Nous décrivons et détaillons l’utilisation du système autonome translaminaire. Ce système utilise le segment postérieur humain pour réguler indépendamment la pression à l’intérieur du segment (intraoculaire) et entourant le nerf optique (intracrânien) afin de générer un gradient de pression translaminaire qui imite les caractéristiques de la neuropathie optique glaucomateuse.
Il existe actuellement un besoin non satisfait d’un nouveau modèle humain préclinique capable de cibler l’étiologie de la maladie ex vivo en utilisant la pression intracrânienne (PCI) et la pression intraoculaire (PIO) qui peuvent identifier divers paradigmes pathogènes liés à la pathogenèse du glaucome. Les modèles ex vivo de perfusion du segment antérieur humain ont déjà été utilisés et appliqués avec succès en tant que technologies efficaces pour la découverte de la pathogenèse du glaucome et l’essai de thérapies. Le dépistage préclinique des médicaments et la recherche effectuée sur les systèmes d’organes humains ex vivo peuvent être plus transposables à la recherche clinique. Cet article décrit en détail la génération et le fonctionnement d’un nouveau modèle de pression translaminaire humaine ex vivo appelé système autonome translaminaire (TAS). Le modèle TAS peut réguler indépendamment la PCI et la PIO à l’aide des segments postérieurs des donneurs humains. Le modèle permet d’étudier la pathogenèse de manière préclinique. Il peut réduire l’utilisation d’animaux vivants dans la recherche ophtalmique. Contrairement aux modèles expérimentaux in vitro, la structure, la complexité et l’intégrité des tissus de la tête du nerf optique (ONH) peuvent également être maintenues dans le modèle TAS ex vivo.
Les estimations mondiales de sondages récents suggèrent que 285 millions de personnes vivent avec une déficience visuelle, dont 39 millions sont aveugles1. En 2010, l’Organisation mondiale de la santé a documenté que trois des neuf principales causes de cécité répertoriées se produisent dans le segment postérieur de l’œil1. Les maladies oculaires du segment postérieur impliquent la rétine, la choroïde et le nerf optique2. La rétine et le nerf optique sont des extensions du système nerveux central (SNC) du cerveau. Les axones des cellules ganglionnaires rétiniennes (RGC) sont vulnérables aux dommages parce qu’ils sortent de l’œil par la tête du nerf optique (ONH) pour former le nerf optique3. L’ONH reste le point le plus vulnérable pour les axones RGC en raison du maillage 3D de faisceaux de tissu conjonctif appelé lamina cribrosa (LC)4. L’ONH est le site initial d’insulte aux axones RGC dans le glaucome5,6,7, et les changements d’expression génique au sein de l’ONH ont été étudiés dans des modèles d’hypertension oculaire et de glaucome8,9,10. Les axones RGC sont sensibles à l’ONH en raison des différences de pression entre le compartiment intraoculaire, appelé pression intraoculaire (PIO), et dans l’espace sous-arachnoïdien périoptique externe, appelé pression intracrânienne (ICP)11. La région LC sépare les deux zones, maintenant des différentiels de pression normaux, avec une PIO allant de 10 à 21 mmHg et une ICP de 5 à 15 mmHg12. La différence de pression à travers la lame entre les deux chambres est appelée gradient de pression translaminaire (TLPG)13. Un facteur de risque majeur de glaucome est la PIO14 élevée.
L’augmentation de la PIO augmente la tension à l’intérieur et à travers la région laminaire6,15,16. Des observations expérimentales chez l’homme et des modèles animaux présentent l’ONH comme étant le site initial de lésions axonales17,18. Le paradigme biomécanique du stress et de la souche liés à la PIO causant des dommages glaucomateux à l’ONH influence également la physiopathologie du glaucome19,20,21. Même si chez l’homme, les changements induits par la pression endommagent mécaniquement les axones RGC22, les rongeurs dépourvus de plaques collagènes dans la lame peuvent également développer un glaucome7,23. En outre, une PIO élevée reste le facteur de risque le plus important chez les patients atteints de glaucome primaire à angle ouvert, tandis que les patients atteints de glaucome de tension normale développent une neuropathie optique glaucomateuse même sans PIO élevée. En outre, il existe également un sous-ensemble de patients hypertendus oculaires qui ne présentent aucune lésion du nerf optique. Il a également été suggéré que la pression du liquide céphalo-rachidien (CSFp) pourrait jouer un rôle dans la pathogenèse du glaucome. Les preuves indiquent que la PCI est abaissée à environ 5 mmHg chez les patients atteints de glaucome par rapport aux individus normaux, provoquant ainsi une augmentation de la pression translaminaire et jouant un rôle crucial dans la maladie24,25. Auparavant, il a été démontré dans un modèle canin qu’en contrôlant les changements IOP et CSFp, il peut y avoir de grands déplacements du disque optique26. L’élévation du CSFp dans les yeux porcins a également montré une augmentation de la souche principale dans la région LC et le tissu neural rétrolaminaire. Une pression accrue sur les CGR et la région LC contribue au blocage du transport axonal et à la perte de CGR27. La dégénérescence progressive des CGR a été associée à la perte du soutien trophique28,29, à la stimulation des processus inflammatoires/ régulation immunitaire30,31 et aux effecteurs apoptotiques29,32,33,34,35. De plus, une lésion axonale (figure 3) provoque des effets néfastes sur les CGR, déclenchant une défaillance de la régénération36,37,38,39. Même si les effets de la PIO ont été bien étudiés, peu de recherches ont été effectuées sur les changements anormaux de pression translaminaire. La plupart des traitements du glaucome se concentrent sur la stabilisation de la PIO. Cependant, même si l’abaissement de la PIO ralentit la progression de la maladie, il n’inverse pas la perte de champ visuel et n’empêche pas la perte complète des CGR. Comprendre les changements neurodégénératifs liés à la pression dans le glaucome sera crucial pour prévenir la mort du RGC.
