概要

نموذج النظام المستقل عبرلامينار لتعديل الضغط داخل العين وداخل الجمجمة في الأجزاء الخلفية للمانحين البشريين

Published: April 24, 2020
doi:

概要

نحن نصف ونفصل استخدام نظام الحكم الذاتي عبرلامينار. يستخدم هذا النظام الجزء الخلفي البشري لتنظيم الضغط داخل الجزء (داخل العين) المحيط بالعصب البصري (داخل الجمجمة) بشكل مستقل لتوليد تدرج ضغط عبرلامينار يحاكي ميزات الاعتلال العصبي البصري الجلوكوماتو.

Abstract

هناك حاجة حالية غير ملباة لنموذج بشري جديد قبل السريري يمكنه استهداف مسببات الأمراض في الجسم الحي باستخدام الضغط داخل الجمجمة (ICP) والضغط داخل العين (IOP) الذي يمكنه تحديد النماذج المسببة للأمراض المختلفة المتعلقة بمسببات الأمراض الزرق. وقد سبق أن استخدمت نماذج ثقافة الأعضاء التشوية البشرية الحية بشكل ناجح وطبقت كتكنولوجيات فعالة لاكتشاف مسببات الأمراض الزرق واختبار العلاجات. يمكن أن يكون فحص الأدوية قبل السريرية والأبحاث التي أجريت على أجهزة الأعضاء البشرية السابقة للحيوية أكثر قابلية للترجمة إلى الأبحاث السريرية. تصف هذه المقالة بالتفصيل جيل وتشغيل نموذج ضغط عبرlaminar الإنسان الجديد في الجسم الحي يسمى النظام المستقل عبرlaminar (TAS). ويمكن لنموذج TAS أن ينظم بشكل مستقل برنامج المقارنات الدولية والمؤتمر الدولي للبراءات باستخدام شرائح بشرية من المانحين الخلفيين. يسمح النموذج لدراسة الإمراض بطريقة ما قبل السريرية. يمكن أن تقلل من استخدام الحيوانات الحية في أبحاث العيون. على النقيض من النماذج التجريبية في المختبر ، يمكن أيضا الحفاظ على بنية أنسجة رأس العصب البصري (ONH) وتعقيدها وسلامتها داخل نموذج EX vivo TAS.

Introduction

وتشير التقديرات العالمية في الدراسات الاستقصائية الأخيرة إلى أن 285 مليون شخص يعانون من ضعف البصر، بمن فيهم 39 مليون شخص مصابون بالعمى1. في عام 2010، وثقت منظمة الصحة العالمية أن ثلاثة من الأسباب الرئيسية التسعة المذكورة للعمى تحدث في الجزء الخلفي من العين1. أمراض العين الجزء الخلفي تنطوي على شبكية العين، المشيمية، والعصب البصري2. الشبكية والعصب البصري هما امتدادات الجهاز العصبي المركزي (CNS) للدماغ. تكون محاور عصبية خلية العقدة الشبكية (RGC) عرضة للتلف لأنها تخرج من العين من خلال رأس العصب البصري (ONH) لتشكيل العصب البصري3. يبقى ONH النقطة الأكثر عرضة للمكونات RGC بسبب شبكة ثلاثية الأبعاد من حزم الأنسجة الضامة تسمى cribrosa الصفيحة (LC)4. وONH هو الموقع الأولي للإهانة إلى محاور RGC في الزرق5,6,7, وقد درست التغيرات التعبير الجيني داخل ONH في ارتفاع ضغط الدم العيني والزرق models8,9,10. محاور RGC عرضة في ONH بسبب فروق الضغط بين المقصورة داخل العين، وتسمى الضغط داخل العين (IOP)، وداخل الفضاء الخارجي تحت العنكبوتية المحيطة بالبطانية، ودعا الضغط داخل الجمجمة (ICP)11. تفصل منطقة LC كلا المنطقتين، وتحافظ على فروق الضغط الطبيعية، حيث يتراوح معدل IOP بين 10-21 مم زئبق و ICP من 5 إلى 15 مم زئبق12. ويسمى فرق الضغط من خلال الصفيحة بين الغرفتين تدرج الضغط عبرلامينار (TLPG)13. عامل الخطر الرئيسي للزرق هو ارتفاع IOP14.

