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医学

Biventrikuläre Beurteilung der Herzfunktion und der Druck-Volumen-Schleifen durch Closed-Thorax-Katheterisierung bei Mäusen

Published: June 15, 2020
doi:
10.3791/61088
, , ,
1医学部,Queen’s University

概要

Hier wird ein Protokoll zur Beurteilung der biventrikulären Herzfunktion bei Mäusen vorgestellt, indem Druck-Volumen-Schleifen (PV) aus dem rechten und linken Ventrikel im selben Tier unter Verwendung einer geschlossenen Thoraxkatheterisierung erzeugt werden. Der Fokus liegt dabei auf dem technischen Aspekt der Chirurgie und der Datenerfassung.

Abstract

Die Beurteilung der Herzfunktion ist für die Durchführung kardiovaskulärer und pulmonal-vaskulärer präklinischer Forschung unerlässlich. Druck-Volumen-Schleifen (PV-Schleifen), die durch die Aufzeichnung von Druck und Volumen während der Herzkatheteruntersuchung erzeugt werden, sind für die Beurteilung der systolischen und diastolischen Herzfunktion von entscheidender Bedeutung. Die Funktion des linken und rechten Herzens sind eng miteinander verbunden, was sich in der ventrikulären Interdependenz widerspiegelt. Daher ist es wichtig, die biventrikuläre Funktion desselben Tieres aufzuzeichnen, um eine vollständige Beurteilung der Herzfunktion zu erhalten. In diesem Protokoll wird bei Mäusen ein geschlossener Thoraxansatz für die Herzkatheteruntersuchung gewählt, der mit der Art und Weise übereinstimmt, wie die Katheterisierung bei Patienten durchgeführt wird. Die Strategie des geschlossenen Brustkorbs ist zwar eine Herausforderung, aber ein eher physiologischer Ansatz, da das Öffnen des Brustkorbs zu großen Veränderungen der Vor- und Nachlast führt, die zu Artefakten führen, vor allem zu einem Abfall des systemischen Blutdrucks. Während die hochauflösende Echokardiographie zur Beurteilung von Nagetieren verwendet wird, ist die Herzkatheteruntersuchung von unschätzbarem Wert, insbesondere bei der Beurteilung des diastolischen Drucks in beiden Herzkammern.

Hier wird ein Verfahren beschrieben, um invasive, geschlossene, sequentielle links- und rechtsventrikuläre Druckvolumenschleifen (PV) mit geschlossenem Brustkorb und sequentieller Druckvolumen (PV) bei demselben Tier durchzuführen. PV-Schleifen werden mit Hilfe der Admittance-Technologie mit einem Maus-Druck-Volumen-Katheter und Druck-Volumen-Systemerfassung erfasst. Das Vorgehen wird beschrieben, beginnend mit der Halsdissektion, die für den Zugang zur rechten Halsvene und der rechten Halsschlagader erforderlich ist, über das Einführen und Positionieren des Katheters bis hin zur Datenerfassung. Anschließend werden die Kriterien diskutiert, die erforderlich sind, um die Anschaffung hochwertiger PV-Loops zu gewährleisten. Abschließend werden die Analyse der links- und rechtsventrikulären PV-Schleifen und die verschiedenen hämodynamischen Parameter zur Quantifizierung der systolischen und diastolischen Ventrikelfunktion kurz beschrieben.

Introduction

Nach Angaben der Weltgesundheitsorganisation (WHO) sind Herzerkrankungen weltweit die häufigste Todesursache bei Männern und Frauen 1,2,3. Viele Studien konzentrieren sich auf die Diagnose und Verbesserung der beeinträchtigten Herzfunktion4. Für diese Anwendungen ist eine qualitativ hochwertige und reproduzierbare Bewertung der Herzfunktion von entscheidender Bedeutung. Hochpräzise und reproduzierbare Katheterdaten sind erforderlich, um sowohl das ätiologische als auch das therapeutische Ansprechen zu beurteilen. Beispielsweise ist die Beurteilung der Herzfunktion unerlässlich, um die Wirksamkeit von Medikamenten und anderen Behandlungen in präklinischen Modellen des Myokardinfarkts zu bewerten5. Während sich viele kardiovaskuläre Studien auf die linksventrikuläre Funktion konzentrieren, ist die rechtsventrikuläre Funktion auch eine entscheidende Determinante der Funktionsfähigkeit und Prognose bei Patienten mit pulmonal-vaskulärer Erkrankung 6,7. Bei Patienten mit fortgeschrittener Herzinsuffizienz sind anhaltend erhöhte rechts- und linksseitige Füllungsdrücke prädiktiv für das kombinierte Risiko von Tod, kardiovaskulärem Krankenhausaufenthalt und Herztransplantation8. Bei kombinierten Aorten- und Mitralklappenerkrankungen ist die präoperative Myokardfunktion (die sich in Parametern wie Herzindex und linksventrikuläre Ejektionsfraktion widerspiegelt) der Hauptprädiktor für das Langzeitüberleben9. Die rechtsventrikuläre Funktion ist der wichtigste Prädiktor sowohl für die Morbidität als auch für die Mortalität bei pulmonaler arterieller Hypertonie10,11. Daher ist die Beurteilung der rechtsventrikulären Funktion ein notwendiger Bestandteil einer umfassenden präklinischen Studie mit Modellen der pulmonalen arteriellen Hypertonie12,13,14.

Die links- und rechtsventrikuläre Funktion werden oft unabhängig voneinander untersucht. Da die Funktionen des linken und rechten Ventrikels jedoch eng miteinander verbunden sind, ist es ideal, eine biventrikuläre Beurteilung der systolischen und diastolischen Funktion mit einem einzigen Test zu erhalten15. Zum Beispiel teilt der rechte Ventrikel schräge Fasern im interventrikulären Septum mit dem linken Ventrikel, der eines der mechanischen Bindeglieder zwischen der links- und rechtsventrikulären kontraktilen Funktion darstellt16,17. Dieses Phänomen, das als systolische ventrikuläre Interaktion bekannt ist, ermöglicht es der linksventrikulären Kontraktion, die rechtsventrikuläre Kontraktion zu verstärken. Wichtig sind auch ventrikuläre Interaktionen während der Diastole. Während der Diastole beeinflusst das Volumen eines Ventrikels das Volumen des gegenüberliegenden Ventrikels und verändert dadurch die diastolische Compliance und Vorlast18,19. Bei pathologischen Zuständen kann eine verminderte Funktion eines Ventrikels oder eine beeinträchtigte Volumenbelastung direkt oder indirekt die Funktion des anderen Ventrikels beeinträchtigen20. Als Folge der systolisch-ventrikulären Interaktion kann eine globale Abnahme der linksventrikulären Funktion die rechtsventrikuläre kontraktile Leistung verringern15. Bei Patienten mit Herzinsuffizienz aufgrund einer linksventrikulären systolischen Funktion und eines erhöhten enddiastolischen Drucks ist der Druck in der Lungenarterie erhöht, was indirekt die Nachlast des rechten Ventrikels erhöht21,22. Umgekehrt üben ein erhöhter rechtsventrikulärer Druck und eine Volumenüberlastung bei schwerer pulmonaler Hypertonie eine mechanische Kompression auf das linke Herz aus. Diese D-förmige Abflachung des linken Ventrikels, die durch eine Linksverschiebung des interventrikulären Septums verursacht wird, reduziert das linksventrikuläre Volumen und beeinträchtigt die systolische und diastolische Funktion 23,24,25,26,27. Daher ist die Beurteilung sowohl des linken als auch des rechten Ventrikels von entscheidender Bedeutung, um die globale Herzfunktion in präklinischen Modellen menschlicher Erkrankungen zu bewerten.

