概要

豚のシスターナマグナにおける直接カニューレ移植

Published: June 09, 2021
doi:

概要

この記事では、豚の水槽マグナに直接カニューレ移植のためのステップバイステップのプロトコルを提示します。

Abstract

リンパ系は、脳内の排液系であり、アストロサイト結合血管領域における脳脊髄液(CSF)の流れに依存し、アミロイドベータなどの神経毒性ペプチドのクリアランスに関与している。リンパ管機能の障害は、アルツハイマー病などの神経変性疾患の動物モデルにおける疾患病理を悪化させ、このクリアランスシステムを理解することの重要性を強調している。リンパ系は、システルナマグナカンヌレーション(CMc)によって研究されることが多く、トレーサーは脳脊髄液(CSF)に直接送達される。しかし、ほとんどの研究はげっ歯類で行われています。ここでは、ブタのCMc技術の適応を示す。豚のCMcを用いて、リンパ系は、精巣脳の高い光学解像度で研究することができ、そうすることでげっ歯類とヒトリンパ系の間の知識ギャップを埋める。

Introduction

脳脊髄液(CSF)は、中枢神経系(CNS)1,2の内部および周囲に見られる血液の超浸透性である。脳に浮力を与えたり、機械的な力を吸収することとは別に、CSFはCNS3から代謝廃棄物を取り除く上で極めて重要な役割を果たしています。廃棄物のクリアランスは、動脈を貫通する血管周囲空間(PVS)を介して脳平在を通るCSFの対流を可能にする最近特徴付けられるリンパ系によって促進される3,4,5。このプロセスは、PVS4,6に結合した天体の端面に主に発現する水路であるアクアポリン-4(AQP4)に依存することが示されている。リンパ系の研究は、高度な光顕微鏡または磁気共鳴画像法(MRI)のいずれかを使用して、蛍光/放射性トレーサーまたは造影剤をCSF7891011に導入した後、生体内およびエキビボイメージングの両方によって達成される。

脳のパレンチマに損傷を与えることなくCSFにトレーサーを導入する効果的な方法は、システルナマグナカンヌレーション(CMc)12,13を介してです。すべてのリンパ節研究の大部分は、これまでのところげっ歯類で行われており、CMcの侵襲性が小さな哺乳類との作業の実用的なシンプルさに結合しているため、より高い哺乳類では避けられてきた。さらに、マウスの薄い頭蓋骨は、頭蓋窓を必要とせずに生体内イメージングを可能にし、その後、単純な脳抽出を可能にする11,14。ヒトで行われた実験は、リンパ機能に関する貴重な巨視的なインビボデータを生み出したが、遠位腰椎におけるテレーサー注射に依存し、さらに、リンパ系の微小解剖学を捕捉するのに十分な解像度をもたらさないMRIを利用する7,15,16.ヒトへの翻訳には、高等哺乳類におけるリンパ系のアーキテクチャと程度を理解することが不可欠です。ヒトへのリンパ翻訳を容易にするためには、高い認識と脳の複雑さの種間でリンパ系を直接比較できるように、げっ歯類で行われる技術を高等哺乳類に適用することが重要である17。豚と人間の脳は、折り畳まれた神経アーキテクチャを有する色素性であり、げっ歯類の脳はリセンスファーリックであり、それによって互いに大きな違いがある。全体的な大きさの面では、豚の脳は、また、人間に匹敵し、人間の脳よりも10〜15倍小さく、マウスの脳は3,000倍小さい18です。大型哺乳類におけるリンパ系をよりよく理解することにより、脳卒中、外傷性脳損傷および神経変性などの状態における将来の治療介入のためにヒトリンパ系を利用することができるかもしれない。インビボの豚における直接CMcは、より高い哺乳動物におけるリンパ系の高解像光顕微鏡を可能にする方法である。さらに、使用される豚の大きさに起因して、ヒトの手術に使用されるものと同様のモニタリングシステムを適用することが可能であり、それらがリンパ機能にどのように寄与するかを評価するために重要な機能を厳密に文書化および調節することが可能である。