زيادة IOP يزيد من سلالة داخل وعبر المنطقة صفح6,15,16. تقدم الملاحظات التجريبية في البشر والنماذج الحيوانية ONH كموقع أولي للتلف المحوري17,18. النموذج الميكانيكي الحيوي للإجهاد والإجهاد المرتبط ب IOP الذي يسبب تلف الزرق في ONH يؤثر أيضا على الفيزيولوجيا المرضية للجلوكوما19،20،21. على الرغم من أن التغيرات الناجمة عن الضغط على البشر تلحق ضررا ميكانيكيا بمكونات RGC22 ، إلا أن القوارض التي تفتقر إلى الصفائح الكولاجينية داخل الصفيحة يمكن أن تتطور أيضا إلى الزرق 7،23. بالإضافة إلى ذلك ، لا يزال ارتفاع IOP عامل الخطر الأبرز في مرضى الزرق في الزاوية المفتوحة الأولية ، في حين أن مرضى الجلوكوما التوتر الطبيعي يصابون باعتلال الأعصاب البصرية الزرقاء حتى بدون IOP مرتفعة. وعلاوة على ذلك، هناك أيضا مجموعة فرعية من مرضى ارتفاع ضغط الدم العيني التي تظهر أي تلف الأعصاب البصرية. وقد اقترح أيضا أن ضغط السائل النخاعي (CSFp) قد تلعب دورا في مسببات الأمراض الزرق. وتشير الأدلة إلى أن برنامج المقارنات الدولية يخفض إلى ~5 ملم زئبق في مرضى الزرق مقارنة بالأفراد العاديين، مما يسبب زيادة الضغط عبر اللمينر ويلعب دورا حاسما في المرض24,25. في السابق ، كان من الواضح في نموذج ال ، أنه من خلال التحكم في تغييرات IOP و CSFp ، يمكن أن يكون هناك إزاحات كبيرة من القرص البصري26. كما أظهر رفع CSFp في عيون البورسين زيادة السلالة الرئيسية داخل منطقة LC والأنسجة العصبية retrolaminar. وتساهم زيادة الضغط على RGCs ومنطقة LC في انسداد النقل المحوري وفقدان RGCs27. وقد ارتبط الانحطاط التدريجي ل RGCs بفقدان الدعم الغذائي28,29، وتحفيز العمليات الالتهابية/التنظيم المناعي30,31، والمؤثرات المبرمج29,32,33,34,35. بالإضافة إلى ذلك، تسبب الإصابة المحورية (الشكل 3) آثارا ضارة على RGCs، مما يؤدي إلى فشل تجديدي36,37,38,39. على الرغم من أن آثار IOP قد درست بشكل جيد، وقد أجريت الحد الأدنى من البحوث على تغيرات ضغط عبرlaminar غير طبيعية. تركز معظم علاجات الزرق على تثبيت IOP. ومع ذلك ، على الرغم من أن خفض IOP يبطئ تطور المرض ، فإنه لا يعكس فقدان المجال البصري ويمنع الخسارة الكاملة ل RGCs. سيكون فهم التغيرات العصبية المرتبطة بالضغط في الزرق أمرا حاسما لمنع وفاة RGC.

