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Abstract
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神経科学

Optrode Array pour la modulation optogénétique simultanée et l’enregistrement neuronal électrique

Published: September 01, 2022
doi:
10.3791/63460
, , , , , , ,
1Department of Electronic and Electrical Engineering,Ewha Womans University, 2Graduate Program in Smart Factory,Ewha Womans University, 3電気・コンピュータ工学科,Seoul National University, 4Graduate School of Engineering Practice,Seoul National University, 5Department of Brain and Cognitive Sciences,Ewha Womans University

概要

Ici, nous présentons la méthode de fabrication d’un système optrode avec des fibres optiques pour la livraison de lumière et un réseau d’électrodes pour l’enregistrement neuronal. Des expériences in vivo avec des souris transgéniques exprimant la channelrhodopsine-2 montrent la faisabilité du système pour la stimulation optogénétique simultanée et l’enregistrement électrophysiologique.

Abstract

Au cours de la dernière décennie, l’optogénétique est devenue un outil essentiel pour l’étude de la signalisation neuronale en raison de sa capacité unique de modulation ou de surveillance neuronale sélective. Comme des types spécifiques de cellules neuronales peuvent être génétiquement modifiés pour exprimer les protéines d’opsine, l’optogénétique permet la stimulation optique ou l’inhibition des neurones sélectionnés. Il y a eu plusieurs avancées technologiques dans le système optique pour l’optogénétique. Récemment, il a été proposé de combiner le guide d’ondes optique pour la livraison de lumière avec l’enregistrement électrophysiologique pour surveiller simultanément les réponses neuronales à la stimulation ou à l’inhibition optogénétique. Dans cette étude, un réseau d’optrode implantable (2×2 fibres optiques) a été développé avec des électrodes multicanaux intégrées.

Une diode électroluminescente (LED) a été utilisée comme source lumineuse et un réseau de microlentilles préfabriquées a été intégré pour fournir une puissance lumineuse suffisante à l’extrémité des fibres optiques. Le système optrode array comprend la partie jetable et la partie réutilisable. La partie jetable a des fibres optiques et des électrodes, tandis que la partie réutilisable a la LED et les circuits électroniques pour le contrôle de la lumière et le traitement du signal neuronal. La nouvelle conception du système implantable optrode array est présentée dans la vidéo d’accompagnement en plus de la procédure de la chirurgie d’implantation optrode, de la stimulation lumineuse optogénétique et de l’enregistrement neuronal électrophysiologique. Les résultats d’expériences in vivo ont montré avec succès des pics neuronaux verrouillés dans le temps évoqués par les stimuli lumineux des neurones excitateurs de l’hippocampe de souris.

Introduction

L’enregistrement et le contrôle de l’activité neuronale sont essentiels pour comprendre le fonctionnement du cerveau dans un réseau neuronal et au niveau cellulaire. Les méthodes d’enregistrement électrophysiologique conventionnelles comprennent la pince de patch 1,2,3,4 à l’aide d’une micropipette et l’enregistrement extracellulaire à l’aide d’électrodes microneurales 5,6,7,8. En tant que méthode de neuromodulation, la stimulation électrique a été fréquemment utilisée pour stimuler directement une région focale du cerveau par dépolarisation directe ou indirecte des cellules neuronales. Cependant, la méthode électrique ne peut pas distinguer les types de cellules neuronales pour l’enregistrement ou la stimulation parce que les courants électriques se propagent dans toutes les directions.

En tant que technologie émergente, l’optogénétique a inauguré une nouvelle ère dans la compréhension du fonctionnement du système nerveux 9,10,11,12,13,14,15,16. L’essence des techniques optogénétiques est d’utiliser la lumière pour contrôler l’activité des protéines d’opsine sensibles à la lumière exprimées par des cellules génétiquement modifiées. Ainsi, l’optogénétique permet la modulation sophistiquée ou la surveillance de cellules génétiquement sélectionnées dans des circuits neuronaux compliqués14,17. L’utilisation plus large de l’approche optogénétique a nécessité un enregistrement neuronal simultané pour confirmer directement la neuromodulation optique. Par conséquent, un appareil intégré avec des fonctions de contrôle et d’enregistrement de la lumière serait extrêmement précieux 16,18,19,20,21,22,23,24,25.

