Summary

Una pantalla genética para aislar Toxoplasma gondii Célula huésped-mutantes Egress

Published: February 08, 2012
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Summary

Adelante la genética es un poderoso método para desentrañar el nivel molecular de cómo<em> Toxoplasma</em> Egresados ​​de su célula huésped. Protocolos se proporcionan para mutagenizar químicamente parásitos, enriquecer a los mutantes con defectos en la salida inducida, y validar el fenotipo de los mutantes clonados.

Abstract

La generalizada, intracelular obligado, protozoo parásito Toxoplasma gondii causa la enfermedad oportunista en pacientes inmunocomprometidos y causa defectos de nacimiento después de la infección congénita. El ciclo de replicación lítica se caracteriza por tres etapas: 1. invasión activa de una célula huésped nucleada; 2. replicación dentro de la célula huésped; 3. salida activa de la célula huésped. El mecanismo de salida está cada vez más apreciado como un proceso único, altamente regulado, lo que aún es poco conocido a nivel molecular. Las vías de señalización que subyacen salida se han caracterizado mediante el uso de agentes farmacológicos que actúan sobre los diferentes aspectos de las vías de 1-5. En este sentido, varios disparadores independientes de egreso se han identificado que todos convergen en la liberación de Ca 2 + intracelular, una señal de que también es crítico para la invasión de la célula huésped 6-8. Esta visión informó a un enfoque de genes candidatos que llevó a la identificacióncación de la planta como el calcio de la proteína quinasa dependiente (CDPK) que participan en salida 9. Además, varios avances recientes en la comprensión de salida se han realizado utilizando (química) los enfoques genéticos 10-12. Para combinar la riqueza de la información farmacológica con el aumento de la accesibilidad genética de Toxoplasma hemos establecido una pantalla que permite el enriquecimiento de los parásitos mutantes con un defecto en la salida de la célula huésped 13. Aunque mutagénesis química utilizando N-etil-N-nitrosourea (ENU) o metanosulfonato de etilo (EMS) se ha utilizado durante décadas en el estudio de la biología Toxoplasma 11,14,15, sólo recientemente se ha mapeo genético de las mutaciones que subyacen a los fenotipos convertido en una rutina 16 -18. Por otra parte, mediante la generación de mutantes sensibles a la temperatura, los procesos esenciales pueden ser analizados y los genes subyacentes identificados directamente. Estos mutantes se comportan como de tipo salvaje en la temperatura permisiva (35 º C), pero no proliferate a la temperatura restrictiva (40 ° C) como un resultado de la mutación en cuestión. Aquí se ilustra un nuevo método de cribado fenotípico para aislar mutantes con un fenotipo sensible a la temperatura de salida 13. El reto para las pantallas de egreso es separar egresados ​​de la no-egresados ​​parásitos, lo cual es complicado por la rápida re-invasión y la rigidez general de los parásitos de las células anfitrionas. Una pantalla de salida previamente establecida se basa en una serie de pasos engorrosos biotinilación para separar intracelular de parásitos extracelulares 11. Este método también no generar mutantes condicionales resultan en fenotipos débiles. El método descrito aquí supera la fuerte adhesión de egressing parásitos mediante la inclusión de un competidor glicano, sulfato de dextrano (DS), que impide que los parásitos se pegue a la célula huésped 19. Por otra parte, los parásitos extracelulares son específicamente exterminados por pirrolidina ditiocarbamato (PDTC), lo que deja los parásitos intracelularessanos y salvos 20. Por lo tanto, con una nueva pantalla fenotípica para aislar específicamente mutantes con defectos en el parásito de salida inducida por el poder de la genética ahora se puede estar totalmente desplegado para desentrañar los mecanismos moleculares subyacentes de salida de la célula huésped.

Protocol

Información general Protocolos se proporcionan para definir primero la dosificación de la mutágeno que conduce a una matanza 70% de los parásitos (protocolo 1). El siguiente procedimiento se ofrece para enriquecer los mutantes inducidos por el egreso de un grupo mutagenizado parásito (el protocolo 2, Figura 2). Esto es seguido por un protocolo para probar la incidencia de los mutantes de egreso en la piscina enriquecido, o para validar el fenotipo de salida en los mutantes individuales (pr…

Discussion

El protocolo descrito proporciona un método eficiente para aislar mutantes Toxoplasma con un defecto de salida. Hemos aislado con éxito mutantes a lo largo de diversas etapas de la vía de salida, algunos de los cuales tienen un fenotipo invasión de doble 13. Los efectos potenciales sobre la invasión se puede determinar utilizando el llamado ensayo de rojo-verde, que distingue invadido de no invadido por parásitos tinción diferencial anticuerpo 23,24. Para ambos ensayos de inva…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Este trabajo fue financiado por la Asociación Americana del Corazón de Desarrollo Científico Grant 0635480N y los Institutos Nacionales de Salud de becas de investigación AI081220. BIC es apoyado por una Caballeros Templarios Eye Foundation beca de investigación.