Die Herzfunktion kann auch durch nichtinvasive Echokardiographie, Magnetresonanztomographie (MRT) und invasive Katheteruntersuchung beurteiltwerden 28,29,30. Die Echokardiographie ist die am häufigsten verwendete Bildgebungsmethode in der kardiovaskulären Forschung, da sie relativ kostengünstig und zugänglich ist31. Die Echokardiographie hat jedoch mehrere technische Einschränkungen, darunter die indirekte Messung des Fülldrucks und die eingeschränkte Fähigkeit, die diastolische Funktion zu quantifizieren. Darüber hinaus ist die Qualität der durch die Echokardiographie gewonnenen Daten stark vom Bediener abhängig. Die kardiale MRT ist eine relativ neue Ergänzung des präklinischen Bildgebungsarsenals, die ein großes Potenzial für die quantitative Beurteilung der biventrikulären Funktion hat. Die Quantifizierung mit kardialer MRT ist genau, da sie im Gegensatz zur Echokardiographie keine geometrischen Annahmen über die ventrikuläre Form trifft32. Die MRT-Bildgebungsplattform ist jedoch teuer und nur selten verfügbar. Darüber hinaus erfordert die Verarbeitung von MRT-Daten die fachkundige Unterstützung durch einen Physiker oder einen gleichwertigen Wissenschaftler, die in vielen präklinischen Laboratorien fehlt33. In ähnlicher Weise liefert der Einsatz der Mikrocomputertomographie (MicroCT) in präklinischen Studien quantitative hochauflösende dreidimensionale (3D) anatomische Daten, die nicht-invasiv gewonnen werden können, was Längsschnittstudien ermöglicht34. Die MikroCT-Bildgebung erfordert jedoch die Injektion von Kontrastmitteln, die oft teuer sind. Die MicroCT-Bildgebungsplattform ist wie die MRT ebenfalls teuer und erfordert ebenfalls einen qualifizierten Techniker.

Im Gegensatz dazu ist die Katheterisierung eine invasive Technik, bei der ein Katheter in die rechte und/oder linke Herzkammer eingeführt wird, um Druck und/oder Volumen zu messen. Die für die Durchführung einer Herzkatheteruntersuchung erforderlichen Instrumente sind nicht so teuer wie Echokardiographie, CT oder MRT. Für die Katheterisierung und Kleintieranästhesie sind jedoch umfangreiche technische Kenntnisse erforderlich. Die Katheterisierung ermöglicht eine direkte und genaue Beurteilung der Herzfunktion28. In diesem Protokoll wird ein Aufnahme-PV-Katheter verwendet, um die Herzfunktion zu beurteilen. Diese Technologie, die auf den unterschiedlichen elektrischen Leitfähigkeitseigenschaften von Blut und Herzmuskel basiert, ermöglicht die gleichzeitige Aufzeichnung von Druck und Volumen in der Herzhöhle und die Erzeugung von PV-Schleifen in Echtzeit 5,35. Kurz gesagt, der Katheter besteht sowohl aus Erregungselektroden als auch aus Aufzeichnungselektroden. Die Erregungselektroden erzeugen ein elektrisches Feld in der rechten oder linken Herzkammer. Die innere Aufzeichnungselektrode misst die Spannungsänderung, die proportional zu einer Widerstandsänderung ist. Die Ableitung des ventrikulären Volumens basiert auf dem Ohmschen Gesetz (Spannung = Strom x Widerstand), aus dem die Leitfähigkeit (d. h. der Kehrwert des Widerstands) berechnet wird. In dieser Einstellung ist der gemessene Leitwert eine Kombination aus Blutleitwert und Muskelleitwert. Im elektrischen Feld ist Blut rein resistiv, während Muskeln sowohl kapazitive als auch resistive Eigenschaften haben. Die kapazitive Eigenschaft des Muskels bewirkt eine Zeitverzögerung des gemessenen Signals. Die Verfolgung dieser Verzögerung, die als “Phasenwinkel” bezeichnet wird, meldet das Eindringen von Herzgewebe in das Feld, wenn sich das Herz zusammenzieht. Diese Messung ist bei der Systole am größten und bei der Diastole am niedrigsten. Diese Eigenschaft ermöglicht die Trennung der Muskelkomponente des Leitwerts von der des Blutes und ermöglicht eine genaue Annäherung des absoluten systolischen und diastolischen Volumens. Druck-Volumen-Schleifen bieten eine Reihe von hämodynamischen Parametern, die mit anderen Methoden nicht ohne weiteres messbar sind, wie z. B. die einfache retrograde Katheterisierung mit flüssigkeitsgefüllten Kathetern zur Messung des Herzdrucks. Druck-Volumen-Schleifen messen den ventrikulären Druck, liefern aber auch Daten über Kontraktilität, Elastanz, Leistung, Energetik und Effizienz. Darüber hinaus liefern PV-Schleifen robuste quantitative Messungen36. So hat sich die Beurteilung der Herzfunktion durch PV-Schleifen, die durch Katheterisierung erzeugt werden, als Goldstandard in der präklinischen Forschung herausgestellt37. Darüber hinaus sind präklinische Techniken für menschliche Erkrankungen relevant, bei denen Herzkatheteruntersuchungen, wenn auch mit flüssigkeitsgefüllten Kathetern, üblich sind. Die Herzkatheteruntersuchung bei Nagetieren erfordert jedoch eine einwandfreie Anästhesie und eine hervorragende Technik, um übermäßigen Blutverlust, Hypoventilation oder Veränderungen der Körpertemperatur zu verhindern.