Il existe des limites à la stimulation optogénétique conventionnelle à base de laser, qui nécessite un système de livraison de lumière volumineux et coûteux 26,27,28,29,30. Par conséquent, certains groupes de recherche ont utilisé des sondes en silicium à base de μLED pour minimiser la taille du système de distribution de lumière 31,32,33,34. Cependant, il existe un risque de lésions thermiques du cerveau causées par un contact direct avec les μLED en raison de la faible efficacité de conversion d’énergie des LED. Des guides d’ondes lumineuses, tels que les fibres optiques, le SU-8 et l’oxynitrure de silicium (SiON), ont été appliqués pour éviter les dommages thermiques 30,35,36,37,38,39. Cependant, cette stratégie présente également un inconvénient en raison de sa faible efficacité de couplage entre les sources lumineuses et les guides d’ondes.

Le réseau de microlentilles a déjà été introduit pour améliorer l’efficacité du couplage lumineux entre les LED et les fibres optiques40. Un système optrode a été développé sur la base des technologies de systèmes microélectromécaniques (MEMS) pour la stimulation optique et l’enregistrement électrique à l’échellemicrométrique 40. Le réseau de microlentilles entre une LED et des fibres optiques a augmenté l’efficacité lumineuse de 3,13 dB. Comme le montre la figure 1, un réseau de fibres optiques 2×2 est aligné sur le réseau de microlentilles 4×4 et le voyant est positionné sous le réseau de microlentilles. Les fibres optiques 2×2 sont montées au lieu de 4×4 pour réduire les lésions cérébrales. Un réseau d’électrodes en tungstène est positionné à côté du réseau d’optrode à l’aide de silicium via des trous pour l’enregistrement électrophysiologique (Figure 1B).

Le système se compose d’une partie supérieure jetable et de pièces inférieures détachables. La partie supérieure jetable, qui comprend le réseau de fibres optiques, le réseau de microlentilles et le réseau d’électrodes en tungstène, est conçue pour être implantée de manière permanente dans le cerveau pour des expériences in vivo . La partie inférieure comprend une source de lumière LED et une ligne d’alimentation externe, qui est facilement amovible et réutilisable pour une autre expérience sur les animaux. Un couvercle en plastique attachable protège la pièce jetable lorsque la partie détachable est retirée.

La faisabilité du système est vérifiée par implantation dans le cerveau de souris transgéniques exprimant la channelrhodopsine-2 (ChR2) dans des neurones ca2+/calmoduline-dépendante de la protéine kinase II positives (CaMKIIα::ChR2 souris). Des électrodes d’enregistrement ont été utilisées pour enregistrer les activités neuronales des neurones individuels lors de la stimulation optique des neurones.

Protocol

Les soins aux animaux et les interventions chirurgicales ont été approuvés par l’Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) de l’Ewha Womans University (n° 20-029). 1. Préparation d’un réseau d’optrode (Figure 1 et Figure 2) Fixez des fibres optiques avec le réseau de microlentilles. Retirez le revêtement de passivation de la fibre optique et…

Representative Results

Le système optrode est fabriqué avec succès pour fournir une puissance lumineuse suffisante pour activer les neurones cibles. L’alignement fin des électrodes en tungstène est obtenu grâce au silicium microfabriqué via les trous. L’intensité lumineuse mesurée est de 3,6 mW/mm2 à l’extrémité de la fibre optique lorsque du courant de 50 mA est appliqué. Les microlentilles ont augmenté l’efficacité lumineuse de 3,13 dB. En raison du réseau de microlentilles, qui améliore le couplage de la …

Discussion

La faisabilité du système de stimulation optogénétique simultanée et d’enregistrement électrophysiologique a été vérifiée (figure 6). Les gros pics lors de la stimulation lumineuse sont des artefacts photoélectriques se produisant en même temps que la stimulation lumineuse (Figure 6A). Cela est clair dans la vue agrandie de la forme d’onde dans le rectangle pointillé rouge (Figure 6A). Comme le montre la <strong cla…

開示

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Cette recherche a été soutenue par le programme de R&D convergent Technology pour l’augmentation humaine par l’intermédiaire de la National Research Foundation of Korea (NRF), financé par le ministère des Sciences et des TIC (NRF-2019M3C1B8090805), et soutenu par une subvention de la National Research Foundation of Korea (NRF) financée par le gouvernement coréen (MSIT) (n° 2019R1A2C1088909). Nous remercions le laboratoire de Seung-Hee Lee au Département des sciences biologiques, KAIST, Daejeon, Corée, d’avoir aimablement fourni les souris transgéniques.

