라이브 셀에서 동시 레이저 스캐닝 공초점 및 원자력 현미경 검사(Conpokal) 근처

1. 악기, 문화 매체, 요리 의 준비 공초점 현미경과 원자력 현미경뿐만 아니라 Conpokal 동안 활용 된 다른 관련 기기 또는 장치에 대한 전원을 켭니다. 측정을 시작하기 전에 계측기가 열적으로 평형화되고 안정화될 수 있는 충분한 시간을 허용합니다. 일반적으로 1h는 충분합니다. 깨끗하고 시스템적으로 승인된 유리 바닥 페트리 접시 하나를 준비하고 반쯤 가득 채우지만 인산완충식염(PBS) 또는 이와 유사한 투명 액체로 3분의 2 이상을 채우지 않습니다. 이 요리 (“교정 접시”라고 함)는 샘플 접시와 분리되어 원자력 현미경 (AFM) 캔틸레버를 찾아 보정하는 데 사용됩니다.참고: 액체가 명확하고 형광 스펙트럼과의 간섭을 방지하기 위해 낮은 자동 불발성을 가지고 있는 것이 중요합니다. PBS는 생물학적 환경을 모방하기 때문에 권장됩니다. 관련 액체가 접시를 반 이상 가득 채우는 실험적인 샘플 요리를 준비합니다. 샘플이 형광인 경우 필요할 때까지 가려지거나 어두운 곳에서 덮여 있는지 확인하십시오. 렌즈 클리너와 렌즈 물티슈를 사용하여 모든 유리 요리의 바닥을 청소하십시오. 컴퓨터의 공초점 및 AFM용 데이터 저장소 폴더를 만듭니다. 2. 세포 또는 미생물의 선택 박테리아 스톡 용액을 만들기 위해, 접종 루프를 사용하여, 토드 휴이트 효모 (THY)의 15 mL에서 5 % CO2 인큐베이터에서 박테리아 스톡 솔루션을 만들 수 있습니다. 1시간 전에 는 폴리-l-리신 용액 1mL로 실험용 샘플 접시를 코팅하거나 유리 바닥 접시의 유리 부분을 덮고 1시간 동안 생물안전 캐비닛에 둡니다. 설정 후 폴리-l-리신 용액을 흡인하고 PBS로 3배의 접시를 헹구세요. 18 -24 h의 세균 배양 후, 0.6 – 0.7의 광학 밀도가 달성 될 때까지 세균 현탁액의 1 mL와 THY를 접종 (접종을위한 일반적인 값은 접시 당 1 mL의 흉3mL입니다). 각 폴리 l-리신 코팅 접시에 1mL의 새로운 박테리아 용액을 추가하고 1 시간 동안 배양하십시오. 마지막 10 분 동안, 각 접시에 녹색 형광 막 얼룩 (1 μM의 농도)의 1 mL을 추가합니다. PBS로 각 접시를 3배 헹구는 다. 생체 안전 캐비닛 내부실온에서 15분 동안 약 1mL의 4% 파라포름알데히드 용액으로 박테리아를 부드럽게 수정합니다. 고정 후 PBS로 각 접시를 3배 헹구는 다. 인간 배아 신장(HEK) 293세포를 액체 질소에 저장한다. 도금 전에 37 °C 수조에서 빠른 해동을 수행합니다. 세포 배양 배지에 지하 막 매트릭스 용액 1mL을 각 세포 샘플 접시에 넣고 37°C에서 1h로 인큐베이션(5%CO2)을첨가한다. 용액을 흡인하고 세포 배양 매체로 설거지를 씻으세요. HEK 293셀(예:35mm 접시당 100,000세포)의 필수 수를 플레이트하고 2mL의 세포 배양 배지를 추가한다. 이어서, 세포를 배양(5%CO2)세포가 37°C에서 48h로 한다. 48h 후, 형광 미세 투덜구 세포 골격 염료 (1x농도)의 2 μL을 각 세포 샘플 접시에 넣고 30 분 동안 배양하십시오. 염료를 함유한 용액을 흡인하고, PBS로 세포를 3배 세척하고, 세포 배양 배지2mL를 추가한다. 