JoVE Journal > Biochemistry
概要
Abstract
Introduction
Protocol
結果
Discussion
開示
Acknowledgements
Materials
参考文献
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
生化学

Извлечение модифицированных микротрубочек из клеток млекопитающих для изучения микротрубочек-белковых комплексов методом криоэлектронной микроскопии

Published: March 03, 2023
doi:
10.3791/65126
, , ,
1Oncode Institute and Division of Biochemistry,Netherlands Cancer Institute

概要

Здесь мы описываем протокол извлечения эндогенного тубулина из клеток млекопитающих, которые могут отсутствовать или содержать специфические ферменты, модифицирующие микротрубочки, для получения микротрубочек, обогащенных для конкретной модификации. Затем мы опишем, как экстрагированные микротрубочки могут быть украшены очищенными белками, связывающими микротрубочки, для получения сеток для криоэлектронной микроскопии.

Abstract

Микротрубочки являются важной частью цитоскелета и участвуют во внутриклеточной организации, делении и миграции клеток. В зависимости от посттрансляционных модификаций микротрубочки могут образовывать комплексы с различными взаимодействующими белками. Эти микротрубочно-белковые комплексы часто участвуют в заболеваниях человека. Понимание структуры таких комплексов полезно для выяснения механизмов их действия и может быть изучено с помощью криоэлектронной микроскопии (крио-ЭМ). Для получения таких комплексов для структурных исследований важно выделить микротрубочки, содержащие или не имеющие специфических посттрансляционных модификаций. Здесь мы описываем упрощенный протокол извлечения эндогенного тубулина из генетически модифицированных клеток млекопитающих, включающий полимеризацию микротрубочек с последующим седиментированием с использованием ультрацентрифугирования. Экстрагированный тубулин затем может быть использован для получения сеток криоэлектронного микроскопа с микротрубочками, которые связаны с очищенным интересующим белком, связывающим микротрубочки. В качестве примера мы демонстрируем экстракцию полностью тирозинированных микротрубочек из клеточных линий, в которых отсутствуют три известных тубулин-детирозинирующих фермента. Затем эти микротрубочки используются для создания белкового комплекса с ферментативно неактивной тубулиндетирозиназой, связанной с микротрубочками, на крио-ЭМ-сетках.

Introduction

Микротрубочки являются важной частью цитоскелета; Они участвуют в различных функциях, таких как миграция и деление клеток, но также вносят свой вклад во внутриклеточную организацию. Чтобы адаптироваться к различным функциональным судьбам, микротрубочки взаимодействуют с различными белками, связанными с микротрубочками (MAP), ферментами и другими белками, которые мы будем в совокупности называть «белками, взаимодействующими с микротрубочками». Связывание этих белков с микротрубочками может определяться различными модификациями тубулина, обычно называемыми «тубулиновым кодом»1. Примерами такого предпочтения являются митотический центромер-ассоциированный кинезин (MCAK)2 и динеин-динактиновый домен CAP-Gly p1503, которые предпочтительно связываются с тирозинированным тубулином, в то время как кинезиновые моторы центромер-ассоциированного белка E (CENP-E)4 и кинезина-25 предпочитают тубулин, в котором отсутствует С-концевой тирозин.

В то время как для изучения взаимодействий микротрубочек и белков можно использовать различные методы, криоэлектронная микроскопия (крио-ЭМ) часто используется для изучения этих взаимодействий с околоатомным разрешением 6,7. В последние годы крио-ЭМ-структуры показали, как крупные моторные белки, такие как динеин 8,9,10 и кинезин11, белки +TIP, такие как EB312,13 и MCAK 14, другие белки, такие как Tau15,16, и даже небольшие молекулы, такие как паклитаксел, пелорусид и зампанолид 17 взаимодействуют с микротрубочками. Для изучения взаимодействия микротрубочек с белками микротрубочки обычно извлекают из мозга свиньи18. После этого большинство исследований in vitro, включая структуры микротрубочек крио-ЭМ, проводятся с использованием тубулина головного мозга свиньи. Таким образом, результаты этих исследований скрывают важность гетерогенной природы модификаций тубулина19 между тканями и типами клеток. Это создает особую проблему при исследовании белка, который требует или предпочитает специфическую модификацию для связывания с микротрубочками. Это может быть проиллюстрировано тирозинированным тубулином, субстратом для детирозиназы микротрубочек MATCAP.

Детирозинирование представляет собой модификацию тубулина, при которой отсутствует С-концевая аминокислота тирозин α-тубулина, что связано с митотической, сердечной и нейрональной функцией20. В то время как полностью тирозинированные микротрубочки являются идеальным субстратом для MATCAP, он в значительной степени отсутствует в коммерчески доступных микротрубочках из мозга свиньи из-за функции вазохибинов 21,22 и MATCAP 23-детирозиназ в этой ткани 22,23,24,25,26. Хотя коммерчески доступный тубулин HeLa в основном содержит тирозинированные микротрубочки, может произойти детирозирование, и поэтому этот источник тубулина менее подходит для создания однородного образца для крио-ЭМ-анализа.

