogenesis nei macrofagi in diretta

Published: March 10, 2014
doi:

Abstract

Fagociti giocano un ruolo importante nel sistema immunitario innato rimuovendo ed eliminando microrganismi invasori nelle loro fagosomi. Phagosome maturazione è un processo complesso e strettamente regolata durante la quale un phagosome nascente subisce drastica trasformazione attraverso le interazioni ben orchestrate, con vari organuli cellulari e scomparti nel citoplasma. Questo processo, che è essenziale per la funzione fisiologica di fagociti dotando phagosomes con le loro proprietà litici e battericide, culmina nella fusione di phagosomes con i lisosomi e biogenesi dei phagolysosomes che è considerato come l'ultimo e fondamentale fase di maturazione per phagosomes. In questo rapporto, descriviamo un metodo basato imaging cellulare dal vivo per l'analisi qualitativa e quantitativa del processo dinamico di lisosomi per phagosome fornitura di contenuti, che è una caratteristica di fagolisosoma biogenesi. Questo approccio utilizza microsfere IgG rivestite come modello per phagocytosis e molecole di destrano fluoroforo coniugato come sonda carico lisosomiale luminale, per seguire la consegna di contenuto dinamico lysosmal ai fagosomi in tempo reale in macrofagi vivi usando time-lapse imaging e microscopia confocale. Qui si descrive nel dettaglio sullo sfondo, le fasi di preparazione e la configurazione step-by-step sperimentale per consentire la distribuzione facile e precisa di questo metodo in altri laboratori. Il nostro metodo descritto è semplice, robusta e, soprattutto, può essere facilmente adattato per studiare le interazioni phagosomal e maturazione in sistemi diversi e in varie impostazioni sperimentali, come l'uso di vari tipi di fagociti, la perdita di funzione esperimenti, diverse sonde, e particelle fagociti.

Introduction

Fagociti professionali, tra macrofagi, svolgono un fondamentale nel sistema immunitario. Oltre ad essere la prima linea di difesa del sistema immunitario innato, ma anche svolgere un ruolo critico nella attivazione della immunità adattativa attraverso la loro segnalazione e presentanti l'antigene ruolo 1-3. Mentre la funzione dei fagociti professionali è multiforme, phagosome maturazione è la spina dorsale critico della funzione di elaborazione battericida ed antigene dei fagociti professionali 4,5. Su engulfment recettore mediata e l'assorbimento di un bersaglio fagocitaria, come batteri, phagosome nascente passa attraverso una sequenza complessa ed armonico di interazione e scambi con compartimenti della rete endocitosi e diversi altri organelli cellulari 6. La natura dei composti scambiate con queste entità cellulari, nonché il regolamento e la tempistica degli eventi di fusione determina il phagosomal milieu luminale e le phagoscomposizione OMAL membrana e, quindi 7, il destino del phagosome maturazione 8.

La rilevanza fisiologica di phagosome maturazione è esemplificata dalle diverse strategie utilizzate dai vari agenti patogeni intracellulari di sfuggire, arresto o sovvertire phagosome maturazione 9. La maggior parte di queste strategie impediscono direttamente o indirettamente, la fase finale e critica del processo di maturazione phagosome: la fusione di phagosome con scomparti fine endosomal / lisosomiali, che conferisce loro la maggior parte degli enzimi idrolitici e fattori anti-batterici di un phagosome maturo 7 , 8,10. Analisi di questo passaggio finale e critico quindi ci può fornire con forti indicatori sullo stato di maturazione dei fagosomi e se lo stato fisiologico è essere positivamente o negativamente colpito sotto le impostazioni sperimentali particolari che vengono utilizzati.

Il vano tardi endosomal / lisosomiales sono generalmente considerati essere i compartimenti terminali della via endocitosi, definiti e distinti dai primi compartimenti endocitici dalla presenza di vari, determinata fase, molecole marcatori. Per esempio enzimi idrolitici o componenti di membrana quali le proteine ​​di membrana lisosomiale associata (lampade) tra gli altri 11. Il terminale endocitica compartimenti-d'ora in poi indicato semplicemente come lisosomi-servono anche come location principale per le fasi finali della digestione, alla fine della fagocitosi / endocytic percorso 12. In questo modo, non digeribili sonde possono essere caricati tramite endocitosi e macropinocitosi dall'ambiente extracellulare e trasportati attraverso la via endocytic ai lisosomi, dove si accumula 13,14 dopo aver seguito un determinato ciclo di assorbimento e inseguimento. Sonde fluoroforo coniugato per la microscopia a fluorescenza come il destrano polimero organico nondigestible sono comunemente usati come endocyticprobes 15-17.