플라즈마 멤브레인 염료(10μM 농도)를 샘플 접시에 넣고 30분 동안 배양합니다. PBS로 염료 3x를 함유한 용액을 세척하고 세포 배양 배지 2mL를 추가한다. 핵산염료(10μM 농도) 용액의 1μL을 시료 접시에 첨가하고 30분 동안 배양하여 핵을 카운터스테인한다. PBS로 염료 3x를 함유한 용액을 세척하고 2mL의 배양 매체를 추가합니다. 3. AFM 절차 컴퓨터의 소프트웨어 아이콘을 클릭하여 원자력 현미경(AFM) 작동 소프트웨어를 엽니다. 회전하거나 낮은 배율 공기 목표 (권장 10 배 또는 20x)를 삽입합니다. 5mm 이상의 장거리 작동 거리는 팁 강하 및 교정 중에 유용합니다. 아직 설치하지 않은 경우 선택한 셀 샘플 스테이지를 마운트합니다. 라이브 샘플의 경우 접시 히터를 사용하여 샘플을 원하는 온도에서 유지합니다. 깨끗하고 시스템 승인된 페트리 접시를 PBS(1.2단계에서 준비) 또는 이와 유사한 투명 액체(교정 접시)로 가득 차 있는 세척합니다. 샘플 단계에 내장 된 걸쇠가있는 경우, 그렇지 않으면, 샘플을 안정화진공 그리스를 사용합니다. 원하는 데이터 수집에 적합한 AFM 캔틸레버를 선택하고 아래 단계에 따라 설치합니다. 장갑을 사용하여 AFM 칩 장착 단계, 핀셋 및 소형 드라이버를 사용하여 AFM 칩을 유리 블록에 장착하십시오. 조심스럽게 유리 블록에 AFM 칩을 배치하고 중심이 될 수 있도록 방향을 지정합니다. 캔틸레버와 AFM 칩의 매우 작은 부분은 마운팅 블록의 눈에 보이는 비불투명 부분에 있어야 합니다. 칩이 유리 블록에 대고 끼워들 때까지 나사를 조이면 드라이버로 칩을 고정하십시오. AFM 캔틸레버가 스테레오 현미경 또는 핸드헬드 스파이글래스를 사용하여 올바르게 지향되어 있는지 확인합니다. 필요에 따라 조정합니다. 제대로 지향되면 유리 블록을 AFM 헤드에 적절한 방향으로 배치하고 제자리에 잠급니다.참고: 유리 블록 내의 AFM 칩의 방향은 시스템 레이저가 캔틸레버의 뒷면을 목표로 하고 광검출기에 올바르게 반영되도록 중요합니다. 이 절차는 AFM 칩, 캔틸레버 또는 팁이 파손될 수 있으므로 배치 중에 나사를 과도하게 조이지 않도록 주의하십시오. 공초점 현미경의 밝은 필드 옵션을 사용하여 초점 노브를 사용하여 교정 접시의 바닥을 찾습니다. 이 z 높이는 현미경 목표에 대하여 접시의 바닥이 있는 값으로 주의하십시오. z 스테퍼 모터를 작동하는 컴퓨터에서 AFM 시스템의 모터 제어판을 사용하여 AFM 캔틸레버를 샘플에서 2000 μm 이상으로 이동합니다. 양손을 사용하여 AFM 칩을 샘플 스테이지에 부드럽게 배치하여 AFM 헤드의 각 수직 점이 AFM 스테이지의 지정된 홈에 단단히 고정되어 있는지 확인합니다. AFM 헤드가 제자리에 있으면 캔틸레버 홀더가 요리에 얼마나 가까운지 시각적으로 확인합니다. AFM 헤드가 샘플 접시의 상단의 1mm 이내또는 너무 가깝게 보이는 경우, AFM 팁을 샘플쪽으로 낮추기 전에 z 스테퍼 모터를 사용하여 다시 내보세요. 브라이트필드 조명을 사용하여 AFM 소프트웨어의 z 스테퍼 모터 제어판을 사용하여 AFM 칩을 유리 접시 의 바닥으로 천천히 낮춥습니다. 기기 플랫폼에서 AFM 헤드의 X-y 또는 평면 모션을 제어하는 수동 마이크로미터를 찾습니다. 캔틸레버가 시야에 들어오면 AFM 헤드를 수정하여 시야 내에서 AFM 캔틸레버의 위치를 조정합니다. 