Чтобы стимулировать связывание MATCAP с микротрубочками и создать однородный образец для структурного анализа, мы искали источник микротрубочек, который полностью тирозинирован. С этой целью была создана клеточная линия с дефицитом MATCAP и вазохибина, которая использовалась для извлечения полностью тирозинированных микротрубочек. Процедура экстракции была основана на хорошо зарекомендовавших себя протоколах, которые используют повторяющиеся циклы полимеризации и деполимеризации микротрубочек для извлечения тубулина из ткани мозга или клеток 18,27,28,29,30, только с одной стадией полимеризации и центрифугированием над глицериновой подушкой. Используя MATCAP в качестве примера, мы затем продемонстрируем, как эти микротрубочки могут быть использованы для крио-ЭМ-исследований. Для приготовления крио-ЭМ сеток описан двухэтапный протокол применения при низкой концентрации соли. Методы, описанные в этой статье, описывают экстракцию настраиваемых микротрубочек в достаточных количествах и чистоте для выполнения крио-ЭМ-анализа и предоставляют подробный протокол о том, как использовать эти микротрубочки для создания комплексов белок-микротрубочки на крио-ЭМ-сетках.

Protocol

ПРИМЕЧАНИЕ: См. Таблицу материалов для получения подробной информации обо всех материалах и оборудовании, используемых в этом протоколе. 1. Клеточная культура ПРИМЕЧАНИЕ: Все клеточные культуры следует проводить в стерильном ламинарном колпаке. Чтобы следовать этому протоколу, сначала разморозьте флакон с замороженными клетками на водяной бане с температурой 37 °C. Здесь мы используем генетически модифицированную клеточную линию HCT116, в которой отсутствуют три известных детирозинирующих фермента, VASH1, VASH2 и MATCAP, для создания тирозинированного тубулина. Подготовьте пластину Ø 10 см, содержащую 10 мл соответствующей среды для культивирования клеток.ПРИМЕЧАНИЕ: В этом протоколе для генетически модифицированной клеточной линии HCT116 использовали DMEM (модифицированная среда Eagle Dulbecco) с добавлением 10% v/v FCS (эмбриональная сыворотка теленка) и антибиотик пенициллин/стрептомицин (питательная среда). Подсчитайте ячейки и посейте ~2,5 × 106 жизнеспособных клеток (~20% слияния) в подготовленную 10-сантиметровую тарелку. Аккуратно встряхните пластину, чтобы равномерно распределить ячейки. Инкубируйте чашку в инкубаторе клеточных культур с температурой 37 °C, отравленном газом 5% (об./об.) CO2 до тех пор, пока клетки не достигнут слияния 80-90%.ПРИМЕЧАНИЕ: Обычно это занимает 3 дня для клеток HCT116, но время может зависеть от конкретной плотности посева и используемой клеточной линии. Выбросьте питательную среду для клеток с помощью пипетки или вакуум-аспиратора и вымойте посуду 2 x 5 мл PBS.ПРИМЕЧАНИЕ: Следите за тем, чтобы не слишком сильно наносить PBS на монослой ячейки, так как это может отсоединить ячейки от пластины. Добавьте 1-2 мл трипсина и инкубируйте клетки в инкубаторе в течение 2-5 минут, чтобы отделить клетки. Добавьте 2 мл питательной среды в пластину для гашения трипсина. Разделите клеточную суспензию на три-пять равных частей и пересейте их для расширения клеток в питательной среде до получения 6-12 сливающихся 15-сантиметровых пластин. 2. Сбор урожая Аккуратно промойте клетки 10 мл PBS (1x), чтобы удалить любую среду для культивирования клеток. Отделите клетки от планшетов, инкубируя клетки в течение 5 минут при комнатной температуре с 3 мл ледяного PBS с добавлением 5 мМ ЭДТА (стерильный/отфильтрованный) и, следовательно, с помощью клеточного скребка. Соберите клетки в пробирку объемом 50 мл на льду и открутите вниз (10 мин, 250 × г).Обратите внимание на объем собранных клеток с помощью объемной шкалы на пробирке 50 мл.ПРИМЕЧАНИЕ: Ожидаемый объем может составлять от ~ 0,5 мл до 4 мл. ШАГ ПАУЗЫ: Заморозьте гранулы ячейки в LN2 и храните при температуре -20 °C до использования. Обратите внимание, что клеточный пеллет можно хранить только в течение нескольких недель или месяцев. Если гранулы хранятся дольше, это может привести к снижению выхода или отсутствию микротрубочек вообще. 3. Экстракция микротрубочек ПРИМЕЧАНИЕ: Держите все для шагов 3.1-3.5 на льду; все, начиная с шага 3.6, должно храниться в тепле (30-37 ° C). Приготовьте 10 мл ледяного буфера для лизиса, содержащего 100 мМ труб / КОН (pH 6,9), 2 мМ EGTA / KOH, 1 мМ MgCl2, 1 мМ PMSF и одну таблетку ингибитора протеазы (мини). Ресуспендируйте собранную клеточную гранулу в буфере лизиса 1:1 v/v (если вы сомневаетесь в точном объеме, возьмите меньше буфера лизиса, а не больше). Лизируйте клетки ультразвуком: 15 с вкл., 45 с выкл., amp 30, четыре цикла (определите условия экспериментально и измените в соответствии с ультразвуковым аппаратом).После обработки ультразвуком соберите образец для анализа SDS-PAGE: 2 мкл лизата + 18 мкл воды + 5 мкл 5x буфера образца SDS.ПРИМЕЧАНИЕ: Проверьте под стандартным световым микроскопом, действительно ли клетки полностью лизировались. Поместите лизированные клетки пипеткой в центробежную пробирку. Отжим в течение 1 ч при 100 000 × г при 4 °C в роторе ультрацентрифуги для очистки лизата.