Bei menschlichen Patienten wird die Herzkatheteruntersuchung in geschlossener Thoraxkonfiguration durchgeführt und der Gefäßzugang erfolgt über die Vena jugularis oder subclavia für die rechte Herzkammer und die Arteria radialis oder femoralis für die linke Herzkammer. Aufgrund der geringen Größe der Mäuse ist der Ansatz mit geschlossenem Brustkorb oft eine Herausforderung. Daher verwenden Studien, die an Mäusen durchgeführt werden, häufig einen Ansatz mit offenem Brustkorb. Diese Technik beinhaltet die Öffnung des Thorax, wodurch das Herz freigelegt wird, und die Erleichterung des Einführens des Katheters durch Punktion der linken und/oder rechten ventrikulären Spitze38. Obwohl dieser Ansatz technisch weniger anspruchsvoll und ziemlich reproduzierbar ist, umfassen seine größten Einschränkungen Blutungen und andere Komplikationen beim apikalen Einführen von Kathetern sowie einen deutlichen Abfall des intrakardialen Drucks, der sich aus der Öffnung der Brusthöhle auf atmosphärischen Druck ergibt. Die Öffnung des Thorax bei einem belüfteten Nagetier führt zu einer Abnahme des linksventrikulären systolischen Drucks um 5–10 mm Hg und des rechtsventrikulären Drucks um 2–5 mm Hg39. Daher wurde ein geschlossener Thoraxansatz entwickelt, der für das Herz weniger traumatisch ist und physiologisch relevantere Messungen liefert, die leichter auf die klinische Beurteilung der Herzfunktion übertragen werden können.