접시의 바닥에 관한 위치는 이 시점에서 알려지지 않았기 때문에, AFM 팁이 페트리 접시에 충돌하지 않도록 100 ~ 200 μm의 단계로 낮춥습니다. 일반적으로 팁은 800 ~ 2000 μm을 낮아야 합니다. 팁이 낮아짐에 따라 현미경 소프트웨어 보기에 그림자가 나타나는 것을 지켜보며, 이는 AFM 팁이 접시의 바닥에 가까워지고 있음을 나타냅니다. 증가도를 20~50μm로 줄입니다. 공초점 소프트웨어의 LUTs 패널을 사용하여 팁이 접시안으로 낮아짐에 따라 카메라 이미지의 조회 테이블(LUT)을 조정해야 합니다. 주로 초점이 될 때까지 작은 단계를 사용하여 AFM 팁을 계속 낮춥니다. 팁의 일반적인 모양을 볼 수 있고 뷰 필드에 중심이 되도록 팁이 충분히 어둡게 되어 있는지 확인합니다. 또한 팁이 흐릿해 보이는지 확인하여 접시 바닥이 아직 발생하지 않았는지 확인합니다. 목표의 작업 거리를 염두에 두고 팁이 지금 초점을 맞출 수 있도록 현미경 초점을 조정합니다. 더 높은 배율 목표로 이동하기 전에 현미경 측정 도구를 사용하여 공초점 소프트웨어의 측정 도구 패널에 액세스하여 AFM 캔틸레버의 폭과 길이를 수집합니다. 이러한 측정값을 기록해 둡시다.참고: 샘플을 접시의 바닥에 충돌하지 않는 것이 중요하며, 이로 인해 샘플 접시가 AFM 팁과 접촉하여 잠재적으로 손상될 수 있습니다. 존재하는 경우, 레이저 광 필터를 제거하고, AFM 레이저가 켜져 있는지 확인, 레이저 빛이 광학에서 볼 수 있도록. 레이저 정렬 다이얼을 사용하여 레이저를 시야 및 AFM 팁 근처로 이동합니다. 레이저가 이 위치에 있으면 레이저 라이트 필터를 교체하십시오. 레이저 정렬 다이얼을 사용하여 AFM 팁이 캔틸레버에 있는 곳의 뒷면에 레이저를 배치합니다. 이 시점에서 레이저 정렬 패널은 0.0 V보다 큰 합계 신호를 판독해야 합니다. 합계 신호를 얻지 못하면 화면에 0.0 V보다 큰 신호가 판독될 때까지 수동으로 제어된 미러 노브를 사용하여 미러를 조정합니다. 최대 합계 신호가 달성될 때까지 AFM 캔틸레버의 모든 방향으로 소량으로 레이저를 이동하지만 위치는 AFM 팁에 있습니다. 레이저 위치가 설정되면 수동으로 제어된 편향 다이얼을 사용하여 수직 및 측면 편향을 0으로 설정합니다. AFM 소프트웨어의 레이저 정렬 패널을 관찰하고 AFM 헤드의 수직 및 측면 편향 노브를 사용하여 검출기를 정렬하여 대상이 중심(십자선 중앙의 빨간 점)을 중심으로 수직 또는 측면 편향이 없도록 정렬합니다. AFM 소프트웨어에서 교정 창을 엽니다. 모든 실험 특정 정보를 입력합니다. 보정하기 전에 공초점 현미경 광원을 끄고 해당되는 경우 AFM 인클로저를 닫아 실내 조명 또는 실내 진동에서 발생하는 잠재적 인 소음을 완화하십시오. 그런 다음 교정 버튼을 눌러 시스템이 팁을 교정할 수 있도록 합니다. 교정이 완료되면 캔틸레버(N/m)의 강성과 그 감도(nm/V)가 교정 패널 내에서 제공됩니다. 이후 분석에 대 한 이러한 참고. 스테퍼 모터로 AFM 캔틸레버를 최소 2000 μm로 철회합니다. 무대에서 AFM 머리를 가지고 교정 접시를 제거합니다. 원하는 목표를 회전하거나 삽입합니다. 시스템이 목표 간에 동일한 초점 평면을 유지하도록 프로그래밍된 경우 작업 거리의 목표 10%를 철회합니다. 이것이 석유 목표라면 목표의 눈에 1 방울의 침지 오일을 놓습니다.참고: 목표의 철회는 배치 중에 샘플 접시에 접촉하는 객관적인 가능성을 줄입니다. 