Materials

Name of the reagent Company Catalogue number Comments
ENU Sigma-Aldrich N3385 1 M Stock in DMSO, store at -20°C
EMS Sigma-Aldrich M0880 1 M Stock in DMSO, store at -20°C
Dextran Sulfate Sigma-Aldrich D4911  
PDTC Sigma-Aldrich P8765 100 mM Stock in PBS
Diff Quick EMD Chemicals 65044-93  
Filter holder Cole-Parmer 540100  
3 μm polycarbonate filter Whatman Schleicher & Schuell 110612  
Hemocytometer Hausser Scientific 1475  
CO2 incubators Various manufacturers   Humidified, 5% CO2, at 35, 37 and 40°C
Fluorescence microscope Various manufacturers   Ideally inverted, wide-field with 63x or 100x oil objective

HBSSc (according to Black et al.11):

  • 98.0 ml Hanks Balanced Salt Solution (Hyclone catalog number SH30588)
  • 100 μl 1M MgCl2 (100 mM end)
  • 100 μl 1M CaCl2 (100 mM end)
  • 2.0 ml 1M Hepes pH 7.3 (20 mM end)
  • 84 mg NaHCO3 (10 mM end)

References

  1. Carruthers, V. B., Moreno, S. N., Sibley, L. D. Ethanol and acetaldehyde elevate intracellular [Ca2+] and stimulate microneme discharge in Toxoplasma gondii. Biochem. J. 342 (Pt 2), 379-386 (1999).
  2. Moudy, R., Manning, T. J., Beckers, C. J. The loss of cytoplasmic potassium upon host cell breakdown triggers egress of Toxoplasma gondii. J. Biol. Chem. 276 (44), 41492-41501 (2001).
  3. Silverman, J. A. Induced activation of the Toxoplasma gondii nucleoside triphosphate hydrolase leads to depletion of host cell ATP levels and rapid exit of intracellular parasites from infected cells. J. Biol. Chem. 273 (20), 12352-12359 (1998).
  4. Stommel, E. W., Ely, K. H., Schwartzman, J. D., Kasper, L. H. Toxoplasma gondii: dithiol-induced Ca2+ flux causes egress of parasites from the parasitophorous vacuole. Exp. Parasitol. 87 (2), 88-97 (1997).
  5. Fruth, I. A., Arrizabalaga, G. Toxoplasma gondii: induction of egress by the potassium ionophore nigericin. Int. J. Parasitol. 37 (14), 1559-1567 (2007).
  6. Endo, T., Sethi, K. K., Piekarski, G. Toxoplasma gondii: calcium ionophore A23187-mediated exit of trophozoites from infected murine macrophages. Exp. Parasitol. 53 (2), 179-188 (1982).
  7. Hoff, E. F., Carruthers, V. B. Is Toxoplasma egress the first step in invasion. Trends Parasitol. 18 (6), 251-255 (2002).
  8. Wetzel, D. M., Chen, L. A., Ruiz, F. A., Moreno, S. N., Sibley, L. D. Calcium-mediated protein secretion potentiates motility in Toxoplasma gondii. J. Cell. Sci. 117 (Pt 24), 5739-5748 (2004).
  9. Lourido, S. Calcium-dependent protein kinase 1 is an essential regulator of exocytosis in Toxoplasma. Nature. 465 (7296), 359-362 (2010).
  10. Arrizabalaga, G., Ruiz, F., Moreno, S., Boothroyd, J. C. Ionophore-resistant mutant of Toxoplasma gondii reveals involvement of a sodium/hydrogen exchanger in calcium regulation. J. Cell. Biol. 165 (5), 653-662 (2004).
  11. Black, M. W., Arrizabalaga, G., Boothroyd, J. C. Ionophore-resistant mutants of Toxoplasma gondii reveal host cell permeabilization as an early event in egress. Mol. Cell. Biol. 20 (24), 9399-9408 (2000).
  12. Chandramohanadas, R. Apicomplexan Parasites Co-Opt Host Calpains to Facilitate Their Escape from Infected Cells. Science. , (2009).
  13. Eidell, K. P., Burke, T., Gubbels, M. J. Development of a screen to dissect Toxoplasma gondii egress. Mol. Biochem. Parasitol. 171 (2), 97-103 (2010).