ПРИМЕЧАНИЕ: Убедитесь, что все карманы в роторе сухие и чистые, чтобы обеспечить правильную балансировку центрифуги. Используйте шприц, чтобы извлечь очищенный лизат. Следите за тем, чтобы не нарушить гранулы, а также плавающий слой сверху.Соберите образец очищенного лизата: 2 мкл лизата + 18 мкл воды + 5 мкл буфера для образца 5x SDS. Тщательно промойте гранулы и зачерпните немного гранул, проведя наконечником пипетки P10 через гранулу; добавьте 200 мкл воды и 50 мкл буфера SDS. Дополните надосадочную жидкость из предыдущего этапа 1 мМ ГТФ и 20 мкМ паклитаксела для полимеризации микротрубочек; для объема 1 мл добавьте 10 мкл 2 мМ паклитаксела и 10 мкл 100 мМ ГТФ.ВНИМАНИЕ: Паклитаксел может вызвать раздражение кожи, серьезное повреждение глаз, раздражение дыхательных путей, генетические дефекты, повреждение нерожденного ребенка и повреждение органов. Длительное или многократное воздействие вызывает повреждение органов. Ни в коем случае не вдыхайте, не распыляйте и не вытирайте пыль с вещества. Надевайте резиновые нитриловые перчатки, чтобы предотвратить контакт с кожей. Инкубируйте надосадочную жидкость с добавлением ГТФ/паклитаксела в течение 30 мин при 37 ° C, чтобы микротрубочки могли собраться. На этом этапе инкубации дайте ротору и ультрацентрифуге нагреться до 30 °C. Подготовьте буфер-подушку: добавьте 0,6 мл глицерина к 0,4 мл буфера для лизиса и дополните смесь 20 мкМ паклитакселом. Разогрейте буферную подушку до 37 °C. Добавьте 800 мкл буфера-подушки в ультрацентрифужную пробирку. Осторожно нанесите пипеткой лизат с добавлением ГТФ/паклитаксела поверх буфера-подушки.ПРИМЕЧАНИЕ: Предотвратите смешивание буфера-подушки и лизата путем очень осторожного пипетирования. Отжим в течение 30 мин при 100 000 × g при 30 °C в роторе ультрацентрифуги. Отметьте направленный наружу край центрифугирования, чтобы легко распознать, где должна образоваться гранула микротрубочки. Осторожно извлеките буфер-подушку с помощью пипетки, стараясь не повредить гранулы микротрубочек.Соберите образец буфера-подушки: 2 мкл + 18 мкл воды + 5 мкл 5-кратного буфера для образцов SDS. Тщательно промойте гранулы 3 раза теплым буфером для лизиса, чтобы удалить глицерин. Аккуратно распределите теплый буфер рядом с гранулой (не смывая жидкость непосредственно над гранулой), поверните трубку несколько раз, чтобы удалить как можно больше глицерина из гранулы и стенок пробирки, а затем аспирируйте и повторите.ПРИМЕЧАНИЕ: Если глицерин не смывается должным образом, сетка очень быстро расплавится под электронным освещением. Об этом может свидетельствовать высокое движение частиц, создающее размытые изображения. Приготовьте буфер для ресуспендирования со следующими ингредиентами: 100 мМ труб / КОН (pH 6,9), 2 мМ EGTA/KOH и 1 мМ MgCl2, и нагрейте буфер до 37 ° C. Осторожно ресуспендируйте промытые гранулы с отрезанным наконечником в ~ 50 мкл предварительно разогретого буфера ресуспендирования и держите пробирку при 37 °C.Соберите пробу ресуспендированной фракции гранул: 2 мкл + 18 мкл воды + 5 мкл 5-кратного буфера для образцов SDS.СОВЕТ: Разрезанный наконечник предотвращает разрушение микротрубочек. Подготовьте металлический нагревательный блок до 37 °C и храните его в коробке из полистирола, чтобы пробирки с образцами можно было легко транспортировать, не охлаждая их до комнатной температуры. 4. Подготовка крио-ЭМ решетки Подготовьте устройство погружной морозильной камеры, установив промокательную бумагу. Нагрейте морозильную камеру до 30 °C и установите увлажнение на 100%. Подождите ~ 30 минут, чтобы сбалансировать температуру и влажность. Подготовьте настройки погружной морозильной камеры для двух приложений и один раз запустите всю программу, чтобы убедиться, что настройки установлены правильно. Убедитесь, что первое приложение имеет силу 10, 2 с времени промокания и 0 с времени ожидания, а второе приложение имеет время промокания 10, 6,5 с и время ожидания 10 с. Тлеющий разряд крио-ЭМ решеток при 30 мА в течение 60 с. Охладите сборку контейнера из полистирола с помощью LN2 и приготовьте жидкий этан в металлической чашке, конденсируя газообразный этан в холодную металлическую чашку. Приготовьте буфер для разбавления со следующими компонентами: 100 мМ ТРУБ/КОН (pH 6,9), 2 мМ EGTA/KOH и 1 мМ MgCl2, и нагрейте его до 37 °C. Разбавьте белок, взаимодействующий с микротрубочками, 1:1 об. / об., буфером для разбавления непосредственно перед нанесением его на решетки, чтобы обеспечить снижение концентрации соли (мы использовали конечную концентрацию соли 50 мМ NaCl). Хранить смесь при температуре 37 °C. Возьмите светящуюся разряженную решетку пинцетом и вставьте их в морозильную камеру. Поместите контейнер из полистирола с жидким этаном в погружную морозильную камеру и выполните подготовленную программу: сначала нанесите 3,5 мкл раствора микротрубочек на решетку, дайте погружной морозильной камере промокнуть решетку, затем сразу же нанесите 3,5 мкл свежеразбавленного белка и, наконец, дайте поршню промокнуть и заморозить решетку в жидком этане. Перенесите сетки в ящик для хранения сетки и храните их в дьюаре LN2 до получения изображения.