시료 접시를 제자리에 단단히 고정하려면 면 봉면을 사용하여 샘플 단계 내의 샘플 링 가장자리 주위에 작은 진공 그리스를 적용하거나 샘플 클립을 사용합니다. 샘플 접시를 샘플 단계에 조심스럽게 로드합니다. 시료를 배치하면 그리스를 통해 샘플 홀더에 접시의 좋은 밀봉을 보장하기 위해 몇 번 회전합니다. 오일이 목표의 눈 위에 심을 때까지 접시의 바닥에 목표를 올립니다. 현미경을 사용하여, 무대에 AFM 헤드없이, 샘플이 초점되도록 이미징 시스템에 초점을 맞춥니다. 참조를 위해 이 z 높이를 참고하십시오. AFM 헤드를 플랫폼으로 조심스럽게 교체하십시오. z 스테퍼 모터를 사용하여 팁을 샘플쪽으로 낮춥춥습니다. AFM 팁이 낮아지므로 필요에 따라 밝은 필드 이미지의 조회 테이블(LUT)을 조정합니다. 팁이 거의 날카로워질 때까지 낮춥습니다. 수동으로 작동하는 AFM 팁 위치 마이크로미터를 사용하여 AFM 헤드를 이동하여 AFM 팁이 시야의 중앙 또는 왼쪽 에 있도록 합니다.참고: AFM의 z 높이가 3.6단계에서 이전에 지적되었기 때문에 AFM 팁을 낮추기 위해 더 큰 단계가 필요할 수 있지만, 그리스가 접시의 바닥에 추가되고 잠재적으로 오일이 목표에 추가되므로 이 값은 참조용입니다. 팁이 집중될 때 50 ~ 100 μm 단계를 수행하고 더 작게 조정하는 것이 좋습니다. AFM 헤드의 수동 마이크로미터를 사용하여 레이저 위치를 재조정합니다. 필요한 경우 각 노브를 조정하여 수직 및 측면 편향을 0으로 조정하고 샘플 접시에서 AFM 캔틸레버를 재보정합니다.참고: 캔틸레버가 샘플과 다른 매체로 보정된 경우 굴절률의 잠재적 인 변화를 설명하기 위해 스캔 매체에서 재보정되어야 합니다. 또한, 레이저는 소음 이나 온도 변화로 인해 캔틸레버의 뒷면에서 표류 할 수 있습니다. 필요에 따라 레이저를 재조정하고 유리 기판 위의 샘플 접시에서 비접촉 보정을 사용하는 경우에만 재보정합니다. 접촉 보정을 사용하는 경우 샘플 매체를 사용하여 교정 접시 내부를 재보정합니다. 고품질 공초점 현미경 이미지를 얻으려면 현재 감쇠 광 필터를 모든 AFM 레이저 광을 차단하는 필터로 교체하십시오. 이 라이트 필터는 AFM 레이저의 밝은 빛으로부터 간섭을 보장합니다. 일반적으로 아래쪽 화살표로 표시된 자동 접근 명령 버튼을 사용하여 팁을 샘플 접시의 아래쪽으로 낮춥춥습니다. 이미징 제어판에서 스캔의 크기/영역, 해상도, 설정점, z 길이 및 픽셀 시간(또는 보정/전파된 값을 사용)을 설정하고 스캔을 시작합니다. 스캔이 완료되면 AFM 칩50 – 100 μm을 들어 올려 샘플 접시의 새로운 측정 위치로 이동합니다. 새 위치가 발견되면 유리에 접근하고 3.21 및 3.22 단계를 따라 다시 스캔하기 시작합니다. 자동 저장 옵션을 선택하거나 저장을 클릭하여 각 개별 검색에서 생성된 각 파일을 수동으로 저장합니다. 4. 공초점 절차 공초점 운영 소프트웨어를 엽니다. 연결된 모든 주변 장치, 광원 및 컨트롤러가 켜져 정상적으로 작동하는지 확인합니다. 낮은 배율(10배 또는 20x)의 목표를 회전하거나 삽입하여 샘플을 봅니다. 샘플 접시가 있는 곳에서 안전한 작업 거리에 목표가 있는지 확인하고 필요한 경우 샘플과의 목표 충돌이 발생할 수 없도록 목표를 철회하십시오. 면 봉면을 사용하여 샘플 접시 링의 가장자리 주위에 진공 그리스를 두드려. 