Protocol

Alle Experimente wurden in Übereinstimmung mit den Biosicherheits- und Ethikrichtlinien der Queen’s University (ROMEO/TRAQ#6016826) durchgeführt. Die angewandten Verfahren wurden in Übereinstimmung mit den institutionellen Richtlinien durchgeführt. Dies ist ein endgültiges Verfahren. Aufgrund der Invasivität der Rechts- und Linkskatheterisierung sollten die Tiere unmittelbar nach der Datenerfassung euthanasiert werden. Die Euthanasie sollte gemäß den tierexperimentellen Richtlinien der Einrichtung durchgeführt werden. 1. Versuchsvorbereitung und -aufbau Legen Sie den Katheter 30 Minuten vor Beginn des Experiments bei Raumtemperatur in eine 10-ml-Spritze mit Kochsalzlösung/Heparin (Abbildung 1A). Kalibrieren Sie nach 30 Minuten den Katheter (z. B. Baseline- und Erfassungssystem) gemäß den Empfehlungen des Herstellers. Das Erfassungssystem zeigt hohe und niedrige Kalibrierungswerte an, die zur Kalibrierung des Erfassungssystems vor dem Start eines Experiments verwendet werden. Geben Sie diese Werte aus und stellen Sie sicher, dass sie übereinstimmen.Mit den Tasten “Pressure Balance Control”, “Coarse +/- ” oder “Fine +/-” stellen Sie den Grunddruckwert auf Null ein. Führen Sie eine Zwei-Punkt-Kalibrierung für High- und Low-Signal durch.Drücken Sie auf der Bedienkonsole im “Kathetermenü” auf “Systemeinstellung”. Drücken Sie im “Systemeinstellungsmenü” auf “Kalibrierungssignal senden”, um das Low-Signal zu senden. Stellen Sie sicher, dass Druck, Volumen, Phase und Größe bei 0 mm Hg, 0 μl, 0 ° bzw. 0 μs liegen. Drücken Sie “Enter”, um das High-Signal zu senden. Stellen Sie sicher, dass Druck, Volumen, Phase und Größe bei 100 mm Hg, 150 μl, 20° bzw. 5.000 μs liegen. Drücken Sie “Enter”, um zum “Systemeinstellungsmenü” zurückzukehren. Drücken Sie “6”, um zum “Kathetermenü” zurückzukehren. Drücken Sie dann auf “Daten erfassen”. Biegen Sie eine 30-G-Nadel auf ca. 90° (Abbildung 1B,C). Diese gebogene Nadel wird verwendet, um die Halsschlagadern und die Halsschlagader zu punktieren. 2. Anästhesie und Kontrolle der Körpertemperatur Legen Sie die Maus (28 g, C57BL/6 in diesem Protokoll) in eine Anästhesiekammer, die Anästhesiegas enthält (d. h. Sauerstoff 100%, Isofluran 3–4% für die Induktion). Wenn das Tier betäubt ist und nicht auf das Kneifen von Pfote oder Schwanz reagiert, legen Sie die Maus in Rückenlage auf das Heizkissen, das auf 37 °C eingestellt ist. Verbinden Sie die Maus mit der Atemschutzmaske über einen Nasenkonus, der eine Mischung aus 100 % Sauerstoff und 2 % Isofluran bereitstellt. Um die empfohlenen Beatmungseinstellungen automatisch zu berechnen, geben Sie das Gewicht des Tieres über den Touchscreen in die proprietäre Software des Beatmungsgeräts ein. Für die Berechnungen wird die folgende Formel verwendet:Tidalvolumen = 6,2 x Tiermasse1,01 (kg),Atemfrequenz = 53,5 x Tiermasse-0,26 (kg). Schalten Sie die Anästhesieleitung von der Anästhesiekammer bis zum Nasenkonus ein. Führen Sie den Temperaturfühler in das Rektum und den Pad-Fühler zwischen das Pad und die Rückseite der Maus ein, um die gewünschte Körpertemperatur auf 37 °C bis 37,5 °C einzustellen. Kontrollieren Sie die Temperatur des Tieres auf dem Bildschirm (Abbildung 2A,B). Klebe die Vorderpfoten und eine distale Pfote der Maus mit chirurgischem Klebeband an die Heizdecke, so dass eine Hinterpfote frei bleibe, um die Tiefe der Anästhesie zu überwachen. 3. Zugang zur Operationsstelle Führen Sie einen 2 cm langen H-förmigen ventralen Hirnschnitt in der Mittellinie vom Manubrium bis zur Höhe des Zungenbeins durch.Reflektieren Sie die Haut weg von den darunter liegenden Muskeln. Bei Bedarf können diese Muskeln zur besseren Visualisierung herausgeschnitten werden. Bewegen Sie die Unterkieferdrüse vorsichtig zur Seite. Das zervikale Weichgewebe präparieren und das Sternocleidomastoideus und den Musculus sternohyoideus mit einer Pinzette nach der stumpfen Dissektionsmethode freilegen. Teilen Sie die Faszie in der Mitte, die über dem paarigen Sternohyoideus liegt. Lassen Sie das paarige Sternohyoideum seitlich zurückziehen, um die Luftröhre freizulegen. Achten Sie darauf, die Halsschlagadern und die Vagusnerven, die entlang der Luftröhre verlaufen, nicht zu beschädigen. Führe eine Pinzette unter die Luftröhre, um sie anzuheben. Führen Sie dann eine 4.0 chirurgische Seidennaht unter der Luftröhre durch und machen Sie einen möglichen Knoten in der Mitte der Naht, der später festgezogen wird, um den Endotrachealtubus zu sichern (Abbildung 3A). Machen Sie mit einer Schere einen kleinen Schnitt zwischen den Knorpelringen der Luftröhre unterhalb der Höhe des Kehlkopfes. Führen Sie den Endotrachealtubus ein (Abbildung 3B). Schließen Sie die Trachealkanüle an das Beatmungsgerät an und beginnen Sie mit der Beatmung mit 100 % Sauerstoff und 2 % Isofluran. Ziehen Sie den Knoten um die Luftröhre fest, um den Endotrachealtubus zu sichern, und kleben Sie den Atemschutzschlauch an den Operationstisch. Stellen Sie sicher, dass die Luftröhre nicht verstopft oder kollabiert ist (Abbildung 3C). 4. Isolierung der rechten Halsschlagader und der rechten Halsschlagader Isolierung der rechten HalsschlagaderBei der stumpfen Dissektion wird der Musculus sternohyoideus seitlich verlagert, um die rechte Halsschlagader freizulegen und zu isolieren. Isolieren Sie die Halsschlagader vom Vagusnerv durch stumpfe Dissektion mit einer Pinzette. Es werden drei chirurgische Nähte (4.0) unterhalb der Halsschlagader durchgeführt, wobei der Vagusnerv ausgeschlossen ist. Isolierung der rechten HalsveneVerschieben Sie die Unterkiefer- und Ohrspeicheldrüse seitlich, um die rechte Halsvene sichtbar zu machen. Die rechte Halsvene stumpf mit einer Pinzette sezieren und freilegen. Sezieren Sie die Vene vorsichtig und entfernen Sie die umgebende Faszie. Führen Sie eine Pinzette unter die Halsvene. Führen Sie eine chirurgische Naht unter der Halsvene durch und binden Sie sie dann an der kranialen Seite der Vene ab. Üben Sie mit einer hämostatischen Klemme einen sanften Zug auf diese Naht in Richtung des Kopfes aus. Führen Sie zwei weitere Fäden unter der Halsvene durch. Ziehen Sie die am weitesten entfernte Naht vorsichtig mit einer hämostatischen Klemme in kaudaler Richtung. Mache einen lockeren, potentiellen Knoten in der mittleren Naht. Geben Sie einige Tropfen erwärmte, physiologische Kochsalzlösung auf das Gefäß an der Stelle der zu erwartenden Venotomie. 