تشير الأدلة الحالية إلى أن تعديل الضغط عبرلامينار بسبب التغيرات الميكانيكية أو البيولوجية أو الفسيولوجية المختلفة في المرضى الذين يعانون من إعاقات بصرية مؤلمة أو عصبية يمكن أن يسبب فقدانا كبيرا للرؤية. حاليا، لا يوجد نموذج حقيقي الجزء الخلفي البشري قبل السريرية التي يمكن أن تسمح لدراسة الضرر الميكانيكا الحيوية الزرقاء داخل ONH الإنسان السابق فيفو. مراقبة وعلاج الجزء الخلفي من العين هو تحد كبير في طب العيون27. هناك حواجز جسدية وبيولوجية لاستهداف العين الخلفية، بما في ذلك ارتفاع معدلات الإزالة، حاجز الدم الشبكية، والاستجابات المناعية المحتملة40. يتم إنجاز معظم اختبارات الفعالية والسلامة لأهداف الأدوية الجديدة باستخدام النماذج الخلوية المختبرية وفي النماذج الحيوانية الحية41. تشريح العين معقد، والدراسات المختبرية لا تحاكي بدقة الحواجز التشريحية والفسيولوجية التي تقدمها أنظمة نموذج الأنسجة. على الرغم من أن النماذج الحيوانية هي ضرورة للدراسات الدوائية، قد تختلف فسيولوجيا العين بالعين الخلفية البشرية بين أنواع الحيوانات المختلفة، بما في ذلك التشريح الخلوي للشبكية، الأوعية الدموية، و ONH41،42.

يتطلب استخدام الحيوانات الحية لوائح أخلاقية مكثفة ومفصلة ، والتزاما ماليا عاليا ، وقابلية فعالة لإعادة الإنتاج43. وفي الآونة الأخيرة، تلت ذلك مبادئ توجيهية أخرى متعددة للاستخدام الأخلاقي للحيوانات في البحوث التجريبية44,45,46. البديل لاختبار الحيوانات هو استخدام نماذج العين البشرية في الجسم الحي السابق للتحقيق في مسببات الأمراض والتحليل المحتمل للأدوية لحماية أضرار ONH. الأنسجة البشرية بعد الوفاة هي مورد قيم لدراسة نماذج الأمراض البشرية ، خاصة في حالة الأمراض العصبية البشرية ، لأن تحديد الأدوية المحتملة التي تم تطويرها في النماذج الحيوانية يتطلب الحاجة إلى أن تكون قابلة للترجمة إلى humans47. وقد استخدمت الأنسجة المانحة البشرية في الجسم الحي على نطاق واسع لدراسة الاضطرابات البشرية47,48,49، وقد قدمت نظم زراعة الأعضاء الأمامية البشرية نموذج ا فريدا من نوعه لدراسة الفيزيولوجيا المرضية ل IOP50,51,52 المرتفعة.

لدراسة الضغط عبرlaminar المتعلقة IOP و ICP في عيون الإنسان، ونحن بنجاح تصميم وتطوير نظام مستقل عبرlaminar غرفتين (TAS) التي يمكن أن تنظم بشكل مستقل IOP و ICP باستخدام شرائح الخلفي من عيون المانحين الإنسان. هذا هو أول نموذج الإنسان في الجسم الحي لدراسة الضغط عبرlaminar واستغلال الآثار الميكانيكية الحيوية من TLPG على ONH.

يمكن استخدام هذا النموذج TAS الإنسان السابق فيفو لاكتشاف وتصنيف التعديلات الخلوية والوظيفية التي تحدث بسبب الارتفاع المزمن لل IOP أو ICP. في هذا التقرير، نقوم بتفصيل بروتوكول تشريح وإعداد ومراقبة نموذج الجزء الخلفي البشري TAS. سيسمح البروتوكول للباحثين الآخرين بإعادة إنتاج نموذج الجزء الخلفي البشري المضغوط الجديد بشكل فعال لدراسة مسببات الأمراض الميكانيكية الحيوية.