Representative Results

Мы исследовали тубулиндетирозиназу MATCAP, связанную с тирозинированными микротрубочками с помощью крио-ЭМ. Для этого мы извлекли полностью тирозированные микротрубочки из генетически модифицированной клеточной линии HCT116, в которой отсутствуют все три известных детирозинирующих фермента, VASH1/2 и MATCAP. Мы использовали 6-12 сливающихся 15-сантиметровых чашек для извлечения микротрубочек примерно из 0,5-4 мл клеточной гранулы (рис. 1). После второй стадии центрифугирования (этап 3.11) получается видимая, но маленькая и прозрачная гранула (рис. 1I). Выход микротрубочек обычно составляет ~ 75 мкг. Если гранула не видна, это может указывать на проблему на одном из предыдущих этапов, такую как неправильная температура полимеризации микротрубочек, проблемы с качеством используемого ГТФ или паклитаксела или добавление слишком большого буфера лизиса, что приводит к концентрации тубулина, которая слишком мала для полимеризации. Чтобы оценить качество и концентрацию экстрагированных микротрубочек, мы проанализировали образцы на окрашенном Кумасси геле SDS (рис. 2А). Эти анализы показали, что извлеченные микротрубочки были относительно чистыми. Интерполированная концентрация микротрубочек, полученная в результате количественного определения BSA, составила ~ 1,4 мг / мл. Это хорошо согласуется с числом, измеренным спектрофотометром (рис. 2B, C). Свежеизвлеченные микротрубочки могут быть непосредственно использованы для изготовления образцов для крио-ЭМ. Микротрубочки должны выглядеть неповрежденными и обильными на микрофотографиях. Для дальнейшего крио-ЭМ-анализа важно иметь низкую плотность микротрубочек на микрофотографию, чтобы избежать пересечения микротрубочек друг с другом (рис. 3A). Сломанные микротрубочки или те, которые не видны, могут указывать на то, что микротрубочки деполимеризовались (например, из-за низкой температуры или гидролиза ГТФ) или что параметры блоттинга и замораживания погружением были установлены неправильно. Фон вокруг микротрубочек плотный, предположительно с неполимеризованным тубулином. Молекулярная масса MATCAP составляет 53 кДа, и он имеет глобулярный каталитический домен чуть ниже размера мономера тубулина. Таким образом, украшение MATCAP на микротрубочках может быть обнаружено визуально. Микротрубочки, которые не связывали MATCAP, имели «гладкие» края, тогда как микротрубочки, которые связывали MATCAP, имели «шероховатые» края, характеризующиеся электронно-плотными точками на поверхности микротрубочек (рис. 3B). Микротрубочки, связанные с MATCAP, и микротрубочки, не связанные с MATCAP, также могут быть выделены в рассчитанных 2D-классах, хотя из-за формы и размера это может отличаться для других белков, взаимодействующих с микротрубочками (рис. 3C). Чтобы подтвердить, что плотность действительно принадлежит интересующему белку, можно воспользоваться экспериментально определенными или предсказанными структурами. Мы также предлагаем сделать контрольную сетку, содержащую микротрубочки только для сравнения. Это указывает на то, были ли микротрубочки полимеризованы и экстрагированы неповрежденными в достаточно высокой концентрации и что процесс погружения был выполнен правильно. Мы заметили, что обилие микротрубочек уменьшилось в сетках при повторном применении MATCAP. Рисунок 1: Визуальное руководство экспериментальными шагами. (A) Клеточный гранул перед лизисом; (B) обработанные ультразвуком клетки в ультрацентрифужной трубке перед центрифугированием; (C) обработанные ультразвуком клетки в ультрацентрифужной пробирке после центрифугирования; (D) шприц с очищенной надосадочной жидкостью; Е) остаточные гранулы после удаления надосадочной жидкости, включая “белый плавающий слой”; f) наконечник P10 с гранулами клеточного мусора для геля SDS Coomaxie; (G) супернатант с добавлением ГТФ/паклитаксела перед инкубацией; h) супернатант, инкубированный ГТФ/паклитакселом, поверх глицериновой подушки в ультрацентрифужной пробирке; (I) очистить гранулы микротрубочек после второй стадии центрифугирования. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка. Рисунок 2: Определение чистоты и концентрации микротрубочек . (A) Окрашенный в Кумасси страничный гель SDS, показывающий образцы, взятые во время протокола экстракции, и сравнение концентраций BSA. S1 и P1 соответствуют надосадочной жидкости и грануле после первой стадии центрифугирования соответственно. S2 и P2 аналогично соответствуют второй стадии центрифугирования. (B) Линия нелинейной регрессии относительных величин BSA, полученных из A. Интерполяция полосы микротрубочек около 50 кДа в полосе P2 (микротрубочки) указывает на конечную концентрацию 1,42 мг/мл. (C) Спектрофотометрический анализ ресуспендированных микротрубочек (P2), измеренный двумя людьми и скорректированный на комбинированный коэффициент экстинкции TUBA1A и TUBB3 (0,971), указывает на среднюю и стандартную концентрацию отклонения 1,46 мг/мл ± 0,14 мг/мл. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка. Рисунок 3: Пример микрофотографий. (A) Пример микрофотографий, демонстрирующих микротрубочки, связанные с MATCAP. Микротрубочки, обозначенные зеленым прямоугольником, не повреждены, украшены и могут быть использованы для крио-ЭМ-анализа. Микротрубочка, обозначенная оранжевой рамкой, представляет собой неповрежденную и украшенную микротрубочку, но расположена близко к микротрубочкам слева от нее; поэтому его менее подходит для включения в крио-ЭМ-анализ. Микротрубочки в красной коробке пересекаются и ломаются. Они должны быть исключены из крио-ЭМ-анализа. (B) Увеличенный вид микротрубочки левой панели, окруженной зеленым цветом. Красные наконечники стрелок указывают на черные точки, которые появились только на микротрубочках на микрофотографиях, на которых был применен MATCAP, и, таким образом, вероятно, соответствуют MATCAP, связанному с микротрубочками. (C) Пример 2D-классов частиц микротрубочек, выбранных из A, которые показали высокое и низкое украшение, и 2D-класс из другого набора данных, для которого мы не наблюдали украшения с помощью MATCAP (крайняя правая панель). Масштабные линейки = (A) 50 нм, (B) 25 нм, (C) 10 нм. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка. Рисунок 4: Иммуноблоттинг-анализ микротрубочек, полученных из клеток HCT116 с дефицитом MATCAP и VASH1/2 с тройным нокаутом (TKO), коммерческого мозга свиньи и тубулина HeLa. Сокращения: TKO = тройной нокаут; mAb = моноклональное антитело; pAb = поликлональное антитело. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Discussion