Materials

5-pin Connector NW3 HD127K 1.27 mm (.050") pitch
Bovie Fine Science Tools(F.S.T) 18010-00 High Temperature Cautery Kit
Data Acquisition Software Intan Technologies, LLC USB Interface Board software Work with the RHD USB Interface Board
Dental Cement Lang Dental Manufacturing Company, Inc. 1223CLR Use Jet Liquid and powder in jet denture repair package
Digital Manipulator Arm Stoelting Co. 51904/51906 Left, Right each Digital Manipulator Arm, 3-Axes, Add-On
Gel Foam Cutanplast Standard (70*50*10 mm) Sterile re-absorbable gelatin sponge with a haemostatic effect
Headstage Preamplifier Intan Technologies, LLC #C3314 RHD 16-Channel Recording Headstages
Heating Pad Stoelting Co. 53800R Stoelting Rodent Warmer X1 with Rat Heating Pad
LED OSLON GB CS8PM1.13 λ typ. 470 nm, Viewing angle 80 °, Forward voltage 2.85 V
MATLAB MathWorks, Inc. R2019a
Micro Clamp SURGIWAY 12-1002-04 Straight type, Serre-fine DIEFFENBACH droite 3.5 cm
Optical Fiber Thorlabs, Inc. FT200UMT 0.39 NA, Ø 200 µm Core Multimode Optical Fiber, High OH for 300 – 1200 nm
PFA-Coated Tungsten Wire A-M System Custom ordered Rod type, Ø 101.6 μm (.004")
Photodiode Thorlabs S121C
power meter Thorlabs Inc. PM100D
Precision cleaver FITEL S326 Fiber slicer tool
Prism GraphPad 5.01 version
Scalpel Feather™ #20 Scalpel blade with 100mm long Scalpel Handle
screw Nasa Korea stainless steel diameter: 1.2 mm, length: 3 mm
Silver Wire The Nilaco Corporation AG-401265 Ø 200 µm
Stereotaxic Fxrame Stoelting Co. 51500D Digital new standard stereotaxic, rat and mouse
suture ETHICON W9106 suture size: 4-0, length:75 cm, wire diameter: 4-0
Vaseline Unilever PLC Original 100% pure petroleum jelly
Wave_Clus N/A N/A https://github.com/csn-le/wave_clus
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参考文献