Protocol

تم الحصول على العيون وفقا لأحكام إعلان هلسنكي للبحوث التي تنطوي على الأنسجة البشرية. ملاحظة: تم حصاد عيون من بنوك العيون ذات السمعة الطيبة (على سبيل المثال، معهد ليونز للعيون للزراعة والبحوث وتامبا فلوريدا) في غضون 6-12 ساعة من الوفاة وتم اختبار مصل المتبرع لالتهاب الكبد B وال…

Representative Results

تصميم وإنشاء نظام مستقل عبرلامينارفرق ضغط عبرlaminar هو آلية رئيسية محتملة في الإمراض من الأمراض المختلفة، بما في ذلك الزرق. وتشمل استخدامات النموذج الموصوف، على سبيل المثال لا الحصر، دراسة الزرق (ارتفاع IOP، وربما انخفاض برنامج المقارنات الدولية)، وإصابات الدماغ الرضية (ICP مرتفعة…

Discussion

الأنسجة البشرية بعد الوفاة هي مورد قيم بشكل خاص لدراسة الأمراض العصبية البشرية لأن تحديد الأدوية المحتملة التي تم تطويرها في النماذج الحيوانية يجب أن تكون قابلة للترجمة إلى humans47. آثار ارتفاع IOP الإنسان راسخة، ولكن تم إجراء الحد الأدنى من البحوث على تغييرات غير طبيعية في الضغ?…

開示

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

وكان تمويل هذا المشروع من خلال الأموال التقديرية للدكتورة كولين م. ماكدويل. وقد دعم هذا العمل جزئيا بمنحة غير مقيدة من مؤسسة البحوث لمنع العمى، إلى قسم طب العيون والعلوم البصرية في جامعة ويسكونسن ماديسون. نشكر الدكتورين أبوت ف. كلارك ووايمينغ ماو على مساعدتهما التقنية في نموذج ثقافة الأعضاء التغلغلية. نشكر معهد ليونز للعيون لزراعة الأعضاء والبحوث (تامبا، فلوريدا) على توفير عيون المتبرعين البشريين.

Materials

#122, 1-1/8" Inside x 1-5/16" Outside Diam, Viton O-Ring, 3/32" Thick,
755 Durometer 50 Pack
Amazon B07DRGPPZJ
114 Buna-N O-Ring, 70A Durometer, Black, 5/8" ID, 13/16" OD, 3/32" Width (Pack of 100) Amazon B000FMYRHK
30 mL Syringes without Needle Vitality Medical 302832
3-Way Stopcock, 2 Female Luer Locks, Swivel Male Luer Lock, Vented Cap QOSINA 2C6201
4-40 X 1/2 PH PAN MS SS/CHROME & appropriate sized phillips screwdriver Brikksen Stainless Steel Fastners PPMSSSCH4C.5  
ANPROLENE 16 LARGE AMPULE Fisher Scientific NC9085343  
Betadine Purdue PUR1815001EACH  
Corning 100 x 20mm tissue-culture treated culture dishes Sigma-Aldrich CLS430167-100EA  
Corning L-glutamine Solution Fisher Scientific MT25005CI
Covidien 3033 Curity Gauze Sponge, 4" x 4", 12-Ply, Sterile, 1200/CS Med Plus Medical Supply COV-3033-CS