5. Chirurgische Eingriffe bei rechtsventrikulärer und linksventrikulärer Katheterisierung Rechtsventrikuläre Katheteruntersuchung (Abbildung 4 A–D).Identifizieren Sie mit dem Stereomikroskop die Halsvene. Wenden Sie sanft eine hervorragende Traktion auf die Vene an. Führen Sie eine Venotomie durch, indem Sie eine 30 G lange gebogene Nadel zwischen die Schädelnaht und die mittlere Naht einführen. Führen Sie die Nadel in einem Winkel von 140° zur Vene ein, um sicherzustellen, dass sie koaxial eindringt. Nach dem Einführen erweitern Sie die Venotomie, indem Sie die Nadel bewegen. Führen Sie die Katheterspitze unter der Nadel in die Venotomie ein. Binden Sie dann vorsichtig die mittlere Naht ab und sichern Sie den Katheter.HINWEIS: Achten Sie darauf, die Naht nicht zu fest zu binden, da übermäßige Kraft den Katheter beschädigen kann. Lösen Sie die kaudale Naht und schieben Sie den Katheter in die rechte Herzkammer, wobei die klassische rechtsventrikuläre Druckwellenform auf einem kontinuierlichen Monitor erfasst wird. Stabilisieren Sie den rechtsventrikulären Druck. Achten Sie auf die korrekte Positionierung des Katheters im rechten Ventrikel, um eine optimale PV-Schleife zu erzeugen.Stabilisieren Sie die Magnitude, die das Blut und die Muskeln widerspiegelt, um Druck-Magnituden-Schleifen zu erzeugen (d. h. Druck auf der Y-Achse, Größe der X-Achse). Falls erforderlich, drehen Sie den Katheterschaft vorsichtig, um eine optimale Platzierung des Katheters entlang der Achse der rechten Herzkammer zu erreichen.HINWEIS: Der maximale Phasenwert, der den Muskel widerspiegelt, sollte unter 7° liegen. Wenn das Druck-Magnituden-Schleifensignal optimal ist, drücken Sie während der Erfassung die Eingabetaste auf der Konsole, um einen Baseline-Scan durchzuführen. Stellen Sie sicher, dass die auf dem Monitor angezeigte Herzfrequenz in Schlägen pro Minute (bpm) in einem physiologischen Bereich liegt (d. h. 400–600 bpm). Generieren Sie die PV-Schleifen. Ändern Sie “Magnitude” in “Volume” als Parameter für die X-Achse und behalten Sie den Druck als Y-Achse bei. Wenn das PV-Schleifensignal optimal ist, nehmen Sie 30 Sekunden lang auf. Beenden Sie die Aufnahme. Ziehen Sie den Katheter zurück und wischen Sie ihn vorsichtig mit Gaze ab. Legen Sie den Katheter in Heparin/Natriumchlorid-Lösung und binden Sie die kaudale Naht ab, um Blutungen aus der Halsvene zu stoppen. Linksventrikuläre Katheteruntersuchung (Abbildung 5 A–D).Heben Sie die rechte Halsschlagader, die zuvor isoliert war (5A), vorsichtig an, indem Sie eine gekrümmte Pinzette unter die Arterie schieben. Binden Sie die vorherige Naht ab und verschließen Sie so die Arterie. Wenden Sie dann vorsichtig eine kranisch gerichtete Traktion mit einer hämostatischen Klemme an. Ziehen Sie die am weitesten entfernte Naht mit einer hämostatischen Klemme in kaudaler Richtung. Machen Sie einen lockeren potentiellen Knoten an der mittleren Naht. Geben Sie einige Tropfen erwärmte, physiologische Kochsalzlösung auf das Gefäß an der Stelle der zu erwartenden Arteriotomie. Fokussieren Sie sich mit dem stereotaktischen Mikroskop auf den Schädelschnitt zwischen der kaudalen und der mittleren Naht. Wenden Sie sanft eine überlegene Traktion auf die Arterie an. Führen Sie eine Arteriotomie durch, indem Sie eine 30 G lange gebogene Nadel zwischen die Schädelnaht und die mittlere Naht einführen. Führen Sie die Nadel in einem Winkel von 140° zur Arterie ein, um sicherzustellen, dass sie koaxial eintritt. Führen Sie die Katheterspitze in die Arteriotomie ein und ziehen Sie dann die mittlere Naht fest, um den Katheter zu sichern. Lösen Sie gleichzeitig die distale Naht und schieben Sie den Katheter in die Aorta, um mit der Aufzeichnung zu beginnen. Achten Sie darauf, dass der Druckkanal eine typische Aortenspur aufweist. Schieben Sie den Katheter retrograd über die Aortenklappe in die linke Herzkammer. Der Eintritt in die linke Herzkammer wird durch den plötzlichen deutlichen Abfall des diastolischen Drucks aus der Aorta deutlich. Stabilisieren Sie den linksventrikulären Druck. Achten Sie auf die korrekte Positionierung des Katheters in der linken Herzkammer, um eine optimale PV-Schleife zu erzeugen.Stabilisieren Sie die Magnitude, die das Blut und die Muskeln widerspiegelt, um Druck-Magnituden-Schleifen zu erzeugen (d. h. Druck auf der Y-Achse, Größe der X-Achse). Bei Bedarf ist der Katheterschaft vorsichtig zu drehen, um eine optimale Platzierung des Katheters entlang der Achse der linken Herzkammer zu erreichen.HINWEIS: Der maximale Phasenwert, der den Muskel widerspiegelt, sollte unter 7° liegen. Beenden Sie die Aufnahme. Ziehen Sie den Katheter zurück und legen Sie ihn in Heparin/Natriumchlorid-Lösung. Dann wird die kaudale Naht abgebunden. Reinigen Sie den Katheter mit einem enzymatischen Reinigungsmittel (z. B. Endozim).HINWEIS: Euthanasieren Sie das Tier nach der Operation gemäß den Richtlinien der Einrichtung für Tierstudien.  6. Datenanalyse Führen Sie die PV-Schleifenanalyse gemäß den festgelegten Empfehlungen durch.Wählen Sie die optimale Druck-Volumen-Spur (idealerweise eine vollständige, stabile 30-s-Aufzeichnung). Klicken Sie in der Software auf “Erweitert”, klicken Sie auf “Schleifen” und dann auf “Offline-Berechnung”. Wählen Sie Volumen als Volumenkanal und Druck als Druckkanal aus. Für konsistente Ergebnisse sind mindestens 20 Schleifen erforderlich.