Les preuves actuelles indiquent que les modulations de pression translaminaire dues à divers changements mécaniques, biologiques ou physiologiques chez les patients souffrant de déficiences visuelles traumatiques ou neurodégénératives peuvent entraîner une perte de vision importante. À l’heure actuelle, il n’existe aucun véritable modèle préclinique de segment postérieur humain qui puisse permettre l’étude des dommages biomécaniques glaucomateux au sein de l’ONH humain ex vivo. L’observation et le traitement du segment postérieur de l’œil est un énorme défi en ophtalmologie27. Il existe des barrières physiques et biologiques pour cibler l’œil postérieur, notamment des taux d’élimination élevés, une barrière hémato-rétinienne et des réponses immunologiques potentielles40. La plupart des tests d’efficacité et d’innocuité pour les nouvelles cibles médicamenteuses sont réalisés à l’aide de modèles cellulaires in vitro et de modèles animaux in vivo41. L’anatomie oculaire est complexe et les études in vitro n’imitent pas avec précision les barrières anatomiques et physiologiques présentées par les systèmes de modèles tissulaires. Même si les modèles animaux sont une nécessité pour les études pharmacocinétiques, la physiologie oculaire de l’œil postérieur humain peut varier entre diverses espèces animales, y compris l’anatomie cellulaire de la rétine, le système vasculaire et l’ONH41,42.
L’utilisation d’animaux vivants nécessite des réglementations éthiques intensives et détaillées, un engagement financier élevé et une reproductibilité efficace43. Récemment, de nombreuses autres lignes directrices ont été suivies pour l’utilisation éthique des animaux dans la recherche expérimentale44,45,46. Une alternative à l’expérimentation animale est l’utilisation de modèles oculaires humains ex vivo pour étudier la pathogenèse de la maladie et l’analyse potentielle de médicaments pour protéger les dommages causés par les ONH. Le tissu post-mortem humain est une ressource précieuse pour étudier les paradigmes des maladies humaines, en particulier dans le cas des maladies neurodégénératives humaines, car l’identification des médicaments potentiels développés dans des modèles animaux nécessite la nécessité d’être traduisible à l’homme47. Le tissu de donneur humain ex vivo a été largement utilisé pour l’étude des troubles humains47,48,49, et les systèmes de culture d’organes de perfusion du segment antérieur humain ont déjà fourni un modèle ex vivo unique pour étudier la physiopathologie de la PIO50,51,52 élevée.
Pour étudier la pression translaminaire liée à la PIO et à la PCI dans les yeux humains, nous avons conçu et développé avec succès un système autonome translaminaire (TAS) à deux chambres qui peut réguler indépendamment la PIO et la PCI en utilisant les segments postérieurs des yeux de donneurs humains. Il s’agit du premier modèle humain ex vivo à étudier la pression translaminaire et à exploiter les effets biomécaniques du TLPG sur l’ONH.
Ce modèle TAS humain ex vivo peut être utilisé pour découvrir et classer les modifications cellulaires et fonctionnelles qui se produisent en raison d’une élévation chronique de la PIO ou de la PCI. Dans ce rapport, nous détaillons le protocole étape par étape de dissection, de configuration et de surveillance du modèle de segment postérieur humain TAS. Le protocole permettra à d’autres chercheurs de reproduire efficacement ce nouveau modèle de segment postérieur humain sous pression ex vivo pour étudier la pathogenèse des maladies biomécaniques.
Les tissus post-mortem humains sont une ressource particulièrement précieuse pour l’étude des maladies neurodégénératives humaines, car l’identification des médicaments potentiels développés dans des modèles animaux doit pouvoir être transposable aux humains47. Les effets de l’élévation de la PIO chez l’homme sont bien établis, mais peu de recherches ont été effectuées sur les changements anormaux de pression translaminaire de l’ONH. Même s’il existe plusieurs modèle…
The authors have nothing to disclose.