Dressing Forceps Delicate Curved (serrated) Katena K5-4010
Dumont #5 – Fine Forceps F.S.T. 11254-20
Eye Scissors Standard Curved Katena K4-7410
Falcon 150 x 15mm Plain Sterile Disposable Petri Dishes Capitol Scientific 351058
Fisherbrand 4 oz. Specimen Containers Fisher Scientific 16-320-730
Fisherbrand Instant Sealing Sterilization Pouches Fisher Scientific 01-812-54
Fisherbrand Instant Sealing Sterilization Pouches Fisher Scientific 01-812-55
Fisherbrand Instant Sealing Sterilization Pouches Fisher Scientific 01-812-58
HyClone Dulbecco's Modified Eagles Medium Fisher Scientific SH3024302
HyClone Penicillin Streptomycin 100X Solution Fisher Scientific SV30010
Hydrophilic Filter with Female Luer Lock Inlet, Male Luer Slip Outlet, Blue and Clear Qosina 28217
Hydrostatic pressure transducers, DELTRAN ® II, Catalog # DPT-200 with a 3CC/HR flow rate AD instruments DPT-200
JG15-0.5HPX 15 Gauge 0.5" NT Premium Series Dispensing Tip 50/Box Jenson Global JG15-0.5HPX 15
Keyence B2‐X710 microscope Keyence B2-X710
LabChart 8 AD instruments LabChart 8
Leica ST5020 Multi-stainer Leica ST5020
Non-Vented Universal Luer Lock Cap, White QOSINA 65811
Octal Bridge Amp (Model # FE228) AD instruments FE228
Pharmco Products ETHYL ALCOHOL, 200 PROOF Fisher Scientific NC1675398
Phosphate Buffered Solution (PBS) Sigma-Aldrich D8537-500ML
PowerLab 8/35 (Model # PL3508) AD instruments PL3508
ProLong Gold Antifade Mountant with DAPI ThermoFisher P36935
Push-to-Connect Tube Fitting for Air and Water Straight Adapter, 1/8" Tube OD x 1/8 NPT Male McMAster-Carr 7880T113
Push-to-Connect Tube Fitting with Universal Thread for Air and Water, Adapter, 1/8" Tube OD x 1/8 Pipe McMAster-Carr 51235K101
Saint-Gobain Tygon S3 E-3603 Flexible Tubing 500 ft. Fisher Scientific 14-171-268
Superblock T20 Fisher Scientific PI37536
Surgical Scissors – Sharp-Blunt F.S.T. 14001-14
Tissue Forceps Delicate 1×2 Teeth Curved Katena K5-4110
Translaminar Autonomous System (TAS) University of North Texas Health Science Center N/A
USA Size 030 O-ring Buna-N, B1000, 70 Durometer, Black, Buna-N
(NBR, Nitrile, Buna)
Marco Rubber & Plastics B1000-030