Representative Results

Der Katheter wurde 30 Minuten vor der Katheterisierung in eine 10-ml-Spritze gelegt, die eine Lösung aus heparinisierter Kochsalzlösung bei Raumtemperatur enthielt (Abbildung 1A). Eine 30-G-Nadel wurde ~90° gebogen (Abbildung 1B, C) und eine Tracheotomieküle mit einem Durchmesser von 1,45 mm wurde hergestellt (Abbildung 1C). Die Aufrechterhaltung der physiologischen Körpertemperatur ist von entscheidender Bedeutung. Die Maus wurde mit Klebeband abgeklebt und über einen Nasenkegel mit dem Beatmungsgerät verbunden. Die Rückkopplungssonde wurde zwischen dem Pad und der Rückseite der Maus platziert. Eine Rektalsonde wurde eingeführt, um die Körpertemperatur des Tieres zu überwachen (Abbildung 2A). Die Körpertemperatur (37,1 °C) und die Temperatur der Ballen (40,7 °C) wurden überwacht (Abbildung 2B). Fotos der kritischen Schritte des Intubationsverfahrens sind in Abbildung 3A–C dargestellt. Eine erfolgreiche und ungehinderte Intubation führte zu einer regelmäßigen Atemfrequenz mit stabilem Spitzendruck (Abbildung 2B). Abbildung 4D zeigt die kritischen Schritte der Rechtsherzkatheteruntersuchung von der Isolierung der Halsvene (Abbildung 4A–C) bis zum Einführen des Katheters in die Jugularvene. Abbildung 5 zeigt die kritischen Schritte der Linksherzkatheteruntersuchung, einschließlich der Isolierung der rechten Halsschlagader (Abbildung 5 A,B) und des Einführens eines Katheters (Abbildung 5 C,D) Der Katheter wurde in die Halsvene eingeführt und in die rechte Herzkammer vorgeschoben. Dann wurde der rechtsventrikuläre Druck stabilisiert und die korrekte Positionierung überprüft. Alle Elektroden des Katheters (6 mm lange Achsenlänge) mussten sich innerhalb der rechten Ventrikelkammern befinden und durften nicht mit den Ventrikelwänden in Berührung kommen. Die optimale Positionierung des Katheters, wie in Abbildung 6A schematisch dargestellt, erzeugte optimale PV-Schleifen (d. h. dreieckig, regelmäßig). Eine unsachgemäße Positionierung, wie sie in Abbildung 6B schematisch dargestellt ist (d. h. Kontakt mit der Ventrikelwand), führt zu fehlerhaften PV-Schleifen (d. h. kollabierten und unregelmäßigen Schleifen). Der Katheter wurde in die Halsschlagader eingeführt, in die Aorta vorgeschoben und dann retrograd über die Aortenklappe in die linke Herzkammer vorgeschoben. Der linksventrikuläre Druck wurde stabilisiert und die Rechtspositionierung überprüft. Alle Elektroden des Katheters (6 mm Länge der Achse) sollten sich innerhalb der linken Herzkammern befinden und nicht mit den Ventrikelwänden in Berührung kommen. Die optimale Positionierung des Katheters, wie in Abbildung 6C schematisch dargestellt, erzeugte optimale PV-Schleifen (d. h. rechteckig, regelmäßig). Eine unsachgemäße Positionierung, wie sie in Abbildung 6D schematisch dargestellt ist (d. h. Kontakt mit der Ventrikelwand), führte zu fehlerhaften PV-Schleifen (d. h. kollabierte, nicht rechteckige und unregelmäßige Schleifen). Repräsentative Hämodynamiken, die durch linke und rechte PV-Schleifen erzeugt wurden, zeigten eine Herzfrequenz von 410 bpm, ein Herzzeitvolumen von 9.107 μl/min und ein Schlagvolumen von 24,5 μl. Spezifische rechtsventrikuläre Parameter zeigten einen rechtsventrikulären systolischen Druck von 21,9 mm Hg, einen rechtsventrikulären enddiastolischen Druck von 1,049 mm Hg, eine Ejektionsfraktion von 56,1 %, dp/dt max von 1.469 mm Hg/s, dp/dt max von -1.504 mm Hg/s, enddiastolisches Volumen von 38,4 μl, Schlagarbeit von 0,068 mJ, Druck-Volumen-Fläche von 0,089 mJ, pulmonal-arterielle Elastanz (Ea) von 0,83 mm Hg/μL und Tau-Faktor von 12,8 ms. Spezifische linksventrikuläre Parameter zeigten einen linksventrikulären systolischen Druck von 77,1 mm Hg, einen linksventrikulären enddiastolischen Druck von 2,33 mm Hg, eine Ejektionsfraktion von 59,1 %, dp/dt max von 4.695 mm Hg/s, dp/dt max von -3.553 mm Hg/s, ein enddiastolisches Volumen von 36,9 μl, eine Hubarbeit von 0,14 mJ, eine Druck-Volumen-Fläche von 0,22 mJ, arterielle Elastanz (Ea) von 5,37 mm Hg/μL und Tau-Faktor von 15,1 ms (Tabelle 1). Hämodynamische Parameter Personalwesen (BPM) 410,6 ± 23,3 CO (μl/min) 9107 ± 1016 SV (μl) 24,5 ± 2,3 RV-Funktion RVSP (mmHg) 21,9 ± 2,15 RVEDP (mmHg) 1,042 ± 0,12 EF (%) 56,1 ± 4,4 dP/dt max (mmHg/s) 1469 ± 170 dP/dt max (- mmHg/s) 1504 ± 215 EDV (μl) 38,4 ± 3,7 SW (mJoule) 0,068 ± 0,008 PVA (mJoule) 0,084 ± 0,009 Ea (mmHg/μL) 0,83 ± 0,09 Tau-Faktor (ms) 12,8 ± 0,8 LV-Funktion LVSP (mmHg) 77,1 ± 2,4 LVEDP (mmHg) 2,33 ± 0,17 EF (%) 59,1 ± 3,6 dP/dt max (mmHg/s) 4695 ± 355 dP/dt max (- mmHg/s) 3553 ± 373 EDV (μl) 36,9 ± 4,8 SW (mJoule) 0,14 ± 0,013 PVA (mJoule) 0,22 ± 0,03 Ea (mmHg/μL) 5,37 ± 0,9 Tau-Faktor (ms) 15.07 ± 1.7 CO, Herzzeitvolumen; Ea, arterielle Elastanz; EDV, enddiastolisches Volumen; Herzfrequenz, Herzfrequenz; LVEDP, linksventrikuläres enddiastolisches Volumen; LVSP, linksventrikulärer systolischer Druck; PVA, Druck-Volumen-Bereich; RVEDP, rechtsventrikulärer enddiastolischer Druck; RVSP, rechtsventrikulärer systolischer Druck; SV, Schlagvolumen; SW, Schlagarbeit; Tau-Faktor, Tau Mirsky. N= 6 Mäuse. Die Werte werden ± SEM ausgedrückt Tabelle 1: Tabelle der hämodynamischen Parameter. Links- und rechtsventrikulärer hämodynamischer Parameter, gemessen an sechs Mäusen. Abbildung 1: Versuchsvorbereitung und -aufbau. (A) Katheter in einer 10-ml-Spritze mit Kochsalzlösung/Heparin, (B), (C) 30 G Nadel, die um etwa 90° gebogen ist, (D) Tracheotomieküle, 1,45 mm Durchmesser. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen. Abbildung 2: Anästhesie, Kontrolle der Körpertemperatur. (A) Maus mit drei geklebten Pfoten, die über einen Nasenkegel mit dem Beatmungsgerät verbunden sind, mit Feedback- und Rektalsonden. Beachten Sie, dass sich das Wärmekissen unter der OP-Decke befindet. (B) Temperaturüberwachung, die die Körpertemperatur (rektal) und die Pad-Temperatur (Feedback) sowie die Beatmungsparameter anzeigt: Atemfrequenz (eingestellter RR), mittleres Tidalvolumen (Meas TV), Spitzendruck (PeakPress) und Minutenbeatmung (MinVol). Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen. Abbildung 3: Ablauf der Intubation. (A) Die Haut wurde weggezogen und zerschnitten. Die Unterkieferdrüse wurde vorsichtig zur Seite geschoben. Der Musculus sternocleidomastoideus und der Musculus sternohyoideus wurden auseinandergezogen und dann mit einer Pinzette unter die Luftröhre geführt, wobei eine sanfte, stumpfe Dissektion durchgeführt wurde. (B) Chirurgische Seide (4.0) wurde unter die Luftröhre geführt und ein kleiner Schnitt anterior zwischen zwei Knorpelringen der Luftröhre gemacht. Das Tracheostoma wurde eingesetzt und abgebunden. (C) Die Trachealkanüle wurde an das Beatmungsgerät angeschlossen und die Naht wurde um den Schlauch gebunden. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen. Abbildung 4: Rechtsventrikuläre Katheteruntersuchung. (A), (B), (C) Die rechte Halsvene wurde isoliert, dann wurde eine chirurgische Naht darunter geführt und an der kranialen Seite der Vene abgebunden. Auf diese Naht wurde mit einer hämostatischen Klemme eine sanfte Zugkraft in Richtung des Kopfes angewendet. Zwei weitere Nähte wurden distal unterhalb der Halsvene geführt. Die am weitesten entfernte Naht wurde mit einer hämostatischen Klemme vorsichtig in kaudaler Richtung gezogen. In der mittleren Naht wurde ein lockerer, potentieller Knoten gemacht. (D) Der Katheter wurde in die Halsvene eingeführt, die mittlere Naht wurde mit dem Katheter verbunden. Die Bilder in (C) und (D) werden durch ein Stereomikroskop vergrößert. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen. Abbildung 5: Linksventrikuläre Katheteruntersuchung. (A), (B) Die rechte Halsschlagader wurde isoliert, dann wurde eine chirurgische Naht unter die Halsvene geführt und an der kranialen Seite der Vene abgebunden. Auf diese Naht wurde mit einer hämostatischen Klemme eine sanfte Zugkraft in Richtung des Kopfes angewendet. Zwei weitere Nähte wurden unterhalb der Halsschlagader geführt. Die am weitesten entfernte Naht wurde mit einer hämostatischen Klemme vorsichtig in kaudaler Richtung gezogen. Es wurde ein lockerer, potentieller Knoten in der mittleren Naht gemacht. (C) Die Katheterspitze wurde in die Halsschlagader eingeführt und dann die mittlere Naht mit dem Katheter verbunden, um sie zu sichern. (D) Der Katheter wurde sanft retrograd entlang der Halsschlagader in Richtung Aorta vorgeschoben. Die Bilder in (B), (C), (D) werden durch ein Stereomikroskop vergrößert. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen. Abbildung 6: Schematische Darstellung der Katheterpositionierung und der daraus resultierenden PV-Schleifen. (A) Optimale Katheterpositionierung in der rechten Herzkammer. Die Spitze des Katheters befindet sich in der Mitte des Ventrikels und ist von den Ventrikelwänden isoliert. Repräsentative PV-Schlingen, die sich aus einer optimalen Katheterpositionierung im rechten Ventrikel ergeben (d.h. stabil, dreieckig). (B) Unsachgemäße Katheterpositionierung in der rechten Herzkammer. Die Spitze des Katheters steht in Kontakt mit den Ventrikelwänden. Repräsentatives PV-Schleifenrauschen, das aus einer suboptimalen Katheterpositionierung im rechten Ventrikel resultiert (d. h. kollabiert, unregelmäßig). (C) Optimale Katheterpositionierung in der linken Herzkammer. Die Spitze des Katheters befindet sich in der Mitte des Ventrikels und ist von den Ventrikelwänden isoliert. Repräsentative PV-Schlingen, die sich aus der optimalen Katheterpositionierung im linken Ventrikel ergeben (d. h. stabil, rechteckig). (D) Unsachgemäße Katheterpositionierung in der linken Herzkammer. Die Spitze des Katheters steht in Kontakt mit den Ventrikelwänden. Repräsentative PV-Schleifen, die aus einer suboptimalen Katheterpositionierung im linken Ventrikel resultieren (d. h. kollabiert, unregelmäßig). Ein 50 Hz FIR-Rauschfilter wurde verwendet, um die PV-Schleifen zu erzeugen. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Discussion