<p class = "jove_content"> In questo metodo, si descrive l'utilizzo di microsfere IgG rivestite come carico fagocitica indagare phagosome maturazione analizzando la consegna di lisosomiale contenuto luminale a phagosomes. Utilizzando una sonda destrano fluoroforo coniugato come marcatore facilmente rilevabile dei lisosomi nel midollo osseo dal vivo macrofagi derivati ​​(BMM) e time-lapse video di imaging con un microscopio confocale a scansione laser, seguiamo il processo dinamico di consegna del carico in phagosomes con elevata risoluzione temporale. Abbiamo poi descrive come i dati di imaging time-lapse raccolti possono essere valutate utilizzando l'open-source e software di analisi dell'immagine liberamente disponibile, Fiji (o ImageJ), statisticamente analizzati utilizzando Microsoft Excel e presentata utilizzando il software GraphPad Prism 14,18.

Dopo la descrizione del nostro metodo, esperimenti analoghi possono essere progettati utilizzando le impostazioni modificate e fattori di indagare la loro influenza sulla phagosome maturazione; qualsiasi otil suo tipo di fagociti primarie o linee cellulari aderenti, la perdita genetica degli esperimenti funzionali, tra cui gene knock-out e knock-down, mutanti o espressione delle proteine ​​di fusione, fagocitosi-obiettivi, composti di rivestimento microbead, sonde endosomal / lisosomiali e fattori quali una citochine, inibitori chimici o siRNA tra gli altri sono tutte variabili che possono essere applicate per l'approccio di base di questo metodo.

Definiamo l'obiettivo e requisiti di base di questo metodo come segue:

  • Obiettivo del metodo: per consentire l'osservazione diretta, quantitativa e qualitativa e l'analisi di phagosome maturazione con alta risoluzione temporale nel vivere fagociti.
  • Carico dei fagociti: Un microparticelle opportunamente rivestiti o bersaglio biologico. Qui usiamo IgG-rivestito 3 micron microparticelle sferiche di polistirolo che sono prontamente interiorizzati attraverso il recettore Fc-γ fagocitosi mediata. In alternativa, qualsiasi microrganismo o un microfono patinataroparticle per i quali è presente un recettore fagocitica delle cellule può essere utilizzato.
  • Fagociti: fagociti aderenti esprimono gli appropriati recettori fagociti. Qui usiamo il mouse BMMs primari abbondantemente esprimono i recettori Fc-γ. In alternativa, potrebbero essere utilizzati cellule dendritiche (DC), monociti o cellule epiteliali fagocitarie o loro mutanti o varianti genetiche knock-out.
  • Lisosomiali cargo: Una sonda lisosomiale fluorescente. Qui, Texas Red-coniugato 70.000 kDa destrano (Dex70kD) è usato come il carico luminale dei lisosomi. In alternativa, qualsiasi marcatore fluorescente rilevabile di un compartimento cellulare o organello, o una sonda appropriata per le proprietà phagosomal come acidità o degradativa capacità, potrebbe essere utilizzata per studiare la progressione della phagosome maturazione.
  • Fattori che influenzano: Ad esempio, molecole di segnalazione, composti chimici, gene knock-down, o espressione transiente di proteine ​​mutanti potrebbe. Qui, abbiamo Förguno l'uso di tale fattore per semplicità, ma per un esempio recente con l'espressione della proteina mutante e di knock-down fattori che influenzano Si prega di vedere Kasmapour et al. 18 Qualsiasi fattore che può influenzare la fagocitosi o le circostanze e la mobilità dei phagosomes e / o compartimenti che interagiscono con phagosomes scadenza potrebbero essere utilizzati.

Protocol

Cura degli animali e di tutte le procedure in questo protocollo seguono le linee guida istituzionali e nazionali. Preparare i preparativi che sono indicati da "Π-" in anticipo. 1. Preparazione di BMMs Eseguire l'abbattimento dei topi da dislocazione cervicale. Rimuovere femore e tibia ossa, ossa liberi dal tessuto e tagliare le due estremità per l'accessibilità del midollo osseo. Mantenere ossa in PBS freddo o m…

Representative Results

La corretta preparazione delle cellule e le perline per l'imaging è critica. Figura 1 mostra il profilo della semina, sonda-loading e gradini di imaging iniziale, in questo metodo, basato sulla nostra protocollo ottimizzato per BMMs. È pertanto indispensabile che i parametri di protocollo testati e ottimizzati a seconda del tipo di cellule e sonde che devono essere utilizzati. Dopo l'aggiunta delle perline rivestite con IgG verso le cellule precaricati, è importan…

Discussion

Nella sezione seguente si discuterà fasi critiche del metodo presentato e le sue limitazioni. Inoltre, ci si collegherà alcuni dei problemi comuni con le loro soluzioni, introdurre eventuali modifiche e valutare i vantaggi del nostro metodo così come i metodi complementari adatti per questo approccio.