参考文献

  1. Pascolini, D., Mariotti, S. P. Global estimates of visual impairment: 2010. The British Journal of Ophthalmology. 96 (5), 614-618 (2012).
  2. Bastawrous, A., et al. Posterior segment eye disease in sub-Saharan Africa: review of recent population-based studies. Tropical Medicine & International Health. 19 (5), 600-609 (2014).
  3. Morgan, J. E. Circulation and axonal transport in the optic nerve. Eye. 18 (11), 1089-1095 (2004).
  4. Burgoyne, C. F. A biomechanical paradigm for axonal insult within the optic nerve head in aging and glaucoma. Experimental Eye Research. 93 (2), 120-132 (2011).
  5. Quigley, H. A., Addicks, E. M. Chronic experimental glaucoma in primates. II. Effect of extended intraocular pressure elevation on optic nerve head and axonal transport. Investigative Ophthalmology, Visual Science. 19 (2), 137-152 (1980).
  6. Quigley, H. A., Addicks, E. M., Green, W. R., Maumenee, A. E. Optic nerve damage in human glaucoma. II. The site of injury and susceptibility to damage. Archives of Ophthalmology. 99 (4), 635-649 (1981).
  7. Howell, G. R., et al. Axons of retinal ganglion cells are insulted in the optic nerve early in DBA/2J glaucoma. The Journal of Cell Biology. 179 (7), 1523-1537 (2007).
  8. Johnson, E. C., Jia, L., Cepurna, W. O., Doser, T. A., Morrison, J. C. Global changes in optic nerve head gene expression after exposure to elevated intraocular pressure in a rat glaucoma model. Investigative Ophthalmology, Visual Science. 48 (7), 3161-3177 (2007).
  9. Howell, G. R., et al. Molecular clustering identifies complement and endothelin induction as early events in a mouse model of glaucoma. Journal of Clinical Investigation. 121 (4), 1429-1444 (2011).
  10. Qu, J., Jakobs, T. C. The Time Course of Gene Expression during Reactive Gliosis in the Optic Nerve. PloS one. 8 (6), 67094 (2013).
  11. Berdahl, J. P., Fautsch, M. P., Stinnett, S. S., Allingham, R. R. Intracranial pressure in primary open angle glaucoma, normal tension glaucoma, and ocular hypertension: a case-control study. Investigative Ophthalmology, Visual Science. 49 (12), 5412-5418 (2008).
  12. Berdahl, J. P., Allingham, R. R. Intracranial pressure and glaucoma. Current Opinion in Ophthalmology. 21 (2), 106-111 (2010).
  13. Morgan, W. H., et al. The correlation between cerebrospinal fluid pressure and retrolaminar tissue pressure. Investigative Ophthalmology, Visual Science. 39 (8), 1419-1428 (1998).
  14. Leske, M. C., Connell, A. M., Wu, S. Y., Hyman, L. G., Schachat, A. P. Risk factors for open-angle glaucoma. The Barbados Eye Study. Archives of Ophthalmology. 113 (7), 918-924 (1995).
  15. Quigley, H. A., Green, W. R. The histology of human glaucoma cupping and optic nerve damage: clinicopathologic correlation in 21 eyes. Ophthalmology. 86 (10), 1803-1830 (1979).
  16. Burgoyne, C. F., Downs, J. C., Bellezza, A. J., Hart, R. T. Three-dimensional reconstruction of normal and early glaucoma monkey optic nerve head connective tissues. Investigative Ophthalmology, Visual Science. 45 (12), 4388-4399 (2004).
  17. Diekmann, H., Fischer, D. Glaucoma and optic nerve repair. Cell and Tissue Research. 353 (2), 327-337 (2013).
  18. Nickells, R. W., Howell, G. R., Soto, I., John, S. W. Under pressure: cellular and molecular responses during glaucoma, a common neurodegeneration with axonopathy. Annual Review of Neuroscience. 35, 153-179 (2012).
  19. Burgoyne, C. F., Downs, J. C. Premise and prediction-how optic nerve head biomechanics underlies the susceptibility and clinical behavior of the aged optic nerve head. Journal of Glaucoma. 17 (4), 318-328 (2008).
  20. Sigal, I. A., Ethier, C. R. Biomechanics of the optic nerve head. Experimental Eye Research. 88 (4), 799-807 (2009).
  21. Sigal, I. A., Flanagan, J. G., Tertinegg, I., Ethier, C. R. Modeling individual-specific human optic nerve head biomechanics. Part I: IOP-induced deformations and influence of geometry. Biomechanics and Modeling in Mechanobiology. 8 (2), 85-98 (2009).