Die Beurteilung der Herzfunktion ist ein kritischer Schritt für die präklinische kardiovaskuläre und pulmonal-vaskuläre Forschung. In dieser Arbeit schlugen wir ein Protokoll für eine biventrikuläre Beurteilung der Herzfunktion bei Mäusen vor. Durch diesen Ansatz kann man die PV-Schleifen des rechten Ventrikels und des linken Ventrikels in derselben Maus erzeugen. Dieser Ansatz bietet eine robuste und vollständige Beurteilung der Herzfunktion und ermöglicht die Messung der systolischen und diastolischen Funktion sowie des Schlagvolumens und des Herzzeitvolumens. Im Gegensatz zum Ansatz des offenen Brustkorbs, der klassischerweise für die Katheterisierung von Nagetieren verwendet wird, führt diese Technik des geschlossenen Brustkorbs zu einer stabileren Physiologie und physiologisch relevanteren Daten. Obwohl es technisch anspruchsvoller ist und von den Fähigkeiten des Bedieners abhängt, um den Katheter erfolgreich in der rechten und linken Herzkammer zu positionieren, begrenzt der geschlossene Thoraxzugang das Trauma und die Blutungen, die mit einer Operation des offenen Brustkorbs verbunden sind, und reduziert die drastischen Druckänderungen, die mit der Exposition der Lunge gegenüber atmosphärischem Druck verbunden sind. Der Ansatz des geschlossenen Brustkorbs emuliert auch besser das Herzkatheterverfahren, das bei Patienten durchgeführt wird, was die Relevanz des Einsatzes dieser Technik in der präklinischen Forschung erhöht.

Der chirurgische Eingriff ist der kritische Schritt des Protokolls. Auch bei der Verwendung eines Operationsmikroskops für die Kathetereinführung in die Halsvene oder Halsschlagader, was empfohlen wird, erfordert dieses Verfahren Übung und technisches Geschick. Eine sorgfältige Dissektion der von den umgebenden Faszien befreiten Gefäße durch schonende, stumpfe Dissektion erhöht den Erfolg der Kanülierung und minimiert gleichzeitig das Blutungsrisiko. Um den Blutverlust zu minimieren, ist es wichtig, die Halsschlagader in aufeinanderfolgenden Schritten zu kannulieren: 1) Einführung der Katheterspitze in die Halsschlagader; 2) Binden Sie die Naht vorsichtig um den Teil der Arterie, der den Katheter enthält; 3) Lösen Sie die sichere Naht, so dass sich der Katheter bewegen kann, während die sanfte Aufwärtstraktion beibehalten wird, um Blutungen zu minimieren; und 4) den Katheter in die Aorta vorschieben. Die Positionierung des Katheters in der Herzkammer, wie sie durch Echtzeit-Wellenformüberwachung bestimmt wird, ist der schwierigste Teil dieses Protokolls. Alle Elektroden des Katheters sollten sich innerhalb der Ventrikelhöhle befinden und keine sollte die Wand berühren. Jede unsachgemäße Positionierung des Katheters führt zu unregelmäßigen PV-Schleifen und beeinträchtigt oder schließt die Datenerfassung aus. Das Erkennen der charakteristischen Druck-Volumen-Wellenform, die sich daraus ergibt, dass sich alle Elektroden im Ventrikel befinden, ermöglicht es einem, sich auf eine geeignete Katheterposition zu verlassen. Es ist wichtig, eine stabile ventrikuläre Druckwellenform und stabile Druck-Magnituden-Schleifen zu erhalten, bevor in den PV-Modus und die Volumenerfassung gewechselt wird. Richtige Kenntnisse der Herzphysiologie und -anatomie sind für den Erfolg dieses Eingriffs unerlässlich. Das Online-Ablesen der PV-Spuren aus dem Vorhof, dem Trikuspidalklappenbereich und der rechten Herzkammer zeigt das Vorrücken des Katheters und hilft bei der korrekten Positionierung. Es ist wichtig, die normale Herzfrequenz (400–600 Schläge pro Minute) und die zu erwartenden Wellenformen und Drücke (z. B. rechtsventrikulärer systolischer Druck 18–25 mm Hg, diastolischer Druck <5 mm Hg; linksventrikulärer systolischer Druck 60–120 mm Hg40, diastolischer Druck <8 mmHg) bei Mäusen zu kennen, damit der Bediener die Richtigkeit der beobachteten Daten beurteilen kann.