La preparazione delle perline, compreso l'accoppiamento di IgG di superficie delle sfere, è cruciale e l'uso di preparati unfresh dovrebbe essere evitata. In aggiunta a ciò, è anc…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Ringraziamo i membri del Laboratorio di Biologia phagosome per la lettura critica del manoscritto. Questo lavoro è supportato da una sovvenzione Helmholtz Young Investigator (Iniziativa e Networking fondi dell'Associazione Helmholtz) e un programma di priorità SPP1580 Concessione del Consiglio per la ricerca tedesca (Deutsche Forschungsgemeinschaft, DFG).

Materials

Dulbecco's Modified Eagles Medium (D-MEM) PAA, Austria E15-009
Dulbecco's Modified Eagles Medium without phenol red (D-MEM) PAA, Austria E15-047
Fetal Bovine Serum (FBS) PAA, Austria A15-151
L-Glutamine PAA, Austria M11-004
PBS PAA, Austria H15-002
Penicillin/Streptomycin PAA, Austria P11-010
WillCo-dish® Glass bottom dish (35 mm ∅, #1.5) WillCo Wells, Netherlands GWSt-3522
CELLviewTM glass bottom dish, 35 mm Greiner Bio one, Germany 627871 Alternative: Available as segmented
Carboxylated latex microspheres Polysciences, USA #09850 Available in different diameters, we used 3 μm
Polystyrene microparticles Kisker Biotech, Germany PPs-3.0COOH
Triton-X 100 ROTH, Germany 305.1.3
mouse whole IgG Rockland, USA 010-0102
EDAC crosslinker Sigma-Aldrich, USA E6383-1g
10 mM Tris Sigma-Aldrich,USA T1503
1-ml syringe Omnifix -F B.Braun, Germany 9161406V
26 G needle (0.45*25 mm) B.Baun, Germany 4657683
RPMI 1640 PAA, Austria E15-039
Horse Serum Gibco, USA 16050-122
MES hydrate Sigma-Aldrich, USA M2933
0.2 μM syringe mounted filter Sartorius, Germany 83.1826.001