  22. Morgan, J. E., Jeffery, G., Foss, A. J. Axon deviation in the human lamina cribrosa. The British Journal of Ophthalmology. 82 (6), 680-683 (1998).
  23. Danias, J., et al. Quantitative analysis of retinal ganglion cell (RGC) loss in aging DBA/2NNia glaucomatous mice: comparison with RGC loss in aging C57/BL6 mice. Investigative Ophthalmology, Visual Science. 44 (12), 5151-5162 (2003).
  24. Berdahl, J. P., Allingham, R. R., Johnson, D. H. Cerebrospinal fluid pressure is decreased in primary open-angle glaucoma. Ophthalmology. 115 (5), 763-768 (2008).
  25. Fleischman, D., Allingham, R. R. The role of cerebrospinal fluid pressure in glaucoma and other ophthalmic diseases: A review. Saudi Journal of Ophthalmology. 27 (2), 97-106 (2013).
  26. Morgan, W. H., et al. Optic disc movement with variations in intraocular and cerebrospinal fluid pressure. Investigative Ophthalmology, Visual Science. 43 (10), 3236-3242 (2002).
  27. Feola, A. J., et al. Deformation of the Lamina Cribrosa and Optic Nerve Due to Changes in Cerebrospinal Fluid Pressure. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 58 (4), 2070-2078 (2017).
  28. Koeberle, P. D., Bahr, M. Growth and guidance cues for regenerating axons: where have they gone. Journal of Neurobiology. 59 (1), 162-180 (2004).
  29. Kermer, P., Klocker, N., Bahr, M. Neuronal death after brain injury. Models, mechanisms, and therapeutic strategies in vivo. Cell and Tissue Research. 298 (3), 383-395 (1999).
  30. Koeberle, P. D., Gauldie, J., Ball, A. K. Effects of adenoviral-mediated gene transfer of interleukin-10, interleukin-4, and transforming growth factor-beta on the survival of axotomized retinal ganglion cells. 神経科学. 125 (4), 903-920 (2004).
  31. Kipnis, J., et al. Neuronal survival after CNS insult is determined by a genetically encoded autoimmune response. The Journal of Neuroscience : The Official Journal of the Society for Neuroscience. 21 (13), 4564-4571 (2001).
  32. Isenmann, S., Wahl, C., Krajewski, S., Reed, J. C., Bahr, M. Up-regulation of Bax protein in degenerating retinal ganglion cells precedes apoptotic cell death after optic nerve lesion in the rat. The European Journal of Neuroscience. 9 (8), 1763-1772 (1997).
  33. Kermer, P., et al. Caspase-9: involvement in secondary death of axotomized rat retinal ganglion cells in vivo. Brain research. Molecular Brain Research. 85 (1-2), 144-150 (2000).
  34. Kermer, P., Klocker, N., Labes, M., Bahr, M. Inhibition of CPP32-like proteases rescues axotomized retinal ganglion cells from secondary cell death in vivo. The Journal of Neuroscience : The Official Journal of the Society for Neuroscience. 18 (12), 4656-4662 (1998).
  35. Kikuchi, M., Tenneti, L., Lipton, S. A. Role of p38 mitogen-activated protein kinase in axotomy-induced apoptosis of rat retinal ganglion cells. The Journal of Neuroscience : The Official Journal of the Society for Neuroscience. 20 (13), 5037-5044 (2000).
  36. Barron, K. D., Dentinger, M. P., Krohel, G., Easton, S. K., Mankes, R. Qualitative and quantitative ultrastructural observations on retinal ganglion cell layer of rat after intraorbital optic nerve crush. Journal of Neurocytology. 15 (3), 345-362 (1986).
  37. Misantone, L. J., Gershenbaum, M., Murray, M. Viability of retinal ganglion cells after optic nerve crush in adult rats. Journal of Neurocytology. 13 (3), 449-465 (1984).
  38. Bahr, M. Live or let die – retinal ganglion cell death and survival during development and in the lesioned adult CNS. Trends in Neurosciences. 23 (10), 483-490 (2000).
  39. Klocker, N., Zerfowski, M., Gellrich, N. C., Bahr, M. Morphological and functional analysis of an incomplete CNS fiber tract lesion: graded crush of the rat optic nerve. Journal of Neuroscience Methods. 110 (12), 147-153 (2001).
  40. Del Amo, E. M., et al. Pharmacokinetic aspects of retinal drug delivery. Progress in Retinal and Eye Research. 57, 134-185 (2017).