Die Qualität und Reproduzierbarkeit der Daten hängt von der Geschwindigkeit des Eingriffs und dem Blutverlust oder der Blutung ab. Die Prozedur von der Anästhesie bis zum Abschluss der Datenerfassung dauert durchschnittlich ~30–40 min/Maus. Die Rechtsherzkatheteruntersuchung vom Einführen des Katheters bis zur Datenerfassung dauert 5–10 Minuten, die Linksherzkatheteruntersuchung vom Einführen des Katheters bis zur Datenerfassung weitere 10–15 Minuten. Daten in Publikationsqualität werden in ~75% der Fälle gewonnen. Die Abfolge der Schritte bei der Herzkatheteruntersuchung sollte zwischen den Tieren konstant gehalten werden. Bei diesem Verfahren werden die Mäuse zunächst intubiert, gefolgt von der rechtsventrikulären Katheterisierung und schließlich der linksventrikulären Katheteruntersuchung. Die Entscheidung, in dieser Reihenfolge vorzugehen, basiert auf der größeren Schwierigkeit und dem größeren Blutungsrisiko bei einer Katheterisierung des linken Herzens im Vergleich zum rechten Herzen. Es kann ein unspezifisches 50 Hz-Rauschaufzeichnungsartefakt beobachtet werden. Dieses Rauschen konnte mit einem FIR-Filter mit einem hohen Cutoff bei 50 Hz und einem niedrigen Cutoff von 0 in der Software verringert werden. Erstellen Sie für den Lautstärkekanal einen neuen Kanal/Filter/FIR-Filter. Ein Notch-Filter von 50 Hz könnte auch während der Datenerfassung eingesetzt werden, um Netzrauschen zu eliminieren und Hochfrequenzstörungen zu beseitigen.

Je schneller die Katheterisierung erfolgt, desto besser ist die Qualität der Daten. Aufgrund bisheriger Erfahrungen wird empfohlen, die Daten innerhalb von 15 Minuten zu erfassen. Eine längere Katheterisierungszeit erhöht die physiologische Belastung des Tieres und erhöht das Risiko von Herzrhythmusstörungen aufgrund des Vorhandenseins des Katheters in der Kavität. Diese Kräfte können das Hubvolumen verringern und die Reproduzierbarkeit und Interpretierbarkeit der Wellenformen beeinträchtigen. Außerdem ist die Spitze des Katheters scharf und kann die Herzkammer beschädigen oder punktieren. Dies ist besonders wichtig für die rechte Herzkammer, die ~ 1/3 der Dicke der linken Herzkammer beträgt.

Die invasive Tracheostomie und die mechanische Überdruckbeatmung führen zu einer stabilen und kontrollierten Atmung der Mäuse und verringern die Variabilität der Erfassung der PV-Schleifen. Der exspiratorische Druck am positiven Ende (PEEP) steht jedoch im deutlichen Gegensatz zur normalen Beatmung, bei der es sich um ein Unterdruckphänomen handelt. Überdruckbeatmung und PEEP senken zusammen das Herzzeitvolumen und senken den Rechtsherzdruck. Daher sind mechanische Beatmung sowie kardiodepressive Effekte der Anästhesie zwar für die Erfassung stabiler Daten erforderlich, wirken sich jedoch auf die PV-Schleifen aus und sollten als Einschränkung in Betracht gezogen werden. Das vorübergehende Stoppen der mechanischen Belüftung während der kurzen Aufzeichnung von PV-Schleifen wird verwendet, um diese potenzielle Quelle von Artefakten zu eliminieren. Es ist zu beachten, dass die Belüftungseffizienz durch die Kapnographie-Überwachung von Kohlendioxid bestätigt werden kann.

Die technischen Fähigkeiten, die für den Closed-Chest-Ansatz erforderlich sind, können eine Einschränkung dieser Technik darstellen. Ebenso ist es schwierig, eine richtige, stabile Positionierung des Katheters in der Herzkammer zu erreichen. Die Erfolgschancen steigen mit der Erfahrung des Bedieners und mit der Größe und dem Gewicht der Mäuse. Die Katheterisierung von Mäusen unter 20 g ist eine große Herausforderung. Die einzigartige Kammergeometrie des rechten Ventrikels kann die Volumenmessung beeinflussen und sollte berücksichtigt werden. Das verwendete Anästhetikum, die Herzfrequenz, die Temperatur und die Tierbelastung können die hämodynamischen Parameter beeinflussen und sollten sorgfältig gemeldet und überwacht werden.

Zusammenfassend lässt sich sagen, dass in diesem Protokoll sowohl die rechts- als auch die linksventrikuläre Katheterisierung in derselben Maus durchgeführt werden. Abhängig von den spezifischen Zielen eines Wissenschaftlers kann die links- oder rechtsventrikuläre Katheterisierung unabhängig voneinander durchgeführt werden, wobei der entsprechende Teil des biventrikulären Verfahrens verwendet wird. Der vorgestellte Ansatz ist jedoch optimal für eine vollständige Beurteilung der Herzfunktion.

開示

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Die Autoren möchten sich für die Hilfe und Zusammenarbeit mit dem Personal der Queen’s University Animal Facility bedanken. Die Autoren möchten sich für die Hilfe von Austin Read, TMED MSc-Kandidat, bedanken.

Diese Studie wurde teilweise durch die Zuschüsse der U.S. National Institutes of Health (NIH) NIH 1R01HL113003-01A1 (S.L.A.), NIH 2R01HL071115-06A1 (S.L.A.), Canada Foundation for Innovation und der Queen’s Cardiopulmonary Unit (QCPU) 229252 und 33012 (S.L.A.), Tier 1 Canada Research Chair in Mitochondrial Dynamics and Translational Medicine 950-229252 (S.L.A.), Canadian Institutes of Health Research (CIHR) Foundation Grant CIHR FDN 143261, die William J. Henderson Foundation (S.L.A.), den Canadian Vascular Network Scholar Award (F.P.) und das Paroian Family Stipendium der pulmonary hypertension association of Canada (F.P.)

Materials

ADVantage Pressure-Volume System (ADV500) Transonic FY097B
Endozime AW triple plus Ruhof 34521
Fiber optic dual Gooseneck Volpi Intralux # 6000-1
Forceps F.S.T 11052-10
Forceps F.S.T 11251-20
Gauze sponges Dermacea 441400
Hemostatic clamp F.S.T 13003-10
Hemostatic clamp F.S.T 13018-14
Heparin sodium Sandoz 023-3086 100 U/L
High-fidelity admittance catheter Scisence; Transonic FTH-1212B-3518
Isofluorane Baxter CA2L9108
labScribe v4 software iworx LS-30PVL
Needle (30 gauge) BD 305106
sodium chloride injection Baxter JB1309M 0.9%(wt/vol)
Stereo microscope Cole-Parmer OF-48920-10
Surgical suture SERAFLEX ID158000 black braided silk, 4.0
Surgical tape 3M, Transpore SN770
Tabletop Single Animal Anesthesia Systems Harvard apparatus 72-6468
Tracheotomy canula 1.45 mm diameter Harvard apparatus 72-1410
Ventilator, far infrared warming pad for mice and rats PhysioSuite Kent scientific corporation # PS-02
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Potus, F., Martin, A. Y., Snetsinger, B., Archer, S. L. Biventricular Assessment of Cardiac Function and Pressure-Volume Loops by Closed-Chest Catheterization in Mice. J. Vis. Exp. (160), e61088, doi:10.3791/61088 (2020).
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