  1. Wang, Y., Liu, Y. Z., Wang, S. Y., Wang, Z. In vivo whole-cell recording with high success rate in anaesthetized and awake mammalian brains. Molecular Brain. 9 (1), 86 (2016).
  2. Segev, A., Garcia-Oscos, F., Kourrich, S. Whole-cell patch-clamp recordings in brain slices. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (112), e54024 (2016).
  3. Lee, D., Shtengel, G., Osborne, J. E., Lee, A. K. Anesthetized- and awake-patched whole-cell recordings in freely moving rats using UV-cured collar-based electrode stabilization. Nature Protocols. 9 (12), 2784-2795 (2014).
  4. Tao, C., Zhang, G., Xiong, Y., Zhou, Y. Functional dissection of synaptic circuits: in vivo patch-clamp recording in neuroscience. Frontiers in Neural Circuits. 9, 23 (2015).
  5. Henze, D. A., et al. Intracellular features predicted by extracellular recordings in the hippocampus in vivo. Journal of Neurophysiology. 84 (1), 390-400 (2000).
  6. Takahashi, S., Anzai, Y., Sakurai, Y. Automatic sorting for multi-neuronal activity recorded with tetrodes in the presence of overlapping spikes. Journal of Neurophysiology. 89 (4), 2245-2258 (2003).
  7. Buzsáki, G. Large-scale recording of neuronal ensembles. Nature Neuroscience. 7 (5), 446-451 (2004).
  8. Rossant, C., et al. Spike sorting for large, dense electrode arrays. Nature Neuroscience. 19 (4), 634-641 (2016).
  9. Balasubramaniam, S., et al. Wireless communications for optogenetics-based brain stimulation: present technology and future challenges. IEEE Communications Magazine. 56 (7), 218-224 (2018).
  10. Bedbrook, C. N., et al. Machine learning-guided channelrhodopsin engineering enables minimally invasive optogenetics. Nature Methods. 16 (11), 1176-1184 (2019).
  11. Boyden, E. S., Zhang, F., Bamberg, E., Nagel, G., Deisseroth, K. Millisecond-timescale, genetically targeted optical control of neural activity. Nature Neuroscience. 8 (9), 1263-1268 (2005).
  12. Deng, W., Goldys, E. M., Farnham, M. M., Pilowsky, P. M. Optogenetics, the intersection between physics and neuroscience: light stimulation of neurons in physiological conditions. American journal of physiology. Regulatory, Integrative and Comparative Physiology. 307 (11), 1292-1302 (2014).
  13. Fenno, L., Yizhar, O., Deisseroth, K. The development and application of optogenetics. Annual Review Neuroscience. 34, 389-412 (2011).
  14. Mahmoudi, P., Veladi, H., Pakdel, F. G. Optogenetics, tools and applications in neurobiology. Journal of Medical Signals and Sensors. 7 (2), 71-79 (2017).
  15. Sasaki, Y., et al. Near-infrared optogenetic genome engineering based on photon-upconversion hydrogels. Angewandte Chemie International Edition in English. 58 (49), 17827-17833 (2019).
  16. Zhang, Y., et al. Battery-free, lightweight, injectable microsystem for in vivo wireless pharmacology and optogenetics. Proceedings of National Academy of Sciences of the United States of America. 116 (43), 21427-21437 (2019).
  17. Bernstein, J. G., Boyden, E. S. Optogenetic tools for analyzing the neural circuits of behavior. Trends in Cognitive Sciences. 15 (12), 592-600 (2011).
  18. Wang, J., et al. Integrated device for combined optical neuromodulation and electrical recording for chronic in vivo applications. Journal of Neural Engineering. 9 (1), 016001 (2012).
  19. Royer, S., et al. Multi-array silicon probes with integrated optical fibers: light-assisted perturbation and recording of local neural circuits in the behaving animal. European Journal of Neuroscience. 31 (12), 2279-2291 (2010).
  20. Zhang, J., et al. Integrated device for optical stimulation and spatiotemporal electrical recording of neural activity in light-sensitized brain tissue. Journal of Neural Engineering. 6 (5), 055007 (2009).
  21. Park, S. I., et al. Stretchable multichannel antennas in soft wireless optoelectronic implants for optogenetics. Proceedings of National Academy of Sciences of the United States of America. 113 (50), 8169-8177 (2016).
  22. Kravitz, A. V., Owen, S. F., Kreitzer, A. C. Optogenetic identification of striatal projection neuron subtypes during in vivo recordings. Brain Research. 1511, 21-32 (2013).
  23. Aravanis, A. M., et al. An optical neural interface: in vivo control of rodent motor cortex with integrated fiberoptic and optogenetic technology. Journal of Neural Engineering. 4 (3), 143-156 (2007).
  24. Anikeeva, P., et al. Optetrode: a multichannel readout for optogenetic control in freely moving mice. Nature Neuroscience. 15 (1), 163-170 (2011).
  25. Obaid, S. N., et al. Multifunctional flexible biointerfaces for simultaneous colocalized optophysiology and electrophysiology. Advanced Functional Materials. 30 (24), 1910027 (2020).
  26. Wang, L., et al. An artefact-resist optrode with internal shielding structure for low-noise neural modulation. Journal of Neural Engineering. 17 (4), 046024 (2020).