References

  1. Greenberg, S., Grinstein, S. Phagocytosis and innate immunity. Curr. Opin. Immunol. 14, 136-145 (2002).
  2. Jutras, I., Desjardins, M. Phagocytosis: at the crossroads of innate and adaptive immunity. Ann. Rev. Cell Dev. Biol. 21, 511-527 (2005).
  3. Iwasaki, A., Medzhitov, R. Regulation of adaptive immunity by the innate immune system. Science. 327, 291-295 (2010).
  4. Stuart, L., Ezekowitz, R. Phagocytosis: elegant complexity. Immunity. 22, 539-550 (2005).
  5. Blander, J. M., Medzhitov, R. On regulation of phagosome maturation and antigen presentation. Nat. Immunol. 7, 1029-1035 (2006).
  6. Flannagan, R. S., Jaumouille, V., Grinstein, S. The cell biology of phagocytosis. Annu. Rev. Pathol. 7, 61-98 (2012).
  7. Vieira, O. V., Botelho, R. J., Grinstein, S. Phagosome maturation: aging gracefully. Biochem. J. 366, 689-704 (2002).
  8. Haas, A. The phagosome: compartment with a license to kill. Traffic. 8, 311-330 (2007).
  9. Flannagan, R. S., Cosio, G., Grinstein, S. Antimicrobial mechanisms of phagocytes and bacterial evasion strategies. Nat Rev Microbiol. 7, 355-366 (2009).
  10. Luzio, J., Pryor, P., Bright, N. Lysosomes: fusion and function. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 8, 622-632 (2007).
  11. Huotari, J., Helenius, A. Endosome maturation. EMBO J. 30, 3481-3500 (2011).
  12. Luzio, J. P., et al. Lysosome-endosome fusion and lysosome biogenesis. J. Cell. Sci. 113 (pt 9), 1515-1524 (2000).
  13. Eissenberg, L., Goldman, W. Fusion of lysosomes with phagosomes containing Histoplasma capsulatum: use of fluoresceinated dextran). Adv. Exp. Med. Biol. 239, 53-61 (1988).
  14. de Souza Carvalho, C., et al. Internalization, phagolysosomal biogenesis and killing of mycobacteria in enucleated epithelial cells. Cell. Microbiol. 13, 1234-1249 (2011).
  15. Wang, Y. L. Differential and sequential delivery of fluorescent lysosomal probes into phagosomes in mouse peritoneal macrophages. J. Cell Biol. 104, 1749-1754 (1987).
  16. Harrison, R. E., Bucci, C., Vieira, O. V., Schroer, T. A., Grinstein, S. Phagosomes Fuse with Late Endosomes and/or Lysosomes by Extension of Membrane Protrusions along Microtubules: Role of Rab7 and RILP. Mol. Cell. Biol. 23, 6494-6506 (2003).
  17. Huynh, K. K., et al. LAMP proteins are required for fusion of lysosomes with phagosomes. EMBO J. 26, 313-324 (2007).
  18. Kasmapour, B., Gronow, A., Bleck, C., Hong, W., Gutierrez, M. Size-dependent mechanism of cargo sorting during lysosome-phagosome fusion is controlled by Rab34. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 109, 20485-20490 (2012).
  19. Snijder, B., et al. Population context determines cell-to-cell variability in endocytosis and virus infection. Nature. 461, 520-523 (2009).
  20. Knight, M., Roberts, S., Lee, D., Bader, D. Live cell imaging using confocal microscopy induces intracellular calcium transients and cell death. Am. J. Physiol. Cell Physiol. 284, 9 (2003).
  21. Hemmi, H., et al. A Toll-like receptor recognizes bacterial DNA. Nature. 408, 740-745 (2000).
  22. Underhill, D., Ozinsky, A. Toll-like receptors: key mediators of microbe detection. Curr. Opin. Immunol. 14, 103-110 (2002).
  23. Bohdanowicz, M., Cosío, G., Backer, J., Grinstein, S. Class I and class III phosphoinositide 3-kinases are required for actin polymerization that propels phagosomes. J. Cell Biol. 191, 999-1012 (2010).
  24. Hoffmann, E., et al. Initial receptor-ligand interactions modulate gene expression and phagosomal properties during both early and late stages of phagocytosis. Eur. J. Cell Biol. 89, 693-704 (2010).
  25. Yates, R., Hermetter, A., Russell, D. The kinetics of phagosome maturation as a function of phagosome/lysosome fusion and acquisition of hydrolytic activity. Traffic. 6, 413-420 (2005).
  26. Savina, A., et al. NOX2 controls phagosomal pH to regulate antigen processing during crosspresentation by dendritic cells. Cell. 126, 205-218 (2006).
  27. Yates, R., Hermetter, A., Russell, D. Recording phagosome maturation through the real-time, spectrofluorometric measurement of hydrolytic activities. Methods Mol. Biol. 531, 157-171 (2009).
  28. Russell, D., Vanderven, B., Glennie, S., Mwandumba, H., Heyderman, R. The macrophage marches on its phagosome: dynamic assays of phagosome function. Nat. Rev. Immunol. 9, 594-600 (2009).
  29. Hoffmann, E., et al. Autonomous phagosomal degradation and antigen presentation in dendritic cells. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 109, 14556-14561 (2012).
  30. Tan, S., Sukumar, N., Abramovitch, R., Parish, T., Russell, D. Mycobacterium tuberculosis Responds to Chloride and pH as Synergistic Cues to the Immune Status of its Host Cell. PLoS Pathog. 9, (2013).
  31. Aziz, M., Yang, W. -. L., Wang, P., Coliganet, J. E. Measurement of phagocytic engulfment of apoptotic cells by macrophages using pHrodo succinimidyl ester. Current protocols in immunology. 14, (2013).
  32. Rogers, L., Foster, L. The dynamic phagosomal proteome and the contribution of the endoplasmic reticulum. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 104, 18520-18525 (2007).
  33. Russell, D. G., Vanderven, B. C., Glennie, S., Mwandumba, H., Heyderman, R. S. The macrophage marches on its phagosome: dynamic assays of phagosome function. Nat. Rev. Immunol. 9, 594-600 (2009).
  34. Savina, A., Vargas, P., Guermonprez, P., Lennon, A. -. M., Amigorena, S. Measuring pH, ROS production, maturation, and degradation in dendritic cell phagosomes using cytofluorometry-based assays. Methods. Mol. Biol. 595, 383-402 (2010).

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Bronietzki, M., Kasmapour, B., Gutierrez, M. G. Study of Phagolysosome Biogenesis in Live Macrophages. J. Vis. Exp. (85), e51201, doi:10.3791/51201 (2014).

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