  41. Rousou, C., et al. A technical protocol for an experimental ex vivo model using arterially perfused porcine eyes. Experimental Eye Research. 181, 171-177 (2019).
  42. Vézina, M. . Assessing Ocular Toxicology in Laboratory Animals. , 1-21 (2012).
  43. de Boo, J., Hendriksen, C. Reduction strategies in animal research: a review of scientific approaches at the intra-experimental, supra-experimental and extra-experimental levels. Alternatives to Laboratory Animals. 33 (4), 369-377 (2005).
  44. Kirk, R. G. W. Recovering The Principles of Humane Experimental Technique: The 3Rs and the Human Essence of Animal Research. Science, Technology, & Human Values. 43 (4), 622-648 (2018).
  45. Burden, N., Chapman, K., Sewell, F., Robinson, V. Pioneering better science through the 3Rs: an introduction to the national centre for the replacement, refinement, and reduction of animals in research (NC3Rs). Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 54 (2), 198-208 (2015).
  46. Singh, J. The national centre for the replacement, refinement, and reduction of animals in research. Journal of Pharmacology and Pharmacotherapeutics. 3 (1), 87-89 (2012).
  47. White, K., et al. Effect of Postmortem Interval and Years in Storage on RNA Quality of Tissue at a Repository of the NIH NeuroBioBank. Biopreservation and Biobanking. 16 (2), 148-157 (2018).
  48. Ervin, J. F., et al. Postmortem delay has minimal effect on brain RNA integrity. Journal of Neuropathology & Experimental Neurology. 66 (12), 1093-1099 (2007).
  49. Heinrich, M., Matt, K., Lutz-Bonengel, S., Schmidt, U. Successful RNA extraction from various human postmortem tissues. International Journal of Legal Medicine. 121 (2), 136-142 (2007).
  50. Johnson, D. H., Tschumper, R. C. Human trabecular meshwork organ culture. A new method. Investigative Ophthalmology, Visual Science. 28 (6), 945-953 (1987).
  51. Gottanka, J., Chan, D., Eichhorn, M., Lutjen-Drecoll, E., Ethier, C. R. Effects of TGF-beta2 in perfused human eyes. Investigative Ophthalmology, Visual Science. 45 (1), 153-158 (2004).
  52. Pang, I. H., McCartney, M. D., Steely, H. T., Clark, A. F. Human ocular perfusion organ culture: a versatile ex vivo model for glaucoma research. Journal of Glaucoma. 9 (6), 468-479 (2000).
  53. Aryee, M. J., Gutierrez-Pabello, J. A., Kramnik, I., Maiti, T., Quackenbush, J. An improved empirical bayes approach to estimating differential gene expression in microarray time-course data: BETR (Bayesian Estimation of Temporal Regulation). BMC Bioinformatics. 10, 409 (2009).
  54. Feola, A. J., et al. Finite Element Modeling of Factors Influencing Optic Nerve Head Deformation Due to Intracranial Pressure. Investigative Ophthalmology, Visual Science. 57 (4), 1901-1911 (2016).
  55. Downs, J. C. Optic nerve head biomechanics in aging and disease. Experimental Eye Research. 133, 19-29 (2015).
  56. Downs, J. C., Roberts, M. D., Burgoyne, C. F. Mechanical environment of the optic nerve head in glaucoma. Optometry and Vision Science. 85 (6), 425-435 (2008).
  57. Downs, J. C., et al. Viscoelastic characterization of peripapillary sclera: material properties by quadrant in rabbit and monkey eyes. Journal of Biomechanical Engineering. 125 (1), 124-131 (2003).
  58. Wagner, A. H., et al. Exon-level expression profiling of ocular tissues. Experimental Eye Research. 111, 105-111 (2013).
  59. Pels, E., Beele, H., Claerhout, I. Eye bank issues: II. Preservation techniques: warm versus cold storage. International Ophthalmology. 28 (3), 155-163 (2008).
  60. Reinhard, K., et al. Hypothermia Promotes Survival of Ischemic Retinal Ganglion Cells. Investigative Ophthalmology, Visual Science. 57 (2), 658-663 (2016).

Play Video

記事を引用
Sharma, T. P., Curry, S. M., Lohawala, H., McDowell, C. Translaminar Autonomous System Model for the Modulation of Intraocular and Intracranial Pressure in Human Donor Posterior Segments. J. Vis. Exp. (158), e61006, doi:10.3791/61006 (2020).

View Video