Protocol

すべての手続きは欧州指令2010/63/EUに従って実施され、マルメ・ルンド動物研究倫理委員会(Dnr 5.8.18-05527/2019)によって承認され、スウェーデン研究評議会のCODEXガイドラインに従って実施されました。 1. 準備 トレーサー 人工CSF(126 mM NaCl、2.5 mM KCl、1.25 mM NaH2PO4、2 mM MgCl2、2 mM CaCl2、10 mMグルコース、26 mM NaHCO3;pH 7.4)を準?…

Representative Results

豚が意識を失うと触診され、その表面解剖学がマークされ、後頭部の堤(OC)から始まり、胸椎(TV)と各耳の基盤(EB)に向かって働く。真皮切開がなされるのはこれらの線に沿って行われる(図1A)。トラペジウス、半脊柱部バイエンター、半脊柱管鏡複合体を含む3つの筋肉層は、システルナマグナ(CM)を露出させるために2組の自己保持リトラクターによって切除され、開いたま…

Discussion

本明細書において、必要な準備、外科的処置、トレーサー注入および脳の抽出を含む豚におけるシステルナマグナの直接カヌル化を行う詳細なプロトコルについて説明する。これには、大きな動物を扱うための経験と認定を持つ人が必要です。正しく行えば、CSFに直接確実に望ましい分子を送達することができ、その後、一連の異なる高度な光イメージングモダリティを使用して、大型哺乳?…

開示

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

この作品は、クヌートとアリス・ワレンバーグ財団、ヘルンフォンデン、ウェンナー・グレン財団、クラフォード財団によって支援されました。

Materials

0.01% azide in PBS Sigmaaldrich S2002
18G needle Mediq
1ml Syringe FischerSci 15849152
20G cannula Mediq NA
22G cannula Mediq NA
4% paraformaldehyde Sigmaaldrich P6148
Anatomical forceps NA NA
Bovine serum albumin Alexa-Fluor 647 Conjugate ThermoFischer A34785 2 vials (10mg)
CaCl2 Sigmaaldrich C1016
Chisel ClasOhlson 40-8870
Dental cement Agnthos 7508
compact saw ClasOhlson 40-9517
Glucose Sigmaaldrich G8270
Hammer ClasOhlson 40-7694
Insta-Set CA Accelerator BSI-Inc BSI-151
IV line TAP, 3-WAYS with 10cm extension Bbraun NA
KCl Sigmaaldrich P9333
Marker pen NA NA
MgCl2 Sigmaaldrich M8266
MilliQ water NA NA
NaCL Sigmaaldrich S7653
NaH2PO4 Sigmaaldrich S8282
NaHCO3 Sigmaaldrich S5761
No. 20 scalpel blade Agnthos BB520
No. 21 Scalpel blade Agnthos BB521
No. 4 Scalpel handle Agnthos 10004-13
Saline Mediq NA
Salmon knife Fiskers NA
Self-retaining retractors NA NA
Superglue NA NA
Surgical curved scissors NA NA
Surgical forceps NA NA
Surgical towel clamps NA NA