  14. Pfefferkorn, E. R., Pfefferkorn, L. C. Toxoplasma gondii: isolation and preliminary characterization of temperature-sensitive mutants. Exp. Parasitol. 39 (3), 365-376 (1976).
  15. Pfefferkorn, E. R., Schwartzman, J. D., Kasper, L. H. Toxoplasma gondii: use of mutants to study the host-parasite relationship. Ciba. Found. Symp. 99, 74-91 (1983).
  16. Striepen, B. Genetic complementation in apicomplexan parasites. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 99 (9), 6304-6309 (2002).
  17. White, M. W. Genetic rescue of a Toxoplasma gondii conditional cell cycle mutant. Mol. Microbiol. 55 (4), 1060-1071 (2005).
  18. Gubbels, M. J. Forward Genetic Analysis of the Apicomplexan Cell Division Cycle in Toxoplasma gondii. PLoS Pathog. 4 (2), e36-e36 (2008).
  19. Carruthers, V. B., Hakansson, S., Giddings, O. K., Sibley, L. D. Toxoplasma gondii uses sulfated proteoglycans for substrate and host cell attachment. Infect. Immun. 68 (7), 4005-4011 (2000).
  20. Camps, M., Boothroyd, J. C. Toxoplasma gondii: selective killing of extracellular parasites by oxidation using pyrrolidine dithiocarbamate. Exp. Parasitol. 98 (4), 206-214 (2001).
  21. Roos, D. S., Donald, R. G., Morrissette, N. S., Moulton, A. L. Molecular tools for genetic dissection of the protozoan parasite Toxoplasma gondii. Methods Cell Biol. 45, 27-63 (1994).
  22. Gubbels, M. J., Li, C., Striepen, B. High-throughput growth assay for Toxoplasma gondii using yellow fluorescent protein. Antimicrob. Agents Chemother. 47 (1), 309-316 (2003).
  23. Carey, K. L., Westwood, N. J., Mitchison, T. J., Ward, G. E. A small-molecule approach to studying invasive mechanisms of Toxoplasma gondii. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 101 (19), 7433-7438 (2004).
  24. Kafsack, B. F., Carruthers, V. B., Pineda, F. J. Kinetic modeling of Toxoplasma gondii invasion. J. Theor. Biol. 249 (4), 817-825 (2007).
  25. Hanash, S. M., Boehnke, M., Chu, E. H., Neel, J. V., Kuick, R. D. Nonrandom distribution of structural mutants in ethylnitrosourea-treated cultured human lymphoblastoid cells. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 85 (1), 165-169 (1988).
  26. Kafsack, B. F. Rapid membrane disruption by a perforin-like protein facilitates parasite exit from host cells. Science. 323 (5913), 530-533 (2009).
  27. Lovett, J. L., Marchesini, N., Moreno, S. N., Sibley, L. D. Toxoplasma gondii microneme secretion involves intracellular Ca(2+) release from inositol 1,4,5-triphosphate (IP(3))/ryanodine-sensitive stores. J. Biol. Chem. 277 (29), 25870-25876 (2002).
  28. Nagamune, K. Abscisic acid controls calcium-dependent egress and development in Toxoplasma gondii. Nature. 451 (7175), 207-210 (2008).
  29. Tomita, T., Yamada, T., Weiss, L. M., Orlofsky, A. Externally triggered egress is the major fate of Toxoplasma gondii during acute infection. J. Immunol. 183 (10), 6667-6680 (2009).
  30. Persson, E. K. Death receptor ligation or exposure to perforin trigger rapid egress of the intracellular parasite Toxoplasma gondii. J. Immunol. 179 (12), 8357-8365 (2007).

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Cite This Article
Coleman, B. I., Gubbels, M. A Genetic Screen to Isolate Toxoplasma gondii Host-cell Egress Mutants. J. Vis. Exp. (60), e3807, doi:10.3791/3807 (2012).

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