Ce projet a été financé par des fonds discrétionnaires de la Dre Colleen M. McDowell. Ce travail a été soutenu en partie par une subvention sans restriction de Research to Prevent Blindness, Inc. au département d’ophtalmologie et de sciences visuelles de l’UW Madison. Nous remercions les Drs Abbot F. Clark et Weiming Mao pour leur assistance technique avec le modèle de culture d’organes de perfusion. Nous remercions le Lions Eye Institute for Transplant and Research (Tampa, FL) d’avoir fourni les yeux de donneurs humains.
#122, 1-1/8" Inside x 1-5/16" Outside Diam, Viton O-Ring, 3/32" Thick, 755 Durometer 50 Pack |
Amazon | B07DRGPPZJ | |
114 Buna-N O-Ring, 70A Durometer, Black, 5/8" ID, 13/16" OD, 3/32" Width (Pack of 100) | Amazon | B000FMYRHK | |
30 mL Syringes without Needle | Vitality Medical | 302832 | |
3-Way Stopcock, 2 Female Luer Locks, Swivel Male Luer Lock, Vented Cap | QOSINA | 2C6201 | |
4-40 X 1/2 PH PAN MS SS/CHROME & appropriate sized phillips screwdriver | Brikksen Stainless Steel Fastners | PPMSSSCH4C.5 | |
ANPROLENE 16 LARGE AMPULE | Fisher Scientific | NC9085343 | |
Betadine | Purdue | PUR1815001EACH | |
Corning 100 x 20mm tissue-culture treated culture dishes | Sigma-Aldrich | CLS430167-100EA | |
Corning L-glutamine Solution | Fisher Scientific | MT25005CI | |
Covidien 3033 Curity Gauze Sponge, 4" x 4", 12-Ply, Sterile, 1200/CS | Med Plus Medical Supply | COV-3033-CS | |
Dressing Forceps Delicate Curved (serrated) | Katena | K5-4010 | |
Dumont #5 – Fine Forceps | F.S.T. | 11254-20 | |
Eye Scissors Standard Curved | Katena | K4-7410 | |
Falcon 150 x 15mm Plain Sterile Disposable Petri Dishes | Capitol Scientific | 351058 | |
Fisherbrand 4 oz. Specimen Containers | Fisher Scientific | 16-320-730 | |
Fisherbrand Instant Sealing Sterilization Pouches | Fisher Scientific | 01-812-54 | |
Fisherbrand Instant Sealing Sterilization Pouches | Fisher Scientific | 01-812-55 | |
Fisherbrand Instant Sealing Sterilization Pouches | Fisher Scientific | 01-812-58 | |
HyClone Dulbecco's Modified Eagles Medium | Fisher Scientific | SH3024302 | |
HyClone Penicillin Streptomycin 100X Solution | Fisher Scientific | SV30010 | |
Hydrophilic Filter with Female Luer Lock Inlet, Male Luer Slip Outlet, Blue and Clear | Qosina | 28217 | |
Hydrostatic pressure transducers, DELTRAN ® II, Catalog # DPT-200 with a 3CC/HR flow rate | AD instruments | DPT-200 | |
JG15-0.5HPX 15 Gauge 0.5" NT Premium Series Dispensing Tip 50/Box | Jenson Global | JG15-0.5HPX 15 | |
Keyence B2‐X710 microscope | Keyence | B2-X710 | |
LabChart 8 | AD instruments | LabChart 8 | |
Leica ST5020 Multi-stainer | Leica | ST5020 | |
Non-Vented Universal Luer Lock Cap, White | QOSINA | 65811 | |
Octal Bridge Amp (Model # FE228) | AD instruments | FE228 | |
Pharmco Products ETHYL ALCOHOL, 200 PROOF | Fisher Scientific | NC1675398 | |
Phosphate Buffered Solution (PBS) | Sigma-Aldrich | D8537-500ML | |
PowerLab 8/35 (Model # PL3508) | AD instruments | PL3508 | |
ProLong Gold Antifade Mountant with DAPI | ThermoFisher | P36935 | |
Push-to-Connect Tube Fitting for Air and Water Straight Adapter, 1/8" Tube OD x 1/8 NPT Male | McMAster-Carr | 7880T113 | |
Push-to-Connect Tube Fitting with Universal Thread for Air and Water, Adapter, 1/8" Tube OD x 1/8 Pipe | McMAster-Carr | 51235K101 | |
Saint-Gobain Tygon S3 E-3603 Flexible Tubing 500 ft. | Fisher Scientific | 14-171-268 | |
Superblock T20 | Fisher Scientific | PI37536 | |
Surgical Scissors – Sharp-Blunt | F.S.T. | 14001-14 | |
Tissue Forceps Delicate 1×2 Teeth Curved | Katena | K5-4110 | |
Translaminar Autonomous System (TAS) | University of North Texas Health Science Center | N/A | |
USA Size 030 O-ring Buna-N, B1000, 70 Durometer, Black, Buna-N (NBR, Nitrile, Buna) |
Marco Rubber & Plastics | B1000-030 |