参考文献

  1. Redzic, Z. B., Segal, M. B. The structure of the choroid plexus and the physiology of the choroid plexus epithelium. Advanced Drug Delivery Reviews. 56 (12), 1695-1716 (2004).
  2. Sakka, L., Coll, G., Chazal, J. Anatomy and physiology of cerebrospinal fluid. European Annals of Otorhinolaryngology, Head and Neck Diseases. 128 (6), 309-316 (2011).
  3. Nedergaard, M. Garbage truck of the brain. Science. 340 (6140), 1529-1530 (2013).
  4. Iliff, J. J., et al. A Paravascular pathway facilitates csf flow through the brain parenchyma and the clearance of interstitial solutes, including amyloid B. Science Translational Medicine. 4 (147), (2012).
  5. Xie, L., et al. Sleep drives metabolite clearance from the Adult Brain. Science. 342 (6156), 373-378 (2013).
  6. Mestre, H., et al. Aquaporin-4-dependent glymphatic solute transport in the rodent brain. eLife. 7, 40070 (2018).
  7. Ringstad, G., et al. Brain-wide glymphatic enhancement and clearance in humans assessed with MRI. JCI Insight. 3 (13), 121537 (2018).
  8. Lundgaard, I., Wang, W., Eberhardt, A., Vinitsky, H. S., Cameron, B. Beneficial effects of low alcohol exposure, but adverse effects of high alcohol intake on glymphatic function. Scientific Reports. , 1-16 (2018).
  9. Munk, A. S., et al. PDGF-B is required for development of the glymphatic system. Cell Reports. 26 (11), 2955-2969 (2019).
  10. Plog, B. A., et al. Transcranial optical imaging reveals a pathway for optimizing the delivery of immunotherapeutics to the brain. JCI Insight. 3 (20), 1-15 (2018).
  11. Bechet, N. B., et al. Light sheet fluorescence micrscopy of optically cleared brains for studying the glymphatic system. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 40 (10), 1975-1986 (2020).
  12. Xavier, A. L. R., et al. Cannula implantation into the cisterna magna of rodents. Journal of Visualized Experiments. (135), e57378 (2018).
  13. Ramos, M., et al. Cisterna magna injection in rats to study glymphatic function. Methods in Molecular Biology. 1938, (2019).
  14. Sweeney, A. M., et al. in vivo imaging of cerebrospinal fluid transport through the intact mouse skull using fluorescence macroscopy. Journal of visualized experiments. (149), e59774 (2019).
  15. Eide, P. K., Ringstad, G. MRI with intrathecal MRI gadolinium contrast medium administration: A possible method to assess glymphatic function in human brain. Acta Radiologica Open. 4 (11), 205846011560963 (2015).
  16. Ringstad, G., Vatnehol, S. A. S., Eide, P. K. Glymphatic MRI in idiopathic normal pressure hydrocephalus. Brain. 140 (10), 2691-2705 (2017).
  17. Kornum, B. R., Knudsen, G. M. Cognitive testing of pigs (Sus scrofa) in translational biobehavioral research. Neuroscience and Biobehavioral Reviews. 35 (3), 437-451 (2011).
  18. Bèchet, N. B., Shanbhag, N. C., Lundgaard, I. Glymphatic function in the gyrencephalic brain. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. , (2021).
  19. Raghunandan, A., et al. Bulk flow of cerebrospinal fluid observed in periarterial spaces is not an artifact of injection. bioRxiv. , (2020).
  20. D’Angelo, A., et al. Spinal fluid collection technique from the atlanto-occipital space in pigs. Acta Veterinaria Brno. 78 (2), 303-305 (2009).
  21. Ma, Q., et al. Rapid lymphatic efflux limits cerebrospinal fluid flow to the brain. Acta Neuropathologica. 137 (1), 151-165 (2019).
  22. Hablitz, L. M., et al. Increased glymphatic influx is correlated with high EEG delta power and low heart rate in mice under anesthesia. Science Advances. 5 (2), 5447 (2019).
  23. Mestre, H., et al. Flow of cerebrospinal fluid is driven by arterial pulsations and is reduced in hypertension. Nature Communications. 9 (1), 4878 (2018).
  24. Pleticha, J., et al. Pig lumbar spine anatomy and imaging-guided lateral lumbar puncture: A new large animal model for intrathecal drug delivery. Journal of Neuroscience Methods. 216 (1), 10-15 (2013).

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記事を引用
Bèchet, N. B., Shanbhag, N. C., Lundgaard, I. Direct Cannula Implantation in the Cisterna Magna of Pigs. J. Vis. Exp. (172), e62641, doi:10.3791/62641 (2021).

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