오일 목표를 사용하는 경우, 목표의 전면 렌즈에 침지 오일 한 방울을 놓습니다. 원하는 샘플을 샘플 단계에 배치합니다. 진공 그리스가 샘플 스테이지 인서츠에 단단한 결합을 생성하거나 샘플 클립을 사용하는지 확인하기 위해 샘플을 몇 번 회전합니다. 오일 목표를 사용하는 경우, 오일이 유리 바닥에 심지 있도록 접시의 바닥에 목표를 올립니다. 과도한 표백을 방지하려면 주변 조명을 최소화하십시오. 카메라 나 안구를 통해 밝은 필드 또는 에피소드 형광 모드를 사용하여 샘플을 찾고 초점 노브를 사용하여 여러 세포 또는 단일 세포를 포함하는 관심 영역에 초점을 맞춥니다. 종종 광학 현미경 내의 시야는 AFM 시스템(100 x 100 μm)의 x-y 스캐닝 창보다 큽니다. AFM 스캔 및 공초점 광학이 동일한 기능을 이미징할 수 있도록 AFM 소프트웨어의 모터 제어판을 사용하여 공초점 시야 내에서 AFM 위치를 조정합니다.참고: 시야 내에서는 일반적으로 셀이 몇 개뿐이므로 어떤 셀을 프로브할지 쉽게 확인할 수 있습니다. AFM이 수행됨에 따라 세포가 AFM 소프트웨어에서 표시되고, 거기에서 사용자는 특정 관심 영역을 찾아 프로브할 수 있습니다. 원하는 경우 샘플 라벨을 기반으로 카메라 또는 CLSM 모드를 사용하여 밝은 필드 또는 에피소드형으로 이미지를 캡처하고 노브에 초점을 맞추고 현미경 소프트웨어의 버튼을 캡처합니다. 현미경 소프트웨어를 사용하여 옵션을 선택하거나 패널을 열어 공초점기능(예:레이저 및 후속 매개 변수)을 활성화합니다. 이 옵션은 일반적으로 레이저 라인 파장 값에 의해 지적된다. 샘플을 염색하는 데 사용되는 염료에 적합한 레이저 라인을 선택합니다. 하나 또는 여러 개의 레이저 라인을 켜서 샘플에서 이러한 기능을 흥분시키고 이미지화합니다. 게인을 샘플 형광을 최적화하지만 소음 양을 제한하는 값으로 게인을 설정합니다. 일반적인 시작 값은 70의 이득입니다. 레이저 전원을 조정하여 포화 픽셀을 방지하지만 동적 범위를 최대화합니다. 레이저 전력의 일반적인 시작 범위는 1 – 3 %입니다. 핀홀 크기를 1 개의 Airy 장치로 설정하여 광학 단면에 대한 해상도를 최대화합니다. 샘플이 어둡고 레이저 전력이 이미 높으면 핀홀을 열어 z 축 해상도를 감소시키는 비용으로 신호를 증가시합니다. 픽셀 거주시간(즉,스캔 속도)을 설정합니다. 2 μs 거주 시간으로 시작하고 필요한 경우 샘플 밝기를 반영하도록 조정하십시오. 기기가 나이퀴스트 옵션 버튼과 이미지에서 선택한 픽셀 수를 통해 계산하도록 하여 선택한 목표에 대한 픽셀 크기/스캔 크기를 선택합니다.참고: 두꺼운 시료의 거주 시간이 길어지면 z 스택이 수집될 때 과도한 표백이 발생할 수 있습니다. 계측기 소프트웨어에서 스캔 옵션을 선택하고 데이터 수집을 시작합니다.참고: 기기에 레이저가 여러 개 있는 경우 각각을 독립적으로 최적화한 다음 다중 형광 이미지에 대해 동시에 실행될 수 있습니다. 포커스 노브를 사용하여 샘플에서 최적의 시야를 확대/축소하고 찾습니다. 시스템의 캡처 버튼을 사용하여 이미지를 캡처하고 샘플의 필요한 모든 파일 형식을 컴퓨터의 하드 드라이브 또는 로컬 외장 하드 드라이브의 원하는 위치/폴더에 저장합니다. 게인, 레이저 파워, 핀홀 크기, 샘플링 속도 및 기타 값을 계속 조정하여 이미지를 최적화합니다. 