  27. Shin, H., et al. Multifunctional multi-shank neural probe for investigating and modulating long-range neural circuits in vivo. Nature Communications. 10 (1), 3777 (2019).
  28. Kampasi, K., et al. Dual color optogenetic control of neural populations using low-noise, multishank optoelectrodes. Microsystem & Nanoengineering. 4, 10 (2018).
  29. Schwaerzle, M., Paul, O., Ruther, P. Compact silicon-based optrode with integrated laser diode chips, SU-8 waveguides and platinum electrodes for optogenetic applications. Journal of Micromechanics and Microengineering. 27 (6), 065004 (2017).
  30. Son, Y., et al. In vivo optical modulation of neural signals using monolithically integrated two-dimensional neural probe arrays. Scientific Reports. 5, 15466 (2015).
  31. Yasunaga, H., et al. Development of a neural probe integrated with high-efficiency MicroLEDs for in vivo application. Japanese Journal of Applied Physics. 60 (1), 016503 (2020).
  32. Kim, K., et al. Artifact-free and high-temporal-resolution in vivo opto-electrophysiology with microLED optoelectrodes. Nature Communications. 11 (1), 2063 (2020).
  33. Mendrela, A. E., et al. A high-resolution opto-electrophysiology system with a miniature integrated headstage. IEEE Transactions on Biomedical Circuits and Systems. 12 (5), 1065-1075 (2018).
  34. Scharf, R., et al. Depth-specific optogenetic control in vivo with a scalable, high-density muLED neural probe. Scientific Reports. 6, 28381 (2016).
  35. Oh, K., Sonsi, Y. -. A., Ha, S. Optogenetic stimulator with µLED-coupled optical fiber on flexile substrate via 3D printed mount. 2021 21st International Conference on Solid-State Sensors, Actuators and Microsystems (Transducers). , 1476-1479 (2021).
  36. McAlinden, N., et al. Multisite microLED optrode array for neural interfacing. Neurophotonics. 6 (3), 035010 (2019).
  37. Kwon, K. Y., Lee, H. M., Ghovanloo, M., Weber, A., Li, W. Design, fabrication, and packaging of an integrated, wirelessly-powered optrode array for optogenetics application. Frontiers in Systems Neuroscience. 9, 69 (2015).
  38. Bernstein, J. G., Allen, B. D., Guerra, A. A., Boyden, E. S. Processes for design, construction and utilisation of arrays of light-emitting diodes and light-emitting diode-coupled optical fibres for multi-site brain light delivery. Journal of Engineering. , (2015).
  39. Stark, E., Koos, T., Buzsaki, G. Diode probes for spatiotemporal optical control of multiple neurons in freely moving animals. Journal of Neurophysiology. 108 (1), 349-363 (2012).
  40. Jeon, S., et al. Implantable optrode array for optogenetic modulation and electrical neural recording. Micromachines. 12 (6), 725 (2021).
  41. Song, Y. H., et al. A neural circuit for auditory dominance over visual perception. Neuron. 93 (4), 940-954 (2017).
  42. Fiáth, R., et al. Slow insertion of silicon probes improves the quality of acute neuronal recordings. Scientific Reports. 9 (1), 111 (2019).
  43. Melchior, J. R., Ferris, M. J., Stuber, G. D., Riddle, D. R., Jones, S. R. Optogenetic versus electrical stimulation of dopamine terminals in the nucleus accumbens reveals local modulation of presynaptic release. Journal of Neurochemistry. 134 (5), 833-844 (2015).
  44. Quiroga, R. Q., Nadasdy, Z., Ben-Shaul, Y. Unsupervised spike detection and sorting with wavelets and superparamagnetic clustering. Neural Computation. 16 (8), 1661-1687 (2004).
  45. Chaure, F. J., Rey, H. G., Quian Quiroga, R. A novel and fully automatic spike-sorting implementation with variable number of features. Journal of Neurophysiology. 120 (4), 1859-1871 (2018).
  46. Casanova, F., Carney, P. R., Sarntinoranont, M. Effect of needle insertion speed on tissue injury, stress, and backflow distribution for convection-enhanced delivery in the rat brain. PLoS One. 9 (4), 94919 (2014).
  47. Iseri, E., Kuzum, D. Implantable optoelectronic probes for in vivo optogenetics. Journal of Neural Engineering. 14 (3), 031001 (2017).
  48. Arias-Gil, G., Ohl, F. W., Takagaki, K., Lippert, M. T. Measurement, modeling, and prediction of temperature rise due to optogenetic brain stimulation. Neurophotonics. 3 (4), 045007 (2016).
  49. Jeon, S., et al. Multi-wavelength light emitting diode-based disposable optrode array for in vivo optogenetic modulation. Journal of Biophotonics. 12 (5), 201800343 (2019).
  50. Korposh, S., James, S. W., Lee, S. -. W., Tatam, R. P. Tapered optical fibre sensors: current trends and future perspectives. Sensors. 19 (10), 2294 (2019).

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Lee, Y., Ryu, D., Jeon, S., Lee, Y., Cho, Y. K., Ji, C., Kim, Y., Jun, S. B. Optrode Array for Simultaneous Optogenetic Modulation and Electrical Neural Recording. J. Vis. Exp. (187), e63460, doi:10.3791/63460 (2022).
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