Этот метод описывает, как быстро извлечь эндогенный тубулин из клеточных линий и впоследствии украсить эти микротрубочки на крио-ЭМ-сетках. Микротрубочки чувствительны к температуре. Они деполимеризуются в холодной среде и полимеризуются в теплой среде31. Поэтому крайне важно выполнить обработку ультразвуком и вращение клиренса (этапы 1.1-1.5) при 4 ° C для растворения тубулина. Если бы какие-либо факторы стабилизировали микротрубочки настолько хорошо, что они не деполимеризовались бы на этой стадии, эти микротрубочки и стабилизирующие факторы были бы отброшены в гранулу после первоначального отжима клиренса. После (повторной) полимеризации микротрубочек важно постоянно держать раствор, содержащий полимеризованные микротрубочки, в тепле. Мы извлекли микротрубочки из клеток HCT116, которые испытывают дефицит белков VASH1, VASH2 и MATCAP. Другие клеточные линии, а также ткани могут быть использованы для извлечения микротрубочек29, хотя загрязняющие вещества, изотипы тубулина и выход могут сильно отличаться от того, что описано здесь. Сверхэкспрессирующие плазмиды, содержащие модифицирующие ферменты, также могут быть использованы для введения специфических модификаций тубулина.

Другие протоколы 18,27,28,29,30 используют несколько циклов полимеризации и деполимеризации микротрубочек для получения микротрубочек, лишенных других взаимодействующих белков. Здесь мы упростили эти протоколы и полимеризуем микротрубочки только один раз. Возможно, что из-за этой одиночной полимеризации эти микротрубочки могут осаждаться вместе с другими белками, взаимодействующими с микротрубочками. Тем не менее, мы обнаружили, что этот протокол дает достаточно чистые микротрубочки для крио-ЭМ целей. Если для конкретных анализов требуется более чистый образец, дополнительные циклы полимеризации и деполимеризации могут дать более чистый образец, хотя это может быть за счет выхода микротрубочек. В этом протоколе мы использовали паклитаксел для полимеризации микротрубочек. Однако паклитаксел может смещать решетку микротрубочек в сторону определенного поворота и подъема, что может влиять на сродство интересующего белка к микротрубочкам. Другие реагенты, стабилизирующие микротрубочки, могут быть использованы, если паклитаксел не подходит; примерами этих реагентов являются молекулы, не относящиеся к таксану, такие как пелорусид, или негидролизуемые варианты GTP, такие как GMPCPP17,32.