픽셀 채도 인덱스를 활성화하여 픽셀이 과도하게 포화상태인지 확인할 수 있습니다. 이 과포화가 존재하는 경우, 게인 및 레이저 전력을 재조정하여 포화 픽셀을 제거할 수 있습니다. LUT를 가이드로 사용하여 특정 조정을 합니다. 가능하면 소프트웨어에 패널 또는 버튼으로 표시되는 시스템의 나이퀴스트 샘플링 속도를 사용하여 이미지를 최대한 획득 가능한 해상도로 수집할 수 있습니다. 공초점 시스템의 z 스택 또는 이미지 볼륨 수집 도구를 활성화합니다. 하단-투-탑 옵션을 사용하여 레이저 라인이 하나뿐이며, 특히 샘플에서 피처를 가장 명확하게 비추는 레이저 라인을 사용하여 볼륨을 측정할 수 있도록 시작 및 마감 평면을 설정합니다. z 스택의 평면 간의 제안된 간격을 사용하여 기기및 사용된 레이저 라인에서 제공하는 최상의 축 해상도에 대한 Nyquist 샘플링 기준을 충족하도록 계산됩니다. 여러 레이저 라인을 사용하는 경우 간격을 계산하기 위해 가장 짧은 파장을 사용합니다. 수집이 완료되면 파일을 적절한 폴더에 저장합니다. 또는 샘플 두께에 대한 사전 지식이 있는 경우 가장 밝고 선명하게 나타나는 중간 평면을 선택하여 볼륨을 정의합니다. 이 경우 위쪽을 중간 평면 위와 아래의 샘플 두께의 절반으로 중간 평면 아래 두께의 절반으로 설정합니다. 이 시야의 샘플 수집이 완료되거나 샘플이 표백된 후 전동 또는 수동으로 제어된 스테이지를 사용하여 샘플에서 다른 관심 장소를 찾고 이미지 수집단계를 반복합니다. 5. 정리 절차 CLSM과 AFM의 모든 데이터 파일이 적절한 위치에 저장되도록 합니다. Z 스테퍼 모터를 사용하여 AFM 칩을 적어도 2000 μm 또는 시료 표면에 도착하기 위해 이동한 거리를 사용하여 철회합니다. 무대에서 AFM 헤드를 제거하고 조심스럽게 휴식 장소에 놓습니다. 현미경 목표를 철회하여 샘플에서 멀리 떨어져 있습니다. 오일 목표를 사용하는 경우 목표와 시료 기판 사이에 더 이상 접촉이 없을 정도로 목표를 철회해야 합니다. 장갑을 사용하여 샘플을 제거하고 시료 접시의 바닥에서 그리스와 기름을 청소하십시오. 새롭고 깨끗하고 빈 페트리 접시를 획득하고 70 % 에탄올 용액을 반에서 3 분의 1로 채웁니다. 샘플 홀더에 넣고 AFM 헤드를 교체하여 AFM 칩이 에탄올 용액에 5분 동안 담글 수 있도록 합니다. AFM 칩이 흡수되는 동안 실험 데이터를 외부 하드 드라이브에 복사하는 것이 좋습니다. AFM 칩을 에탄올 용액에 5분 이상 담은 후 AFM 헤드를 제거하고 휴게소에 넣습니다. 장갑을 사용하여 AFM 칩 홀더를 제거하고 마운팅 스테이션에 넣습니다. 고무 그립핀셋을 사용하여 AFM 칩을 조심스럽게 제거하십시오. 사용된 팁을 축 방향에서 나온 상자의 위치에 다시 배치하여 사용된 팁을 나타냅니다. 향후 참조의 경우 실험에서 사용된 팁을 참고합니다. 에탄올 용액으로 채워진 페트리 접시를 시스템에서 꺼내 액체와 접시를 폐기하십시오. 장갑, 렌즈 클리너 및 렌즈 물티슈를 사용하여 표준 프로토콜에 따라 현미경 목표에서 오일을 부드럽게 청소하십시오. 그리스를 제거하여 샘플 홀더를 청소하십시오. 생물 안전 프로토콜에 따라 모든 폐기물을 폐기하고 도구를 알려진 위치로 반환합니다. 컴퓨터에서 데이터 수집을 완료하고 종료합니다. 실험에 사용되는 모든 기기, 액세서리, 주변 장치 또는 기타 장치에 전원을 공급합니다.