De huidige methoden beschrijven een niet-ratiometrische benadering voor hoge resolutie, sub-compartimentale calciumbeeldvorming in vivo in Caenorhabditis elegans met behulp van direct beschikbare genetisch gecodeerde calciumindicatoren.
Calcium (Ca 2+) beeldvorming is grotendeels gebruikt om neuronale activiteit te onderzoeken, maar het wordt steeds duidelijker dat subcellulaire Ca2+ handling een cruciaal onderdeel is van intracellulaire signalering. De visualisatie van subcellulaire Ca2+ dynamica in vivo, waarbij neuronen kunnen worden bestudeerd in hun oorspronkelijke, intacte circuits, is technisch uitdagend gebleken in complexe zenuwstelsels. De transparantie en het relatief eenvoudige zenuwstelsel van de nematode Caenorhabditis elegans maken de celspecifieke expressie en in vivo visualisatie van fluorescerende tags en indicatoren mogelijk. Onder deze zijn fluorescerende indicatoren die zijn aangepast voor gebruik in het cytoplasma, evenals verschillende subcellulaire compartimenten, zoals de mitochondriën. Dit protocol maakt niet-ratiometrische Ca 2+ beeldvorming in vivo mogelijk met een subcellulaire resolutie die de analyse van Ca2+ dynamiek tot op het niveau van individuele dendritische stekels en mitochondriën mogelijk maakt. Hier worden twee beschikbare genetisch gecodeerde indicatoren met verschillende Ca 2+ affiniteiten gebruikt om het gebruik van dit protocol aan te tonen voor het meten van relatieve Ca2+ niveaus binnen het cytoplasma of mitochondriale matrix in een enkel paar exciterende interneuronen (AVA). Samen met de genetische manipulaties en longitudinale observaties die mogelijk zijn bij C. elegans, kan dit beeldvormingsprotocol nuttig zijn voor het beantwoorden van vragen over hoe Ca2+ behandeling de neuronale functie en plasticiteit reguleert.
Calciumionen (Ca2+) zijn zeer veelzijdige dragers van informatie in veel celtypen. In neuronen is Ca2+ verantwoordelijk voor de activiteitsafhankelijke afgifte van neurotransmitters, de regulatie van cytoskeletale motiliteit, de fijnafstemming van metabole processen, evenals vele andere mechanismen die nodig zijn voor een goed neuronaal onderhoud en functie 1,2. Om effectieve intracellulaire signalering te garanderen, moeten neuronen lage basale Ca2 + -niveaus in hun cytoplasma3 handhaven. Dit wordt bereikt door coöperatieve Ca 2+ behandelingsmechanismen, waaronder de opname van Ca2+ in organellen zoals het endoplasmatisch reticulum (ER) en mitochondriën. Deze processen, naast de rangschikking van Ca 2+-permeabele ionkanalen in het plasmamembraan, resulteren in heterogene niveaus van cytoplasmatisch Ca2+ door het neuron.
Ca2+ heterogeniteit tijdens rust en neuronale activatie zorgt voor de diverse, locatiespecifieke regulatie van Ca2+-afhankelijke mechanismen1. Een voorbeeld van de concentratiespecifieke effecten van Ca 2 + is de afgifte van Ca2 + uit het ER via inositol 1,4,5-trisfosfaat (InsP3) receptoren. Lage Ca2+ niveaus in combinatie met InsP3 zijn vereist voor het openen van de calciumdoorlatende porie van de receptor. Als alternatief remmen hoge Ca2+ niveaus, zowel direct als indirect, de receptor4. Het belang van Ca 2+ homeostase voor een goede neuronale functie wordt ondersteund door bewijs dat suggereert dat verstoorde intracellulaire Ca2+ behandeling en signalering een vroege stap is in de pathogenese van neurodegeneratieve aandoeningen en natuurlijke veroudering 5,6. In het bijzonder zijn abnormale Ca2+ opname en afgifte door het ER en mitochondriën gekoppeld aan het begin van neuronale disfunctie bij de ziekte van Alzheimer, de ziekte van Parkinson en de ziekte van Huntington 6,7.