Для структурного исследования белков, которые связываются с микротрубочками на крио-ЭМ-сетках, необходимо связать достаточное количество интересующего белка с микротрубочками. Часто встречающаяся проблема заключается в том, что белковые комплексы, стабильные в растворе, разваливаются на сетке. Для формирования белкового комплекса на сетке было важно сначала наложить микротрубочки, а затем нанести связывающий микротрубочки белок с низкой концентрацией соли на сетку, покрытую микротрубочками, таким образом собрав белковый комплекс непосредственно на сетке. Другие также сообщили о протоколе с низким содержанием соли33,34 и двухэтапном протоколеприменения 34,35,36 для успешного украшения микротрубочек. Вполне вероятно, что более низкая концентрация соли склоняет белковый комплекс к более стабильному взаимодействию из-за снижения электростатических зарядов. Однако из-за низкой концентрации соли интересующий белок подвержен риску осаждения. Поэтому настоятельно рекомендуется поддерживать содержание белка на уровне физиологически значимых концентраций соли или около них незадолго до остекловывания сеток. Этот двухэтапный протокол нанесения, вероятно, предотвращает распад белкового комплекса во время этапов блоттинга или погружения-замораживания. В этом протоколе мы использовали Vitrobot. Тем не менее, более быстрые методы витрификации (VitroJet) или использование сеток без пятен (Puffalot) или устройств, обладающих обоими свойствами (хамелеон), потенциально могут преодолеть двухэтапное применение, но в настоящее время они не широко доступны для тестирования.

На окончательное разрешение реконструированной плотности крио-ЭМ может влиять ряд факторов, в том числе движение белка, связывающего микротрубочки, относительно микротрубочки и уровень декора, который может быть достигнут. Более высокая декоративность микротрубочек, вероятно, полезна для окончательного разрешения, полученного при 3D-реконструкции плотности. Это может быть ограничено несколькими факторами, такими как самая высокая концентрация белка, полученная при очистке белка, связывающего микротрубочки, самая низкая концентрация соли, которую белок, взаимодействующий с микротрубочками, может выдерживать без агрегации, и режим связывания белка, взаимодействующего с микротрубочками (например, белок может охватывать более одного димера тубулина, тем самым препятствуя соотношению связывания 1:1). Хотя разрешение крио-ЭМ-реконструкции может быть скомпрометировано редко украшенными микротрубочками, вычислительный анализ может обойти множество проблем, о чем свидетельствует недавно зарегистрированная сложная структура микротрубочек-белков, которая была чрезвычайно редко украшена8.

Протокол, который мы здесь описываем, представляет собой быстрый и недорогой метод получения микротрубочек, подходящих для целей крио-ЭМ. В отличие от коммерчески доступных трубочек головного мозга свиньи, микротрубочки, полученные из клеток HCT116 с дефицитом MATCAP и вазохибина, полностью тирозинированы (рис. 4). Коммерческий HeLa-тубулин, дорогостоящий реагент, в принципе, относительно равномерно тирозин и содержит мало других модификаций4 , таких как глутамилирование, но партии могут варьироваться, и модификация может быть достигнута только in vitro. Преимуществом извлечения микротрубочек из специально изготовленных клеточных линий является гибкость, необходимая для сверхэкспрессии или удаления тубулин-модифицирующих ферментов, таких как тубулиндетирозиназы, для создания более однородного пула микротрубочек. Это может принести пользу оформлению и однородности крио-ЭМ-образца и, в конечном итоге, принесет пользу простоте и качеству крио-ЭМ карт плотности и молекулярных структур, полученных из этого образца.

開示

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Мы благодарим всех членов групп Sixma, Brummelkamp и Perrakis за их плодотворные научные дискуссии и за обеспечение приятной рабочей среды, и, в частности, мы благодарим Яна Саколчика («человек 2») за помощь в определении концентрации белка, изображенной на рисунке 3C. Мы также хотели бы поблагодарить крио-ЭМ-установку NKI и Нидерландский центр электронной наноскопии (NeCEN) при Лейденском университете за их поддержку. Эта работа была поддержана грантом NWO Vici 016.Vici.170.033, присужденным T.R.B. A.P. и T.R.B. являются исследователями Oncode и получают финансирование от NWO ENW (OCENW. М20.324). Л.Л. получил финансирование от Австрийского научного фонда (FWF JB4448-B). Это исследование было поддержано институциональным грантом Голландского онкологического общества и Министерства здравоохранения, социального обеспечения и спорта Нидерландов.

Materials

Material
0.05% trypsin-EDTA Gibco 25300-054 Cell culture
10 cm plate Falcon 353003 Cell culture
15 cm plate Thermo FisherScientific 168381 Cell culture
50 mL tubes Sarstedt 62.547255 Cell culture
300 mesh quantifoil holey carbon copper grid R1.2/1.3 Quantifoil Micro Tools N1-C14nCu30-01 Cryo-EM grid preparation
Cell scrapers Falcon 353085 Cell culture
DMEM Gibco 41966-029 Cell culture
EDTA Merck 108418 Cell culture
EGTA Sigma Aldrich E3899 Microtubule extraction
Ethane gas Cryo-EM grid preparation
FCS Serana s-FBS-EU-015 Cell culture
Glycerol VWR 24.397.296 Microtubule extraction
GTP Fisher Scientific G8877-1G Microtubule extraction
HCT116 VASH1 VASH2 MATCAP KO cells self made Wild type HCT116 cells RRID: CVCL_0291 Cell culture
KOH Merck 1.05033 Microtubule extraction
MgCl2 Merck 105833 Microtubule extraction
Microtubule binding protein self made Cryo-EM grid preparation
Needle BD microlance 300600 Microtubule extraction
Paclitaxel Santa Cruz Biotechnology sc-212517 caution toxic, microtubule extraction
PBS Fisher Scientific BP399 Cell culture
Penicillin and streptomycin Sigma Aldrich P0781-100mL Cell culture
PIPES Merck P8203 Microtubule extraction
PMSF (in EtOH) Roche 16837091001 Microtubule extraction
SDS sample buffer self made Quality assessment
Syringe BD plastipak 309658 Microtubule extraction
Ultra protease tables mini Fisher Scientific NC0975224 Microtubule extraction
Whatman blotting paper Whatman 47000-100 Cryo-EM grid preparation
Equipment
Flow hood cell culture
GloQube Quorum Cryo-EM grid preparation
Grid storage box SWISSCI 41018 Cryo-EM grid storage
Heating block, electric or metal to warm the buffers
Incubator, cell culture NUAIR cell culture
LN2 dewar Cryo-EM grid storage
Plunge-tweezers Electron Microscopy Sciences 0508-L5-PS Cryo-EM grid preparation, hole drilled in top to fit the vitrobot
Polystyrene box  to keep the buffers warm
Sonicator Qsonica Q700 Microtubule extraction
Standard light microscope Olympus CKX 41 Quality assessment
TLA 100.3 rotor Beckman Coulter Microtubule extraction
TLA 120.2 rotor Beckman Coulter Microtubule extraction
Tubes for TLA 100.3 rotor Beckman Coulter 326819 Microtubule extraction
Tubes for TLA 120.2 rotor Beckman Coulter 347356 Microtubule extraction
Ultracentrifuge Beckman Coulter Optima MAX-XP Microtubule extraction
Vitrobot FEI, ThermoFischer Scientific mark IV Cryo-EM grid preparation
Vitrobot polystyrene container assembly with metal ethane cup ThermoFisher Scientific 200703 Cryo-EM grid preparation
Water bath cell culture
DOWNLOAD MATERIALS LIST