De studie van Ca 2+ dyshomeostase tijdens natuurlijke veroudering of neurodegeneratie vereist de longitudinale observatie van Ca2+ niveaus met subcellulaire resolutie in een levend, intact organisme waarin de inheemse cellulaire architectuur (d.w.z. de rangschikking van synapsen en distributie van ionkanalen) wordt gehandhaafd. Hiertoe biedt dit protocol richtlijnen voor het gebruik van twee direct beschikbare, genetisch gecodeerde Ca 2+ sensoren voor het registreren van Ca2+ dynamica in vivo met een hoge ruimtelijke en temporele resolutie. De representatieve resultaten verkregen met behulp van de beschreven methode in C. elegans laten zien hoe de expressie van Ca 2+ indicatoren in het cytoplasma of mitochondriale matrix van afzonderlijke neuronen de snelle verwerving van fluorescerende beelden (tot 50 Hz) mogelijk kan maken die de Ca 2+ dynamiek illustreren met het extra vermogen om de Ca 2+ niveaus te onderscheiden binnen enkele wervelkolomachtige structuren en individuele mitochondriën.
De eerste overweging bij het implementeren van de beschreven methode betreft de selectie van een Ca2+ indicator met ideale eigenschappen voor de gegeven onderzoeksvraag. Cytoplasmatische Ca 2+ indicatoren hebben doorgaans een hoge affiniteit voor Ca 2+, en de gevoeligheid van deze indicatoren voor Ca 2+ is omgekeerd evenredig met de kinetiek (aan/uit snelheid)16,17. Dit betekent dat Ca2+ gevoeligheid of kinet…
The authors have nothing to disclose.
Dit werk werd ondersteund door de National Institutes of Health (NIH) (R01- NS115947 toegekend aan F. Hoerndli). We willen ook Dr. Attila Stetak bedanken voor het pAS1 plasmide.
100x/1.40 Oil objective | Olympus | UPlanSApo | |
10x/0.40 Objective | Olympus | UPlanSApo | |
22 mm x 22 mm Cover glass | VWR | 48366-227 | |
Agarose SFR | VWR | J234-100G | |
Beam homogenizer | Andor Technologies | Borealis upgrade to CSU-X1 | |
CleanBench laboratory table | TMC | With vibration control | |
Disposable culture tubes | VWR | 47729-572 | 13 mm x 100 mm |
Environmental chamber | Thermo Scientific | 3940 | Set to 20 °C |
Filter wheel or slider | ASI | For 25 mm diameter filters | |
FJH 185 | Caenorhabditis Genetics Center | FJH 185 | Worm strain |
FJH 597 | Caenorhabditis Genetics Center | FJH 597 | Worm strain |
GFP bandpass emission filter | Chroma | 525 ± 50 nm (25 mm diameter) | |
ILE laser combiner | Andor Technologies | 4 laser lines | |
ILE solid state 488 nm laser | Andor Technologies | 50 mW | |
ImageJ | National Institutes of Health (NIH) | Version 1.52a | |
IX83 Spinning disk confocal microscope | Olympus | With Yokogawa CSU-X1 spinning disc | |
iXon Ultra EMCCD camera | Andor Technologies | ||
Low auto-fluorescence immersion oil | Olympus | Z-81226 | |
MetaMorph | Molecular Devices | Version 7.10.1 | |
Microscope control box | Olympus | IX3-CBH | |
Muscimol | MP Biomedical / Sigma | 02195336-CF | |
pAS1 | AddGene | 194970 | Plasmid |
pBSKS | Stratagene | ||
pCT61 | Plasmid available from Hoerndli/Maricq lab upon request | ||
pJM23 | Plasmid available from Hoerndli/Maricq lab upon request | ||
pKK1 | AddGene | 194969 | Plasmid |
Polybead microspheres | Polysciences Inc. | 00876-15 | 0.094 µm |
Stability chamber | Norlake Scientific | NSRI241WSW/8H | Set to 15 °C |
Stage controller | ASI | With filter wheel control | |
Standard microscope slide | Premiere | 9108W-E | 75 mm x 25 mm x 1 mm |
Touch panel controller | Olympus | I3-TPC | |
Z-drift corrector | Olympus | IX3-ZDC2 |