参考文献

  1. Janke, C., Magiera, M. M. The tubulin code and its role in controlling microtubule properties and functions. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 21 (6), 307-326 (2020).
  2. Peris, L., et al. Motor-dependent microtubule disassembly driven by tubulin tyrosination. Journal of Cell Biology. 185 (7), 1159-1166 (2009).
  3. McKenney, R. J., Huynh, W., Tanenbaum, M. E., Bhabha, G., Vale, R. D. Activation of cytoplasmic dynein motility by dynactin-cargo adapter complexes. Science. 345 (6194), 337-341 (2014).
  4. Barisic, M., et al. Microtubule detyrosination guides chromosomes during mitosis. Science. 348 (6236), 799-803 (2015).
  5. Sirajuddin, M., Rice, L. M., Vale, R. D. Regulation of microtubule motors by tubulin isotypes and post-translational modifications. Nature Cell Biology. 16 (4), 335-344 (2014).
  6. Nogales, E., Kellogg, E. H. Challenges and opportunities in the high-resolution cryo-EM visualization of microtubules and their binding partners. Current Opinion in Structural Biology. 46, 65-70 (2017).
  7. Manka, S. W., Moores, C. A. Microtubule structure by cryo-EM: Snapshots of dynamic instability. Essays in Biochemistry. 62 (6), 737-751 (2018).
  8. Chaaban, S., Carter, A. P. Structure of dynein-dynactin on microtubules shows tandem adaptor binding. Nature. 610 (7930), 212-216 (2022).
  9. Lacey, S. E., He, S., Scheres, S. H., Carter, A. P. Cryo-EM of dynein microtubule-binding domains shows how an axonemal dynein distorts the microtubule. eLife. 8, 47145 (2019).
  10. Walton, T., Wu, H., Brown, A. Structure of a microtubule-bound axonemal dynein. Nature Communications. 12, 477 (2021).
  11. Sindelar, C. V., Downing, K. H. An atomic-level mechanism for activation of the kinesin molecular motors. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 107 (9), 4111-4116 (2010).
  12. Zhang, R., Alushin, G. M., Brown, A., Nogales, E. Mechanistic origin of microtubule dynamic instability and its modulation by EB proteins. Cell. 162 (4), 849-859 (2015).
  13. Maurer, S. P., Fourniol, F. J., Bohner, G., Moores, C. A., Surrey, T. EBs Recognize a nucleotide-dependent structural cap at growing microtubule ends. Cell. 149 (2), 371-382 (2012).
  14. Benoit, M. P. M. H., Asenjo, A. B., Sosa, H. Cryo-EM reveals the structural basis of microtubule depolymerization by kinesin-13s. Nature Communications. 9, 1662 (2018).
  15. Kellogg, E. H., et al. Near-atomic model of microtubule-tau interactions. Science. 360 (6394), 1242-1246 (2018).
  16. Brotzakis, Z. F., et al. A structural ensemble of a Tau-microtubule complex reveals regulatory Tau phosphorylation and acetylation mechanisms. ACS Central Science. 7 (12), 1986-1995 (2021).
  17. Kellogg, E. H., et al. Insights into the distinct mechanisms of action of taxane and non-taxane microtubule stabilizers from cryo-EM structures. Journal of Molecular Biology. 429 (5), 633-646 (2017).
  18. Vallee, R. B. Reversible assembly purification of microtubules without assembly-promoting agents and further purification of tubulin, microtubule-associated proteins, and MAP fragments. Methods in Enzymology. 134, 89-104 (1986).
  19. Wloga, D., Joachimiak, E., Louka, P., Gaertig, J. Posttranslational modifications of tubulin and cilia. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. 9 (6), 028159 (2017).
  20. Nieuwenhuis, J., Brummelkamp, T. R. The tubulin detyrosination cycle: Function and enzymes. Trends in Cell Biology. 29 (1), 80-92 (2019).
  21. Nieuwenhuis, J., et al. Vasohibins encode tubulin detyrosinating activity. Science. 358 (6369), 1453-1456 (2017).
  22. Aillaud, C., et al. Vasohibins/SVBP are tubulin carboxypeptidases (TCPs) that regulate neuron differentiation. Science. 358 (6369), 1448-1453 (2017).
  23. Landskron, L., et al. Posttranslational modification of microtubules by the MATCAP detyrosinase. Science. 376 (6595), (2022).
  24. Erck, C., et al. A vital role of tubulin-tyrosine-ligase for neuronal organization. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 102 (22), 7853-7858 (2005).
  25. Pagnamenta, A. T., et al. Defective tubulin detyrosination causes structural brain abnormalities with cognitive deficiency in humans and mice. Human Molecular Genetics. 28 (20), 3391-3405 (2019).
  26. Peris, L., et al. Tubulin tyrosination regulates synaptic function and is disrupted in Alzheimer’s disease. Brain. 145 (7), 2486-2506 (2022).
  27. Souphron, J., et al. Purification of tubulin with controlled post-translational modifications by polymerization-depolymerization cycles. Nature Protocols. 14 (5), 1634-1660 (2019).
  28. Gell, C., et al. Purification of tubulin from porcine brain. Methods in Molecular Biology. 777, 15-28 (2011).
  29. Bodakuntla, S., Jijumon, A. S., Janke, C., Magiera, M. M. Purification of tubulin with controlled posttranslational modifications and isotypes from limited sources by polymerization-depolymerization cycles. Journal of Visualized Experiments. (165), e61826 (2020).
  30. Castoldi, M., Popov, A. V. Purification of brain tubulin through two cycles of polymerization-depolymerization in a high-molarity buffer. Protein Expression and Purification. 32 (1), 83-88 (2003).
  31. Li, G., Moore, J. K. Microtubule dynamics at low temperature: evidence that tubulin recycling limits assembly. Molecular Biology of the Cell. 31 (11), 1154-1166 (2020).
  32. Hyman, A. A., Salser, S., Drechsel, D. N., Unwin, N., Mitchison, T. J. Role of GTP hydrolysis in microtubule dynamics: information from a slowly hydrolyzable analogue. GMPCPP. Molecular Biology of the Cell. 3 (10), 1155-1167 (1992).
  33. Sindelar, C. V., Downing, K. H. The beginning of kinesin’s force-generating cycle visualized at 9-Å resolution. Journal of Cell Biology. 177 (3), 377-385 (2007).
  34. Kellogg, E. H., et al. Near-atomic cryo-EM structure of PRC1 bound to the microtubule. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 113 (34), 9430-9439 (2016).
  35. Maurer, S. P., Bieling, P., Cope, J., Hoenger, A., Surrey, T. GTPγS microtubules mimic the growing microtubule end structure recognized by end-binding proteins (EBs). Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 108 (10), 3988-3993 (2011).
  36. Manka, S. W., Moores, C. A. Pseudo-repeats in doublecortin make distinct mechanistic contributions to microtubule regulation. EMBO Reports. 21 (12), 51534 (2020).

タグ

MicrotubuleCryo-EMMicrotubule-protein ComplexesPost-translational ModificationsCell CultureHCT116 CellsCell LysisUltracentrifugationMicrotubule PolymerizationPaclitaxel

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
記事を引用
Bak, J., Landskron, L., Brummelkamp, T. R., Perrakis, A. Extracting Modified Microtubules from Mammalian Cells to Study Microtubule-Protein Complexes by Cryo-Electron Microscopy. J. Vis. Exp. (193), e65126, doi:10.3791/65126 (2023).
引用ダウンロード
転載と許可

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image